Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1 Литературы 8
1.1. Землеудобрительные биопрепараты для растениеводства и их значение в современном земледелии 8
1.2. Номенклатура биопрепаратов 13
1.2.1. Азотфиксирующие биопрепараты 14
1.2.2. Биоконтрольные биопрепараты 18
1.2.3. Ризосферные микроорганизмы, способствующие росту и развитию растений 20
1.2.4. Биопрепараты комплексного действия 21
1.3. Механизмы действия микроорганизмов на растения 22
1.3.1 Способность ризосферных бактерий увеличивать количество других доступных элементов питания 23
1.3.2 Синтез рост регулирующих веществ 24 {
1.3.3 Защита растений от стрессов 25
1.4. Эффективность биопрепаратов и условия их функционирования 26
1.5. Культивирование микроорганизмов 31
1.6. Носители и их свойства 41
1.7. Применение и эффективность биопрепаратов (сочетание с агротехнологиями) в различных агроэкологических условиях 42
1.8. Технология применения биопрепаратов 46
1.9. Экономическое, экологическое и социальное значение использования биопрепаратов 47
ГЛАВА 2. Материалы и методы 50
2.1. Использованные микроорганизмы 50
2.2. Растительный материал 54
2.3. Носители бактерий (субстраты) 54
2.4. Питательные и стабилизирующие добавки 57
2.5. Условия культивирования 60
2.6. Состав комплексов микроэлементов 66
2.7. Схемы опытов и методика проведения исследований 67
ГЛАВА 3. Оптимизация параметров препаратов симбиотических и ассоциативных ризобактерии на основе вермикулита 73
3.1. Влияние компонентов среды на титр бактерий в препарате 75
3.2. Влияние различных температурных режимов хранения на качество биопрепаратов 81
3.3. Зависимость титра ризобактерий от влажности препарата 84
ГЛАВА 4. Жидкая форма биопрепаратов 86
4. 1. Динамика численности R. galegae при выращивании на бобовой среде при разных температурных режимах 86
4.2. Влияние добавок глицерина на титр R. galegae 87
4.3. Влияние добавок гуматов калия и глицерина 1 на титр R. galegae 89
4.4. Влияние сорбата калия на титр R. galegae 91
4.5. Влияние добавок КМЦ, КМЦ + сорбат калия и КМЦ + сорбат калия + глицерин на титр R. galegae 93
4.6. Влияние добавок на длительность срока хранения жидкой формы препарата R. galegae 96
ГЛАВА 5. Эффективность биопрепаратов имеющих различную влажность 99
ГЛАВА 6. Эффективность новых форм биопрепаратов на фоне комплекса микроэлементов 109
ГЛАВА 7. Сравнение эффективности жидкой, торфяной и вермикулитнои формы биопрепаратов 119
Выводы 128
Список литературы
- Азотфиксирующие биопрепараты
- Применение и эффективность биопрепаратов (сочетание с агротехнологиями) в различных агроэкологических условиях
- Условия культивирования
- Влияние добавок гуматов калия и глицерина 1 на титр R. galegae
Азотфиксирующие биопрепараты
Современный этап интенсификации земледелия связан с широким применением минеральных удобрений, химических средств защиты растений от болезней, сорняков и вредителей, специализированных севооборотов и рациональных способов обработки почв, мелиорации земель и др. Все эти воздействия на почву приводят к перестройке экологической обстановки, что, в свою очередь, отражается на структуре микробного сообщества почвы и его биологической активности.
Проблема биологического азота возникла с развитием земледельческой культуры. Издавна из практической агрономической деятельности человека было известно, что бобовые растения повышают плодородие почвы.
Ещё в III - I вв. до н.э. об этом писали греческий философ Теофраст и римляне Катон, Варро, Плиний и Вергилий.
Биологическая азотфиксация существовала на ранних стадиях развития живой материи и особенно тесно связана с распространением на Земле растительности. Необходимость же атмосферного азота для роста растений выявилась с развитием земледелия.
Несмотря на быстрый рост производства минеральных удобрений, многие культуры получают все же недостаточное количество азота.
Прянишников Д.Н. указывал, что "...при таких размерах посевной площади и громадном выносе азота нечего и думать решать азотный вопрос в целом с помощью химической промышленности — в основе он должен быть решен через культуру азотособирателей" (Прянишников, 1962).
