Содержание к диссертации
Введение
Обзор литературы
Эпидимиология бесплодия, эффективность методов лечения
Причины низкой эффективности ВРТ и возможные пути ее повышения
Критерии прогноза эффективности программы ЭКО
Прогестерон как основное координирующее звено процесса пролонгации гестации
1.4.1 Молекулярный механизм действия женских половых стероидов
1.4.2 Женские половые гормоны и иммунитет
Заключение
Материалы и методы исследования
Характеристика клинического материала
Лабораторное оборудование и используемые химические реактивы
Методы исследования
Статистическая обработка результатов
Результаты собственных исследований
Концентрация рецепторов половых стероидов в пайпель биопсии эндометрия при первичном обследовании
Данные лабораторного исследования крови пациенток
Относительная связывающая активность
мононуклеаров периферической крови пациенток, включенных в программу ЭКО 94
3.4 Сравнительный анализ данных связывающей активности радиолигандов и сопутствующих факторов 97
3.5 Результаты проведенного цикла ЭКО и ПЭ 109
ГЛАВА 4. Обсуждение собственных результатов 114
Выводы 122
Практические рекомендации 124
Список научных работ опубликованных по теме диссертации
Список литературы
- Причины низкой эффективности ВРТ и возможные пути ее повышения
- Молекулярный механизм действия женских половых стероидов
- Лабораторное оборудование и используемые химические реактивы
- Данные лабораторного исследования крови пациенток
Причины низкой эффективности ВРТ и возможные пути ее повышения
Репродуктивная система женщины представляет собой совокупность анатомических структур и эндокринных механизмов, функционирование которых строго скоординировано в пространстве и времени. Эндокринная составляющая представлена белково-пептидными и стероидными гормонами. Основную роль, так или иначе, играют гонадотропные и стероидные гормоны, которые регулируют как менструальный цикл женщины, так и механизмы, связанные с имплантацией и дальнейшей гестацией. Однако, помимо «основных» гормонов не маловажную функцию осуществляют ингибины и активины, роль которых изучена достаточно хорошо.
Ингибины представляют собой димерные белки, состоящие из 2 цепей альфа и бета. Предшественник цепи альфа (про--С), ранее считавшийся собственно ингибином, и определяемый в крови в высоких концентрациях, не обладает высокой активностью, и не имеет диагностической ценности. Цепь бета представлена двумя вариантами: А и В. Каждый из этих вариантов может быть ковалентно соединен с цепочкой альфа и соответственно образует ингибины альфа - бета А (ингибин А) и альфа - бета В (ингибин В). Молекулярная масса обоих ингибинов составляет примерно 31 - 32 кДа. Две цепочки бета могут образовывать димеры, которые называются активинами и соответственно существуют активины А, В и АВ. Основная роль ингибинов состоит в торможении выделения ФСГ клетками передней доли гипофиза, в то время как активины - способствуют выбросу ФСГ. Синтез ингибинов и активинов происходит в головном мозге человека, плаценте, костном мозге, гипофизе, яичках и яичниках, однако у женщины детородного возраста главным источником являются клетки гранулезы фолликулов [59]. Концентрации ингибина А, активина А в плазме крови увеличиваются во время беременности, достигая пика к 36 неделе беременности [67].
Долгое время оставались неизвестными механизмы регуляции уровня ФСГ в начале менструального цикла. Предположения о том, что это может происходить под воздействием эстрадиола не оправдались, так как уровень синтеза этого гормона значителен только после достижения фолликулом диаметра 10 мм и более [110]. Однако благодаря работам группы Groome N. из Оксфордского университета показано, что клетки гранулезы предоминантных фолликулов (до 10 мм в диаметре) продуцируют ингибин В и именно он регулирует продукцию ФСГ в начале и середине менструального цикла. В то же время доминантный фолликул и желтое тело продуцируют ингибин А и эстрадиол, которые в свою очередь ингибируют выделение ФСГ гипофизом [73].
