Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА I. Современные аспекты микробиологической диагностики внутрибольничных инфекций (обзор литературы).
1.1. Понятие о внутрибольничных инфекциях и их роль в патологии человека
1.2. Внутрибольничные инфекции в хирургии и методы их профилактики
1.3. Особенности внутрибольничных инфекций в ОРИТ хирургического стационара
1.4. Этиология возбудителей внутрибольничных инфекций в хирургических стационарах
1.5. Особенности антибиотикочувствительности госпитальных штаммов, возбудителей внутрибольничных инфекций в хирургии
1.6. Способы идентификации микроорганизмов, возбудителей внутрибольничных инфекций35
ГЛАВА II. Собственные исследования. материалы и методы
2.1. Материалы 39
2.1.1. Объекты исследования 39
2.1.2. Исследуемые материалы 39
2.1.3. Питательные среды 40
2.1.4. Диагностические тест-системы 41
2.1.5. Антибактериальные препараты 41
2.2. Методы исследования 42
2.2.1. Бактериологическое изучение исследуемого материала 43
2.2.2. Методы исследования объектов внешней среды 44
2.2.3. Идентификация условно-патогенных микроорганизмов 45
2.3. Определение чувствительности микроорганизмов к антибиотикам
2.4. Статистическая обработка результатов исследований 49
ГЛАВА III. Микробиологическое исследование объектов окружающей среды хирургического стационара и травматологического центра
3.1. Изучение микрофлоры воздушной среды хирургического и травматологического стационаров50
3.2. Изучение микрофлоры объектов внешней среды хирургического стационара
3.3. Микрофлора верхних дыхательных путей и кожи рук медперсонала хирургического стационара
3.4. Изучение условно-патогенной микрофлоры операционного блока хирургического стационара
3.5. Определение микрофлоры оборудования и персонала ОРИТ травматологического стационара
3.6. Сравнительная характеристика микробиологического пейзажа обследованных стационаров хирургического профиля 74
ГЛАВА IV. Этиологическая структура и антибиотикорезистентность клинически - значимых грамотрицательных возбудителей вби, выделенных у пациентов стационаров хирургического профиля.
4.1. Этиологическая структура возбудителей ВБИ органов дыхания у пациентов ОРИТ хирургического стационара87
4.2. Этиологическая значимость и антибиотикорезистентность P.aeruginosa, выделенных у пациентов ОРИТ травматологического центра
ГЛАВА V. Усовершенствование способа выделения и ускоренной Идентификации упэ, возбудителей внутрибольничных инфекций.
Заключение 120
Выводы 131
Список литературы 133
Приложение 160
- Способы идентификации микроорганизмов, возбудителей внутрибольничных инфекций
- Бактериологическое изучение исследуемого материала
- Изучение микрофлоры воздушной среды хирургического и травматологического стационаров
- Этиологическая структура возбудителей ВБИ органов дыхания у пациентов ОРИТ хирургического стационара
Введение к работе
Актуальность. В последние десятилетия значительное распространение получили
различные формы внутрибольничных инфекций (ВБИ) или инфекций, связанных с
оказанием медицинской помощи (ИСМП) [Г.Г.Онищенко, 2008; О.В.Шеховцова,
Е.В.Шаталова, 2012; Ю.С. Светличная с соавт., 2014]. По оценкам исследователей средний процент ВБИ составляет от 3,0 до 35,5%, а в отделениях интенсивной терапии хирургических стационаров - до 63% [Е.М.Низовой, 2011]. Высокий уровень заболеваемости и значительный экономический ущерб, наносимый внутрибольничной инфекцией, ставят эту проблему в число первоочередных [Е.П.Ковалева, 2008]. Летальность при различных нозологических формах ВБИ колеблется от 3,6 до 60%, а при генерализованных формах инфекции достигает уровня доантибиотического периода [В.Г.Акимкин, 2004].