Первое научное объяснение способности бобовых растений накапливать азот принадлежит французскому агрохимику Буссенго (1838) (Фёдоров, 1949). Он установил, что клевер и другие бобовые обогащают почву азотом, зерновые же и корнеплоды истощают. Эти факты он связал со способностью бобовых растений фиксировать азот из воздуха. Позже, в 1886-1888 гг. Хелльригель и Вильфарт установили связь между фиксацией азота и корневыми клубеньками бобовых (Шлегель, 1987) и выделили клубеньковые бактерии.
Обогащение субстратов азотом в результате деятельности свободно-живущих микроорганизмов впервые было показано французским ученым Жоденом более 120 лет назад (Мишустин, 1972).
В 1894 г. С.Н. Виноградский выделил из почвы анаэробную бактерию Clostridium Pasterianum, фиксирующую газообразный азот (Шильникова, Серова, 1983). В дальнейшем список азотфиксаторов пополнился новыми видами микроорганизмов - представителей других систематических групп.
Возможность использовании клубеньковых бактерий для повышения урожайности бобовых растений явилась сразу же после их открытия и была осуществлена в 1896 г. (Voelcker, 1896) выпуском первого препарата клубеньковых бактерий под названием "нитрагин", содержащий 6 разновидностей клубеньковых бактерий, внесённых в стерильную почву. Однако результаты, полученные с этим препаратом, оказались непостоянными; в дальнейшем понадобилось много труда, чтобы усовершенствовать методику его приготовления и способы применения; в 1903 г. при постановке полевых опытов удалось добиться хороших результатов. Успехи вновь возбудили интерес к этому удобрительному препарату и вызвали появление на свет ряда других аналогичных препаратов. Но результаты их применения оказались далеко не такими постоянными, как можно было ожидать: наряду с хорошими получались и плохие. Неудачи объяснялись прежде всего неудовлетворительным качеством препаратов. Некоторые из них были сильно заражены посторонней микрофлорой и содержали малое количество клубеньковых бактерий (Фёдоров, 1949). Прибавка урожая при использовании нитрагина колебалась от 10 до 60%, в зависимости от культуры и почв, на которых проводились опыты.
В Америке в этот период были выпущены два бактериальных препарата: нитрокультура Дж. Т. Мура (клубеньковые бактерии, высушенные на ва те) и нитробактерии В.Б. Боттомеля (также сухой препарат клубеньковых бактерий, выращенных на питательной среде) (Шильникова, Серова, 1983).
Кроме этих препаратов в Германии были выпущены в продажу приготовленные профессором Кюном жидкие формы нитрагина, представляющие чистые культуры клубеньковых бактерий в почвенной стерильной суспензии и твёрдые формы с добавлением агара.
В России в 1906 г. (Доросинский, 1971) были выпущены два вида нитрагина: почвенный и сухой. В настоящее время его производство почвенного нитрагина имеет ограниченное значение, так как технология довольно сложна и трудоёмка при выполнении отдельных операций. Более перспективна технология производства сухого нитрагина.
Сухой нитрагин - порошок светло-серого цвета, содержащий в 1 г не менее 9 млрд. жизнеспособных бактерий в смеси с наполнителем. Влажность не превышает 5-7%. Промышленное производство имеет типичную схему. Необходимо отметить, что важно подбирать штаммы, устойчивые к высушиванию. Для производства посевного материала исходную культуру клубеньковых бактерий выращивают на агаризованной среде, содержащей отвар бобовых семян, 2% агара и 1% сахарозы, затем культуру размножают в колбах на жидкой питательной среде в течение 1-2 суток при 28-30С и рН 6.5-7.5. На всех этапах промышленного культивирования применяют питательную среду, включающую такие компоненты, как меласса, кукурузный экстракт, минеральные соли в виде сульфатов аммония и магния, мел, хлорид натрия и двузамещенный фосфат калия. Основная ферментация идет при тех же условиях в течение 2-3 суток. Готовую культуральную жидкость сепарируют, в результате получается биомасса в виде пасты с влажностью 70-80%. Пасту смешивают с защитной средой, содержащей тиомочевину и мелассу (1:20) и направляют на высушивание. Сушат путем сублимации (в вакуум-сушильных шкафах). Высушенную биомассу размалывают
Применение и эффективность биопрепаратов (сочетание с агротехнологиями) в различных агроэкологических условиях
Морфологические особенности клеток R.galegae следующие: это крупные толстые палочки, 1,8-2,4 х 0,8-0,9 мкм; бактероиды ветвистые. На гороховом агаре культура быстрорастущая; штрих умеренный, бесцветный, слизистый, слабовыпуклый, перламутровый. На третьи сутки на гороховом агаре появляются колонии двух типов: белые, выпуклые, с диаметром 1мм и беловатые, крупные, круглые, слабо растекающиеся с концентрическими кругами с диаметром до 5 мм.