ВБИ чаще наблюдается в стационарах хирургического профиля и в первую очередь - в отделении реанимации интенсивной терапии (ОРИТ), которое считается отделением повышенного риска, вследствие плотности размещения тяжелых ослабленных больных с нарушениями иммунного статуса [Е.Б. Брусина, 2002]. У больных ОРИТ частота развития ВБИ в 5-10 раз выше и в среднем достигает 20%, что приводит к увеличению сроков госпитализации, искусственной вентиляции легких, ухудшению прогноза и способствуют селекции и распространению резистентных штаммов микроорганизмов [С.Г.Фоминых, В.Б.Белобородов, Ю.Б.Белоусов, 2011]. До 50% внутрибольничных инфекций в ОРИТ вызваны грамотрицательными микроорганизмами [Т.Х.Тимохина, 2011; И.В. Животнева, 2012].
Одним из наиболее серьезных внутрибольничных осложнений у хирургических больных является внутрибольничная пневмония (ВП), которая занимает третье место (15-18%) в структуре всех ВБИ в стационаре после инфекций мягких тканей и мочевых путей, но показатели летальности при ВП в 10 раз выше. Особенно остро проблема ВП стоит в ОРИТ, где пневмония составляет почти половину случаев всех ВБИ [А.А.Голубкова, 2011].
Эпидемиологические исследования показывают, что удельный вес инфекций в области хирургических вмешательств в клиниках общей хирургии составляет 88,3% в кардиохирургических - 70,3%, травматологических - 75,7% [В.И.Покровский, Н.А.Семина, 2000].
По данным литературы, 2/3 случаев ВБИ вызваны условно-патогенными грамотрицательными микроорганизмами и более чем в 40% случаев причиной их возникновения становятся руки обслуживающего персонала [Н.П.Малечик, 2007].
При хирургических инфекциях в этиологической структуре преобладают Pseudomonas aeruginosa, Proteus spp., Escherichia coli , Klebsiella spp. и др. [С.А.Верещагина, 2005]. В стационарах травматологического, хирургического и гинекологического профиля нередко выделяют неспоровые формы анаэробов -бактероиды, пептококки, пептострептококки [Е.Б.Брусина, 2000].
В настоящее время, в Республике Дагестан в целом и в г. Махачкала в частности, недостаточно изучены вопросы диагностики и регистрации ВБИ в хирургических стационарах. В этой связи изучение этиологической роли и антибиотикорезистентности грамотрицательных возбудителей ВБИ в стационарах хирургического профиля позволит разработать мероприятия по контролю, профилактике и лечению этих заболеваний, адаптированных к местным условиям с учетом антибиотикорезистентности этиопатогенов [В.Б.Белобородов, 2011].
Выше изложенное определяет актуальность изучения региональных особенностей развития и диагностики ВБИ в хирургических стационарах, и послужат основой для проведения регионального микробиологического мониторинга за патологией.
Цель исследования: изучение этиологической роли и антибиотикорезистентности грамотрицательных УПБ, возбудителей ВБИ в стационарах хирургического профиля г. Махачкала. Для достижения поставленной цели были определены следующие задачи:
1. Провести сравнительный анализ бактериальной обсемененности госпитальной среды
Хирургического стационара РКБ и Травматологического центра г. Махачкала.
2. Определить микроорганизмы, наиболее часто встречающиеся в госпитальной среде
хирургического стационара, и установить видовой спектр возбудителей
внутрибольничного инфицирования хирургических больных.
-
Выявить наиболее частые нозологические формы ВБИ в Хирургическом стационаре и определить этиологическую структуру возбудителей.
-
Изучить видовой состав возбудителей внутрибольничного инфицирования пациентов ОРИТ Травматологического центра и определить уровень резистентности основных возбудителей внутрибольничной пневмонии к антибактериальным препаратам.
-
Провести сравнительный анализ чувствительности к антибактериальным препаратам клинически-значимых возбудителей ВБИ, выделенных от больных и из госпитальной среды.
-
Апробировать усовершенствованный метод выделения и ускоренной идентификации условно-патогенных энтеробактерий - возбудителей ВБИ.
Научная новизна работы:
Впервые проведенные микробиологические исследования по изучению уровня заболеваемости ВБИ и обследование госпитальной среды в Хирургическом стационаре РКБ и ОРИТ Травматологического центра г. Махачкала Республики Дагестан показали превалирование грамотрицательных условно-патогенных микроорганизмов - более 50 % от выделенных микроорганизмов.
Выявлены доминирующие виды грамотрицательных УПМ - P.aeruginosa, K.рneumoniaе, E.coli и Acinetobacter spp. и определена их роль в возникновении внутрибольничного инфицирования хирургических ран и органов дыхания. Определен уровень резистентности клинически-значимых возбудителей ВБИ к антимикробным препаратам, широко применяемым в хирургических стационарах.