Культура R. galegae не растет на МПА (мясо-пептонный агар). Бактерии данного вида используют многие углеводы с подкислением среды, кроме са харозы, лактозы, сорбита, где среда подщелачивается. Хорошо используют глюкозу, галактозу, ксилозу, сахарозу, лактозу, манит. Менее интенсивно — мальтозу и сорбит. Подходящей средой для размножения данной культуры является гороховый агар.
Штамм 626а — клубеньковые бактерии сои Bradyrhizobium japonicum. Растение - хозяин соя Glycine max. Сорт - "Смена 1". Происхождение штамма: Краснодарский край. Выделен в 1980 г. во ВНИИ с/х микробиологии. Физиолого-культуральные признаки: штрих на минеральной среде с люпино-вой мукой обильный, слизистый, белый. Колонии на бобовом агаре вырастают на 7-8 день, мелкие, пастообразные, выпуклые, белые. На МПА не растёт. Молоко с лакмусом подщелачивает. Активно использует все сахара, кроме ксилозы. Относится к серогруппе 617. Способ хранения: на минеральной среде с люпиновой мукой при +4С. Пересев 1 раз в 6 месяцев. С 1981 г. - резервный производственный штамм. С 1990 г. используется для промышленного производства нитрагина. С 1990 г. - штамм - эталон в географической сети опытов с биопрепаратами (ГСО).
Штамм 6346 - клубеньковые бактерии сои. Bradyrhizobium japonicum. Растение - хозяин соя Glycine max. Сорт - "Колхида 4". Происхождение штамма: выделен из клубеньков сои сорта "Колхида 4" в Грузии на Цхакай-ской станции. Размер и морфология клеток под микроскопом. Палочки, размером 2,0-3,0 х 1,0-1,2 мкм. Физиолого-культуральные признаки: штрих на минеральной среде с люпиновой мукой обильный, слизистый, стекающий, белый. Колонии мелкие, выпуклые, прозрачные, до 1 мм. На МПА не растёт. Молоко с лакмусом слабо подщелачивает. Активно использует лактозу, мальтозу, сахарозу с подщелачиванием среды. Использует галактозу, рамнозу, сорбит, манит, а слабо использует глюкозу, декстрин и ксилозу с подкис-лением среды. Способ хранения: на минеральной среде с люпиновой мукой при +4С. Пересев 1 раз в 6 месяцев.
Штамм 6406 - клубеньковые бактерии сои Bradyrhizobium japonicum. Растение - хозяин соя Glycine max. Сорт - "Смена". Происхождение штамма: выделен из клубеньков сои, сорта "Смена" на лугово-чернозёмной почве Амурской области в 1976 г. во Всероссийском НИИ сои. Получен ВНИ-ИСХМ в январе 1979 г. Физиолого-культуральные признаки: штрих на минеральной среде с люпиновой мукой умеренный, блестящий, беловатый. Колонии появляются на 7-8 сутки, диаметр 1,5 мм, круглые, белые, консистенция слизистая. На МПА не растёт, молоко с лакмусом подщелачивает. При росте с различными углеводами вызывает подщелачивание среды. Хорошо использует глюкозу, галактозу, сахарозу, мальтозы, раффинозу, манит, сорбит. Относится к серогруппе 203. Способ хранения: на минеральной среде с люпиновой мукой при +4С. Пересев 1 раз в 6 месяцев.
Штамм 645а - клубеньковые бактерии сои Bradyrhizobium japonicum. Растение - хозяин соя Glycine max L. Сорт - "Киевская". Происхождение штамма: выделен из клубеньков сои, сорта "Киевская", на дерново-среднеподзолистой супесчаной почве, Макаровского района Киевской области. Размер и морфология клеток под микроскопом: клетки подвижные размером 2,5 х 0,7 мкм. Физиолого-культуральные и биохимические признаки: медленнорастущая культура. Штрих на люпиновом агаре обильный, слизистый, беловатый. Колонии появляются на 7-8 сутки. Точечные, до 1 мм в диаметре, белые, блестящие, круглые, выпуклые. На МПА не растут. Молоко с лакмусом подщелачивают, образуя зону. На жидкой среде Норриса хорошо используют рамнозу, сахарозу, лактозу, галактозу, сорбит, манит. Хуже -глюкозу и декстрин. Относится к серогруппе 617.Среду подщелачивает.
Штамм 7 — бактерии вида Arthrobacter mysorens штамм 7. Типовая культура -Arthrobacter sp. Nand, Rao 1972. Выделена в Краснодарском крае из ризосферы райграса Васюк Л.Ф. в 1979 г. Условия культивирования: на среде Доберейнер с малатом натрия и среде Эшби. Пигментация: На среде Доберейнер образует лимонно-жёлтый пигмент. Форма и размер вегетативных клеток: чёткий цикл развития культуры. Полное и быстрое превращение палочковидных клеток в кокковидные. Размеры зависят от состава среды. Не спорообразующие. Клетки подвижны только в первые часы роста. Жгутико вание не обнаружено. Грамположительные. Отношение к источнику углерода: образует кислоту только на среде Норриса с глюкозой и мальтозой. Не подкисляет среды с арабинозой, фруктозой, сахарозой, лактозой, сорбитом, дульцитом. Отношение к азоту: использует минеральные и органические источники азота.
Штамм 8 - бактерии вида Azospirillum brazilense штамм 8. Типовая культура Azospirillum brazilense, Tarrand, Krieg, Dobereiner, 1979, Sp. 7, ATCC 29145. Выделена во Вьетнаме (район г. Ханой) из аллювиально-луговой почвы Васюк Л.Ф. Условия культивирования: рост на модифицированной среде Доберейнер с малатом натрия, сахарозой и дрожжевым экстрактом (ДАС) при температуре 26-27С, микроаэрофил в первые сутки роста. Пигментация культуры: на среде ДАС слабо-розовая окраска с перламутровым блеском. Форма и размер вегетативных клеток: в жидких средах прямые палочки или палочки неправильной формы размером 0,8-1,2 х 1,7-3,5 мкм. Не спорообра-зующие. Подвижны. Клетки имеют полярные жгутики. Грамотрицательные. Отношение к источнику углерода: образует кислоту только на среде Норриса с глюкозой и мальтозой. Не подкисляет среды с арабинозой, фруктозой, сахарозой, лактозой, сорбитом, дульцитом. Отношение к азоту: использует минеральные и органические источники азота.
Штамм 204 - бактерии вида Agrobacterium radiobacter штамм 204. Типовая культура - Agrobacterium radiobacter, Allen O.N., Holding 1974. Выделена в Краснодарском крае из ризосферы монокультуры риса Шерстобоевым Н.А. Условия культивирования: на агаризованной безазотной среде Вино-градского; рН — 7,2-7,4. Пигментация культуры: на безазотной среде Вино-градского образует блестящие, бесцветные выпуклые колонии с ровным краем. Форма и размер вегетативных клеток: в жидких средах прямые палочки или палочки неправильной формы размером 0,6-0,9 х 1,6 - 2,0 мкм. Не спо-рообразующие. Подвижные. Клетки имеют полярные жгутики.
Условия культивирования
На основании проведенного исследования можно заключить, что на титр и длительность хранения жидкого препарата R. galegae наибольшее воздействие оказывает температурный режим. Об этом, прежде всего, свидетельствуют значения титра в контрольных вариантах. Так, через 14 суток инкубации при 4-6С количество бактерий в препарате превышало таковое при 18-21 С почти в 7 раз. Использование добавок также оказалось более эффективным в случае хранения препарата при низкой температуре. При этом следует отметить, что действие добавок могло меняться в зависимости от температурного режима хранения. Согласно полученным данным, максимальный титр был достигнуть при 4-6С в варианте с добавкой гуматов калия. Эта же добавка оказалась гораздо менее эффективной при 18-21 С. При таком режиме хранения самый высокий титр был получен в варианте с глицерином. Имело место и прямо противоположное действие добавки в зависимости от температуры. Так, если при 18-21 С глицерин сильно повышал титр R. gale-gae, то при 4-6С снижал этот показатель до значений существенно меньше контрольных.