Получены данные об особенностях инфицирования пациентов хирургических стационаров госпитальными штаммами и антибиотикорезистентности выделенных микроорганизмов, с учетом которой корректировалась стратегия этиотропной антибактериальной терапии. Полученные данные характеризуют региональные особенности распространения ВБИ в стационарах хирургического профиля.
Практическая значимость
Впервые для бактериологической диагностики госпитальных инфекций в стационарах хирургического профиля использован комплекс экспериментально-производственных серий отечественных хромогенных питательных сред и доказана диагностическая эффективность использования комплекса (сокращение продолжительности бактериологического исследования и идентификации возбудителя) как при проведении клинических исследований, так и при санитарно-микробиологическом контроле объектов окружающей среды, что подтверждено Актами внедрения в бактериологическую практику.
Внедрение результатов исследования в практику здравоохранения
Усовершенствованный способ микробиологической диагностики
нозокомиальных инфекций в хирургических стационарах с использованием хромогенных питательных сред внедрен в бактериологическую практику (акт внедрения №10-369 от 21.01.2011 г.), а также в деятельность лаборатории «Клинической микробиологии» ООО НПП «Питательные среды» (акт внедрения №10-368 от 21.01.2011г.), что позволяет ускорить диагностику ВБИ, вызванных УПЭ.
По результатам диссертационных исследований составлено «Методическое пособие для врачей бактериологов», которое утверждено и рекомендовано в микробиологическую практику на заседании Объединенного Ученого Совета и Центральной проблемной комиссии ДГМА, и заседании Коллегии Минздрава РД. Протокол № 9 от 18 мая 2009 г.
Материалы диссертации внедрены в учебную деятельность кафедры
микробиологии, вирусологии и иммунологии ГБОУ ВПО «Дагестанская
государственная медицинская академия».
Основные положения, выносимые на защиту:
-
Грамотрицательные полирезистентные условно-патогенные знтеробактерии являются ведущими этиопатогенами внутрибольничного инфицирования и установлена их роль в развитии инфекций нижних отделов дыхательных путей у обследованных пациентов в стационарах хирургического профиля.
-
P. aerugenosa и K. pneumoniaе преобладают в видовом составе грамотрицательных возбудителей внутрибольничной пневмонии у пациентов отделения интенсивной терапии Травматологического центра. Видовой спектр микроорганизмов, выделенных с объектов госпитальной среды, соответствует микрофлоре, выделенной из клинического материала.
3.Установлено, что антибиотикорезистентность клинически-значимых
грамотрицательных УПМ возбудителей ВБИ, выделенных из госпитальной среды и у пациентов хирургических стационаров, совпадают.
Личный вклад
Автором проведено микробиологическое обследование пациентов, медицинского персонала и объектов окружающей среды ОРИТ двух стационаров хирургического профиля, включая сбор клинического материала и весь объем бактериологических
исследований с выделением и идентификацией возбудителей, изучением их
биологических свойств и определением антибиотикорезистентности этиопатогенов.
Сформирована база данных мониторинга за циркуляцией в обследованных стационарах госпитальных штаммов - возбудителей ВБИ. Автором проведен анализ и статистическая обработка и полученных результатов, сформулированы выводы и практические рекомендации.
Апробация материалов диссертации
Материалы по теме диссертации доложены и обсуждены на Всероссийской
научной конференции «Теоретические основы эпидемиологии. Современные
эпидемиологические и профилактические аспекты инфекционных и массовых
неинфекционных заболеваний» Санкт-Петербург, 2008; IV международной
конференции «Идеи Пастера в борьбе с инфекциями», Санкт-Петербург, 2008; 2-й
Всероссийской Научно – практической конференции «Антибиотикорезистентность и
антимикробная химиотерапия», Махачкала, 2008, 2014 гг.; на XV, XVI и XVII
Российском национальном конгрессе «Человек и лекарство», Москва, 2011 гг.
Апробация диссертационной работы состоялась на заседании межкафедральной научной конференции кафедр микробиологии и госпитальной и факультетской хирургии ГБОУ ВПО «Дагестанская государственная медицинская академия» МЗ РФ от 20 ноября 2013 года.