В контроле и во всех вариантах опыта титр бактерий через 56 суток хранения при 4-6С превышал таковой при 18-21 С в 10 раз. При этом действие добавок на динамику титра было одинаковым при обоих температурных режимах. И при низкой и при высокой температуре хранения, лучшие результаты были получены в вариантах с добавками КМЦ, КМЦ + сорбат К (1%) и КМЦ + сорбат К (1%) + глицерин. Особенно эффективной оказалась последняя композиция, при добавлении которой титр R. galegae почти не менялся в течение 56 суток хранения при низкой температуре
Известно, что в силу своих физиологических особенностей бобовые растения могут формировать урожай только за счет минерального азота почвы или удобрений, но при этом снижается или полностью теряется азотфик-сирующая роль бобовой культуры. Это наблюдается, например, при отсутствии в почве специфичных для данной культуры клубеньковых бактерий, или при наличии угнетающих симбиоз экологических факторов. В этом случае бобовая культура переходит в категорию активного потребителя азота и, в связи с повышенными потребностями в азотном питании, истощает почву сильнее, чем злаковые культуры.
Одним из эффективных приемов повышения азотфиксирующей способности традиционных зернобобовых культур при обязательном условии формирования у них эффективного симбиотического аппарата, особенно у культур, впервые выращиваемых в данном регионе, является обработка семян активными штаммами клубеньковых бактерий, специфичными для данного вида растений.
Эффективность инокуляции бобовых культур в значительной степени зависит от хозяйственно-полезных характеристик применяемого штамма клубеньковых растений. Существенное значение для получения высокого хозяйственного эффекта имеет форма и качество (с точки зрения численности клубеньковых бактерий) применяемого биопрепарата.
Установлено, что применение различных форм препаратов обеспечивает формирование симбиотического аппарата на корнях сои. Независимо от штамма бактерий и формы препарата клубеньки начинают формироваться на 12-15 день после всходов культуры, затем идет постепенное наращивание их числа и массы, достигая максимума в период цветения. В это время на одном растении насчитывается до 90-100 клубеньков с общей сырой массой 0,7 1,5г. Далее, с началом побурения бобов, происходит постепенная инактивация и отмирание клубеньков.
Улучшение азотного питания растений за счет симбиоза приводит к активизации фотосинтеза, о чем свидетельствует более темная, по сравнению с безклубеньковыми растениями, окраска листьев.
Вместе с тем по уровню азотфиксации и по влиянию на продуктивность растений препараты неравноценны.
В вегетационных опытах нами проведена оценка эффективности препаратов разной влажности, а также их совместного применения с комплексным микроудобрением "Аквамикс". Показано, что препараты влажностью 70% дают на 5-7% большую прибавку надземной зелёной массы, чем препараты влажностью 60%.
В опытах выявлено, что совместное применение биопрепаратов и ком- плекса микроэлементов по-разному влияет на продуктивность растений сои. Так, при совместном применении комплекса микроэлементов с препаратом на основе штамма В. japonicum 6346, он способствует увеличению урожайности сои на 10-25%), однако при использовании с препаратом на основе штам- ма В. japonicum 6406 урожайность сои снижается на 25-60%) по сравнению с вариантом где производилась обработка только биопрепаратом, но в то же время количество клубеньков на данном варианте увеличивается на 30-50%. Это может быть связано с тем, что микроэлементы, входящие в состав "Ак-вамикса" негативно воздействуют на исследуемый штамм клубеньковых бактерий, в связи с чем их эффективность падает (рис.12, 13).
Таким образом, перед совместной обработкой посевного материала биопрепаратами и микроэлементами нужно убедиться в их совместимости, так как далеко не всегда это оказывает положительный эффект, а напротив, может приводить к снижению эффективности клубеньковых бактерий входящих в биопрепарат и как следствие - к меньшей урожайности возделываемых культур.
Влияние добавок гуматов калия и глицерина 1 на титр R. galegae
Как известно, эффективность биопрепарата во многом определяется не только микроорганизмами входящими в его состав, но и его препаративной формой. Так, известно, что торфяная форма обладает протекторными свойствами в отношении микроорганизмов (Хотянович, 1991).