Публикации: основные положения диссертации отражены в 17 печатных работах, в том числе в 4 статьях в рецензируемых научных журналах, рекомендованных ВАК.
Соответствие паспорту специальности
В работе представлены данные о доминирующих видах грамотрицательных УПМ в хирургических стационарах и определен уровень резистентности клинически-значимых возбудителей ВБИ к антимикробным препаратам, что соответствует областям исследования «Выделение, культивирование, идентификация микроорганизмов», «Экология микробных сообществ, сапрофитных, патогенных, условно-патогенных микроорганизмов в окружающей среде» и «Морфология, физиология, биохимия и генетика микроорганизмов», указанным в паспорте специальности научных работников 03.02.03 – микробиология (по номенклатуре специальностей 2009 года).
Объем и структура диссертации
Способы идентификации микроорганизмов, возбудителей внутрибольничных инфекций
Цель микробиологических исследований при диагностике ВБИ повышение эффективности этиологической диагностики, необходимой для проведения адекватной этиотропной терапии, а также своевременного осуществления необходимых противоэпидемических мероприятий [15,54, 72, 76, 98]. Для совершенствования диагностического процесса немаловажную роль играет подбор оптимальных высокоэффективных питательных сред и других диагностических препаратов [57, 81, 82]. Идентификация микроорганизмов - это определение систематического положения выделенной из какого-либо источника культуры до вида [57, 62, 106]. С целью идентификации микроорганизмов используют морфологические, тинкториальные, культуральные, биохимические, антигенные свойства микроорганизмов. В настоящее время все более широкое применение находят генотипические методы, основанные на определении гомологии ДНК искомого микроорганизма в исследуемом материале, с эталонной ДНК. С этой целью используют полимеразную реакцию (ПЦР), генетические зонды, сэндвичгибридизацию и др. [13, 255].
В практических лабораториях широкое применение для идентификации микроорганизмов получили биохимические методы. Большинство способов основано на использовании дифференциально-диагностических сред, включающих различные индикаторы. Традиционные дифференциально-диагностические питательные среды предназначены для определения физиолого-биохимических свойств и ферментативного спектра микробов. Наряду с питательными основами, они содержат ферментируемые субстраты (углеводы, многоатомные спирты, аминокислоты и др.) и индикаторы. Последние регистрируют ферментацию субстратов микробами по изменению реакции (рН) среды, приводящей к изменению цвета индикатора и соответственно –цвета колонии в процессе роста микроорганизмов [11, 95].
Для ускорения идентификации искомого возбудителя используют поликомпонентные среды, содержащие 2, 3 и более субстратов – среды Ресселя, Клиглера, Олькеницкого и другие [5, 57, 60]. Однако и они не решают проблему ускоренной идентификации выделенного микроорганизма в связи со сходством многих ферментативных реакций у различных микроорганизмов. Поэтому применяют дополнительные идентификационные тесты, что увеличивает сроки постановки диагноза до нескольких суток.