Мы сравнили эффективность различных форм биопрепаратов (торфяных, жидких и на основе вермикулита) на растениях сои и кукурузы в условиях полевого и вегетационного опытов.
Для приготовления биопрепарата использовали штамм 6346. Показано, что биопрепараты на основе вермикулита по эффективности не уступает торфяной и жидкой форме биопрепаратов, хотя отличия между этими вариантами и не являются значимыми. Максимальные прибавки зелёной массы были отмечены в вариантах, где биопрепарат был изготовлен на вермикулите с добавлением гуматов. Прибавки в этих вариантах достигали 700% по отношению к контролю (Рис.24,25).
Рисунок Прибавки в остальных вариантах были от 500 до 650%. Исключением был вариант обработанный комплексом микроэлементов без биопрепарата. Прибавка в этом варианте составляла всего 27% к контролю.
Отмечено, что контрольный вариант и вариант, в котором производилась обработка только комплексом микроэлементов обладали очень маленьким и слабо развитым стеблем. Спустя 10 дней после всходов эти варианты стали отставать в росте и развитии. Листья в этих вариантах были слабо зелёного цвета, в то время как листья опытных вариантов имели тёмно-зелёную окраску. Корни контрольных растений и растений обработанных только микроэлементами характеризовались отсутствием на них клубеньков, хотя вариант с обработкой микроэлементами и обладал более развитой корневой системой. Варианты, где производилась обработка биопрепаратами, имели корни с большим количеством клубеньков (Рис. 26).
Аналогично различные препаративные формы готовились на основе штамма 6406. Полученные данные также показывают, что биопрепараты на основе вермикулита увеличивают урожайность зелёной массы на 650% по сравнению с контрольным вариантом. Биопрепараты на основе торфа и жидкая форма показали одинаковую эффективность, прибавка в этих вариантах составляли 450-470% по отношению к контролю (Рис. 27).
В полевых опытах также сравнивалось влияние биопрепаратов (на основе торфа и на основе вермикулита) и минеральных удобрений на формирование надземной биомассы и показатели симбиотического аппарата растений сои в фазу цветения (табл. 14). Полученные данные показывают, что биопрепараты на основе вермикулита обладают большей эффективностью, чем препараты на основе торфа. Надземная масса растений этих вариантов больше чем масса растений с варианта, где семена были обработаны биопрепаратом на основе торфа. Это подтверждается данными по массе клубеньков и по азотфиксирующей активности растений. Внесение стартовой дозы азота (N3o) положительно влияет на действие биопрепарата и его эффективность возрастает.
Также нами проанализировано влияние бактериальных и минеральных удобрений на элементы структуры урожая сои. Показано, что использование биопрепарата на основе вермикулита увеличивает число бобов на растении на 45% по сравнению с контрольным вариантом, и на 16,5% по сравнению с биопрепаратом на основе торфа (табл.15). На фоне (N30) количество бобов на растении практически одинаково во всех вариантах опыта. Масса зерна с растения в варианте с использованием вермикулитной формы биопрепарата составляет 5,5 грамма, что на 50% больше чем в контрольном варианте, где масса зерна составляет 3,66 грамма с растения. В варианте с торфяной формой биопрепарата масса зерна с растения на 26% больше чем в контрольном варианте. Таким образом, использование биопрепарата на основе вермикулита увеличивает урожайность на 21% по сравнению с контрольным вариантом. В варианте с фоновой дозой азота урожайность была на 32% больше контроля. Использование торфяной формы увеличивает урожайность на 8%, а с фоновой дозой азота на 20% в сравнении с контрольным вариантом без обработки.
В вегетационном опыте сравнивалась разные препаративные формы биопрепаратов на основе ассоциативных ризобактерий (Мизорин и Азори-зин). При испытании биопрепарата Мизорин прибавка в 40% была на верми-кулитной форме биопрепарата с добавками (Рис.28). Жидкая форма и жидкая форма с добавками дали прибавки в22 и 30% соответственно. Обработка растений по вегетации комплексом микроэлементов "Микроэл" не даёт положительного эффекта, и прибавки в этих вариантах незначительны. По видимому потребность растений в питательных веществах не удовлетворяется полностью при использовании данного препарата.