В целях ускорения исследования, значительного сокращения объема работы практических бактериологов со 2-ой половины прошлого века за рубежом широко используют хромогенные питательные среды для одноэтапного выделения и прямой идентификации микроорганизмов различных таксономических групп [127, 198, 252]. Это – дифференциально-диагностические среды нового поколения, принцип действия которых основан на выявлении высокоспецифичных ферментов у исследуемых микроорганизмов. Для обнаружения специфического фермента в состав среды включают специальные хромогенные индикаторы (субстраты), являющиеся синтетическими высокомолекулярными соединениями, процесс создания которых базируется на субстратной специфичности ферментов [128, 220]. При расщеплении хромогенного субстрата специфическим ферментом исследуемого микроорганизма образуются окрашенные и/или флюоресцирующие продукты (хромофоры), которые соответственно окрашивают колонию выросшего микроба. Выбор подходящих хромогенных субстратов делает возможной визуализацию активности целой серии высокоспецифичных ферментов различных микроорганизмов по разному окрашиванию их колоний на одной и той же питательной среде. В результате этого микроб окрашивается в цвета хромофоров или приобретает способность к флюоресценции при ультрафиолетовом облучении. Поскольку хромогенный субстрат вводится в состав среды для первичного посева, то результат – выделение чистой культуры и е идентификация осуществляется в один этап, не требуя постановки дополнительных идентификационных тестов. Иногда только может возникнуть необходимость в проведении быстрых подтверждающих тестов (например, тест на индол с реактивом Ковача для E.coli) [150, 191, 205, 224]. Большинство хромогенных сред содержат также селективные добавки, подавляющие рост нежелательных бактерий. Использование хромогенных питательных сред позволяет ускоренно (в течение суток), одноэтапно выделить и одновременно идентифицировать анализируемые бактерии без проведения дальнейших, дополнительных тестов (или используя 1-2 теста, выполняемых в течение нескольких часов в пределах первых суток) [62, 121]. Современные методы лабораторной диагностики инфекционных заболеваний, вызванных УПЭ, характеризуются многоэтапностью исследований, использованием довольно значительного количества дифференциально-диагностических питательных сред и микротестсистем, что определяет длительность исследований (как минимум несколько дней) и поэтому мало удовлетворяет эпидемиологов, клиницистов и санитарных врачей [5, 52, 60, 61, 79, 95, 98, 106, 118]. Для экспресс идентификации бактериальных ферментов предложено использовать нефлюоресцирующие субстраты, которые при расщеплении микробным ферментом приобретают свойства диспергировать. В последнее время в ряде стран получили распространение различные тест-системы одноразового использования для ускоренной биохимической идентификации микроорганизмов, в основном бактерий семейства энтеробактерий [67]. Так, в НПО «Питательные среды» (г. Махачкала) разработаны и выпускаются микротестсистемы (МТС) для биохимической идентификации микроорганизмов различных таксономических групп (энтеробактерий, стафилококков, дифтерии и др.) [61]. Предложен ряд методов для ускоренной индикации микробов с использованием безуглеводных сред, содержащие ферментируемый субстрат. Более результативными оказались исследования по разработке методик ускоренной биохимической индикации бактерий с помощью углеводно-бумажных дисков (УВД) и системы индикаторных бумажных дисков (СИБ).
В настоящее ведущее место должны занять разработки компьютерных программ по идентификации, считывающих устройств и компьютерных установок, обеспечивающих интерпретацию результатов идентификации. Создание автоматизированных систем идентификации микроорганизмов позволит выйти на более высокий уровень диагностики ВБИ.
Бактериологическое изучение исследуемого материала
Установление вида микроорганизма производилось на основании комплекса тинкториально-морфологических, биохимических и серологических тестов. Принадлежность к больничным штаммам определялась по спектру устойчивости к антибиотикам. Видовую принадлежность выделенных штаммов по биохимическим свойствам определяли при помощи микротестсистем для ускоренной идентификации стафилококков («МТС-S») и энтеробактерий («МТС-М12Е») производства НПО «Питательные среды» ФГУП «НПО «Микроген» (г. Махачкала). Для этого суточную агаровую культуру штаммов, взятую бактериологической петлей, разводили стерильной дистиллированной водой до концентрации 2,0 млрд. по стандарту мутности ГИСК им. Л.А.Тарасевича (по ОСО). Контейнер микротест-системы помещали на рабочий стол, маркировали, снимали липкую ленту, а затем в каждую ячейку при помощи стерильной пипетки вносили по 0,2 мл приготовленной взвеси исследуемой культуры. Контейнер закрывали крышкой или липкой лентой и помещали в термостат. Учет результатов проводили через 3-6-18 ч инкубации при (37±1)0 С по изменению цвета среды в ячейках контейнера.
В течение этого времени в случае утилизации исследуемой культуры накапливаются продукты, сдвигающие рН, в кислую сторону, что проявляется изменением цвета среды (положительная реакция). Если субстрат не утилизируется, цвет среды остается первоначальным (отрицательная реакция). Для учета этих изменений использовали таблицу учета результатов и цветовой стандарт, который позволяет, быстро установить видовую принадлежность изучаемой культуры. С целью ускорения и упрощения чтения результатов идентификации энтеробактерий в МТС-М12Е использовали «Линейку для биохимической идентификации энтеробактерий МТС-М12Е». При помощи линейки в течение 0,5-1 минуты можно провести учет результатов в МТС-М12Е, что позволило значительно экономить время проведения исследований. Кроме того для учета результатов биохимической идентификации энтеробактерий в работе использовали компьютерную программу «Микротест-система». При этом учет результатов через 3-6-18 ч культивирования посевов изучаемой культуры энтеробактерий производили согласно инструкции, используя ЭВМ и программу АПМ «Микротест-система», разработанную на языке программирования Visual Basic Application в оболочке Microsoft Excel.
При постановке реакции плазмокоагуляции результаты учитывали через 2, 3, 18 и 24 часа по четырехплюсовой системе. Положительным результат считали при наличии свертывания плазмы (образования сгустка), оценивали визуально. Для контроля использовали штаммы стафилококков, заведомо обладающие и не обладающие ферментом плазмокоагулазой.
Наличие лецитиназы определяли путем посева изучаемых штаммов штрихом на ЖСА. Положительным результат считали появление вокруг роста микроорганизмов радужного ореола на питательной среде.
Гемолитическую активность выделенных штаммов исследовали на кровяном агаре с 5% эритроцитов человека или барана. Учет проводили через 24-48 часа по наличию зон полного или неполного гемолиза вокруг выросших колоний. Для определения у культур ДНК-азной активности к расплавленному сухому питательному агару (СПА) добавляли навеску ДНК из расчета 2 мг на 1 мл среды. Нужное количество ДНК растворяли в дистиллированной воде подщелоченной IN NaOH. Агар, содержащий ДНК, стерилизовали однократно текучим паром 30 мин. Перед посевом агар расплавляли, добавляли 10% раствор хлорида кальция по 0,8 мл на 100 мл среды. Растопленный агар разливали в чашки, по застывании подсушивали. Затем производили посев изучаемой культуры, нанося ее полоской. После пребывания чашек при 370 С 18-24 часа на выросшую культуру стафилококка наливали 5-6 мл IN HCl. Через 10 минут экспозиции чашек на столе жидкость сливали и учитывали результат. При соединении HCl с ДНК образовывался непрозрачный белый осадок. Присутствие в культуре фермента, расщепляющего ДНК, выявлялось образованием прозрачных зон вокруг колоний. Для контроля использовали культуры, заведомо обладающие и не обладающие ДНК-азой. Каталазную активность культур в качественном варианте оценивали следующим образом: испытуемую культуру вносили бактериальной петлей в каплю перекиси водорода (3% раствор), нанесенную на предметное стекло. На наличие каталазной активности указывало образование пузырьков газа (фермент каталаза разлагает перекись водорода). Идентификация энтеробактерий. После посева исследуемого материала на дифференциально-диагностическую среду Эндо проводили изучение морфологических, культуральных и биохимических свойств выросших культур. Колонии пересевали на среды Ресселя или Клиглера для идентификации энтеробактерий. Последняя среда содержит реагенты, необходимые для выявления сероводорода. Результаты посева на комбинированные углеводные среды и среды с мочевиной дают предварительную информацию о принадлежности микроорганизмов к энтеробактериям. Идентификация энтеробактерий проводилась на основании биохимической активности с использованием тест-системы «МТС-М12Е» определялось наличие уреазы, фенилаланиндезаминазы, лизиндекарбоксилазы, -галактозидазы, ферментация лактозы и индолобразование, утилизация цитрата натрия, малоната натрия и образование сероводорода. Учет результатов также производили визуально, используя цветовой указатель. В ряде случаев использованы морфологические и серологические тесты. Для выделения грибов рода Candida использовали среду кандида-агар. Идентификация включала морфологические (наличие ложного мицелия, образование хламидоспор, почкование), биохимические (расщепление лактозы, рафинозы, сахарозы, глюкозы, мальтозы и галактозы) тесты.
Изучение микрофлоры воздушной среды хирургического и травматологического стационаров
Внутрибольничные инфекции (ВБИ) остаются одной из актуальных проблем современной медицины и приобретают все большую медицинскую и социально-экономическую значимость. Состояние внутрибольничной среды в значительной мере определяет вероятность развития ВБИ. Регулярные санитарно-микробиологические исследования проб, взятых с предметов окружающей среды и воздуха с целью определения бактериальной обсемененности стационара недостаточно информативны для предупреждения развития ВБИ. Источником циркуляции и распространения условно-патогенных микроорганизмов (УПМ), потенциальных возбудителей ВБИ, в клинике могут быть больные, носители и медицинский персонал. Известно, что высокая устойчивость УПМ в окружающей среде предполагает как воздушно-капельный, так и контактно-бытовой пути передачи микроорганизмов, представляя опасность для пациентов с ослабленной иммунной системой. В связи с этим на первом этапе настоящего исследования была определена микрофлора воздуха и предметов окружающей среды различных отделений хирургического стационара и Травматологического центра, как возможных источников контаминации пациентов и развития ВБИ в послеоперационном периоде.
Согласно Приложения №2 и №3 к приказу МЗ СССР № 720 от 31.07.1978 г. Инструкции по бактериологическому контролю комплекса санитарно-гигиенических мероприятий в лечебно-профилактических учреждениях (отделениях хирургического профиля, в палатах и отделениях реанимации и интенсивной терапии) санитарно-микробиологический фон стационара определяется обсемененностью воздуха и объектов внешней среды (поверхностей оборудования, инвентаря, хирургического инструментария, изделий медицинского назначения, нательного и постельного белья, посуды, а также рук персонала) санитарно-показательными микроорганизмами.
В настоящем разделе исследований проведен анализ бактериальной обсемененности и подсчет общего количества колониеобразующих единиц (КОЕ) воздушной среды хирургических стационаров на присутствие санитарно-показательных микроорганизмов. Всего изучено 152 пробы воздуха, полученных в период с 2007-2009 гг. в хирургическом стационаре и Травматологическом центре г.Махачкала. Мониторинг обсемененности воздуха различных отделений за период 2007-2009 гг. показал, что санитарное состояние воздушной среды помещений стационаров хирургического профиля удовлетворительное, микробное число не превышает допустимые нормы. Санитарно-показательные микробы высевались в единичных случаях. Однако необходимо отметить, что обсемененность воздуха различными видами микроорганизмов ОРИТ Травматологического центра была выше и несколько превышала допустимые нормативы регламентируемые действующими документам, что вероятно объясняется характером ран у пациентов. В исследовании установлено, что в общем по двум стационарам 99 (79,7%) проб воздуха оказались положительными. В результате выделенные микроорганизмы распределились следующим образом: в 48 случаях (40,7%) высеивалась грамположительная микрофлора, грамотрицательная микрофлора составила 61 (51,6%) положительные находки. Из приведенных данных можно предположить, что для стационаров хирургического профиля воздушно-капельное и воздушно-пылевое инфицирование могут быть важными путями распространения внутрибольничных инфекций. Результаты изучения бактериальной обсемененности воздушной среды отделений и помещений хирургического и травматологического стационаров, представлены в таблицах 1, 2, 3. В таблицах 1 и 2 представлены средние данные по количественному определению положительных находок при исследовании микрофлоры воздуха отделений обследованных стационаров седиментационным методом, с использованием аппарата Кротова.Из таблицы 3 видно, что доминирующей микрофлорой воздуха в стационарах хирургического профиля являлись грамотрицательные условно патогенные микроорганизмы. В травматологическом стационаре чаще выделялись как грамотрицательные, так и грамположительные микроорганизмы, чем в обследованном хирургическом стационаре. Так, в хирургической клинике выявлено 19 штаммов грам (+) бактерий и 21 грам (-), а в травматологическом 27 грам (+) и 32 грам (-) микроорганизма соответственно. В процессе изучения состояния микрофлоры воздушной среды вычисляли общее микробное число (ОМЧ). В зависимости от профиля отделения менялось и общее количество микроорганизмов. Исследования проводили как до начала, так и в процессе работы отделений обоих стационаров. В таких помещениях как: операционные залы КОЕ до начала работы составляло 120±15 мкл/мл, а во время работы значения были следующими - 530±50 мкл/мл, что является относительной нормой для таких помещений. Что касается процедурных, перевязочных, предоперационных, палат ОРИТ, послеоперационных палат КОЕ составляло в среднем, до начала работы 200±25 мкл/мл, а во время работы около 580±50 мкл/мл, что также является нормой бактериальной обсемененности воздуха хирургических стационаров (таблица 4).
Этиологическая структура возбудителей ВБИ органов дыхания у пациентов ОРИТ хирургического стационара
По результатам полученных и представленных в предыдущем разделе данных наиболее частой формой внутрибольничных осложнений у пациентов ОРИТ обследованного хирургического стационара являлись инфекции нижних отделов дыхательных путей (НОДП). В связи с этим большой интерес представляло изучение внутрибольничного инфицирования легких среди пациентов, находящихся после оперативного вмешательства в ОРИТ, в том числе и на искусственной вентиляции (ИВЛ).
Известно, что наиболее важная и тяжелая форма инфекционной внутрибольничной патологии легких у пациентов ОРИТ - это внутрибольничная пневмония (ВП), развивающаяся в стационаре на фоне основного заболевания. ВП занимает второе место среди всех ВБИ (13-18%) и является самой частой инфекцией (45%) в отделениях реанимации и интенсивной терапии, что связано с частотой инвазивных вмешательств [23, 25, 41, 48, 113, 114]. Патогенез ВП является многофакторным, причем эти факторы взаимодействуют между собой. Как известно, НОДП обладают собственными механизмами противоинфекционной защиты, нарушение которых и приводит к развитию ВП. Основными путями проникновения инфекции в НОДП является аспирация содержимого ротоглотки, контаминированного бактериями. Колонизация ротоглотки Streptococcus pneumonia, анаэробами, реже Haemophilus influenza, характерна для многих здоровых людей. Напротив, колонизация ротоглотки другими грам (-) микроорганизмами и, прежде всего, P. aeruginosa и Acinetobacter spp., в норме встречается редко. Вероятность трахеальной колонизации P.aeruginosa и энтеробактериями возрастает по мере увеличения длительности пребывания в стационаре и (или) на ИВЛ, и приводит к увеличению развитию ВП в 10 раз.
Общеизвестно, что риск развития ВП возрастает после перенесенного оперативного вмешательства пациентов, например, на органах грудной клетки и брюшной полости. Среди всех внутрибольничных инфекций ВП характеризуется наибольшей летальностью, которая может достигать 30-70%. Риск развития ВП у пациентов, находящихся на ИВЛ возрастает в 6-21 раз и зависит от длительности искусственной вентиляции.
Микробиологическое исследование образцов клинического материала из НОДП должно проводиться у всех пациентов с подозрением на ВП. В связи с вышесказанным нами были проведены исследования по выявлению больных с ВП в ОРИТ обследованного хирургического стационара и выявлению клинически-значимых возбудителей легочных осложнений. Изучен клинический материал от 165 пациентов с инфекцией органов дыхания, 98 посевов дали положительный результат, выделено 112 штаммов различных микроорганизмов, среди которых более 70% составляли грамотрицательные аэробные бактерии.
Потенциальные возбудители ВП были выделены у 98 (59,4%) из 165 пациентов, а у 67 (39,8%) из 168 пациентов этиологически значимых микроорганизмов выявлено не было. В группе с положительными результатами возбудитель в монокультуре был выделен в 25 (25,5%) из 98 случаев; у 73 (74,5%) из 98 выявлены ассоциации микроорганизмов.
На рисунке 10 представлена этиологическая структура основных грамотрицательных возбудителей внутрибольничного инфицирования органов дыхания у пациентов ОРИТ обследованного стационара (рисунок 10).
Как видно из рисунка 10, наиболее частым возбудителями инфекций дыхательных путей у пациентов ОРИТ хирургического стационара являлись грамотрицательные бактерии (ГОБ) - P.aeruginosa (26,7%) и K.pneumoniae (8,9%). На долю E.coli приходилось 11,6% штаммов. Из 47 положительных образцов мокроты и 34 положительных проб ТБА выделено энтеробактерий – 23 (48,9%) и 19 (55,8%) культур и неферментирующих грамотрицательных бактерий (НГОБ) – 24 (51,0%) и 15 (44,1%) соответственно. Разница в количестве выделенных энтеробактерий и НГОБ из образцов мокроты и ТБА была статистически незначимой (р=0,05).
Нами был проанализирован видовой спектр микроорганизмов, выделенных из 110 образцов мокроты и 55 проб трахеобронхиальных аспиратов у пациентов ОРИТ, с целью выявления наиболее значимых возбудителей ВП. Исследования показали, что выделенные культуры отличались значительным видовым разнообразием с превалированием грамотрицательных представителей как в образцах мокроты (таблица 22).