Контроль менструального цикла неразрывно связан с эстрогенами, синтез которых имеет свои особенности. Согласно современным данным, в растущих фолликулах начала менструального цикла, синтез андрогенов из холестерина происходит в клетках теки фолликулов под воздействием стимулирующего действия ЛГ. Тестостерон мигрирует в клетки гранулезы фолликулов, где с помощью фермента ароматазы конвертирует в эстрадиол. Основным стимулятором ароматазы является ФСГ. Уровень синтеза эстрадиола в фолликуле зависит от его размера - при диаметре до 10 мм он остается невысоким. При увеличении размера (доминантный фолликул более 10 мм) на клетках гранулезы появляются рецепторы не только к ФСГ, но и к ЛГ. Под воздействием ФСГ и ЛГ, синтез эстрадиола резко увеличивается. Высокая концентрация эстрадиола в крови вызывает, по принципу отрицательной обратной связи, снижение выделения ФСГ гипофизом. При снижении уровня ФСГ, все фолликулы, которые не успели достигнуть 10 мм в диаметре, подвергаются атрезии. Данный механизм называется селекция доминантного фолликула, который характерен для моноовулярных млекопитающих [67, 100]. В то же время уровень синтеза эстрадиола в доминирующем фолликуле растет экспоненциально и тесно коррелирует с диаметром фолликула. При достижении фолликулом овуляторного диаметра (16-23 мм), высокий уровень эстрадиола вызывает, по принципу положительной обратной связи пик ЛГ, разрыв оболочек и овуляцию [106].
После овуляции яйцеклетка захватывается фимбриями и продвигается по маточной трубе, где происходит оплодотворение, дробление и формирование зиготы. Через 3-4 дня после формирования 4-8 клеточной стадии зиготы образуется морула, а через 5-6 дней - бластоциста, готовая к имплантации [125]. После оплодотворения яйцеклетки трофобласт наряду с другими гормонами начинает продуцировать ХГ (хорионический гонадотропин). Уровень ХГ - показатель успешной имплантации и жизнеспособности беременности. При уровнях в плазме крови меньше 50 МЕ/л (+14) – 14-е сутки после пика ЛГ и 200 МЕ/л (+21) – прогноз наступления беременности отрицательный. ХГ снижает концентрацию эндотелина-1, обеспечивая инвазию трофобласта [134]. ХГ стимулирует продукцию эстрогенов и прогестерона желтым телом.
Функция желтого тела – обязательное условие сохранения беременности в течение первых 8-10 недель. Трофобласт берет на себя функцию выработки прогестерона и эстрогенов, достаточных для поддержания беременности, после 10 нед. гестации. Залогом успешной имплантации и последующего развития плода является не только соответствие течения всех физиологических процессов: адекватным функционированием иммунной системы, оплодотворением и предимплантационным развитием оплодотворенного яйца, но и подготовка слизистой матки к приему бластоцисты. Данная подготовка заключается в созревании эндометрия и дальнейшей способности принять оплодотворенную яйцеклетку , имплантации и гестации.
Имплантация бластоцисты происходит, как правило, на 7-8-й день после оплодотворения, при условии адекватного содержания в организме женщины эстрогенов, прогестерона и нормальной секреторной трансформации эндометрия.
Программа ЭКО воспроизводит все перечисленные стадии максимально приближенно к физиологическим процессам.
У человека процесс имплантации начинается с 5-7-го дня после овуляции, хотя его точное время остается до конца неизвестным. В начале имплантации бластоцист имеет 100–120 клеток [15, 65]. Эмбрион может имплантироваться только в определнный очень ограниченный промежуток времени, который называется "имплантационным окном" [76]. Время готовности эмбриона к имплантации и максимальной рецептивности эндометрия должны совпадать для осуществления успешной имплантации. Как правило «имплантационное окно» открыто на 5-6 сутки после овуляции. Но иногда оно смещается по времени вперд или назад и тогда готовый к имплантации эмбрион не находит себе места и погибает.
В период имплантации главной анатомической особенностью покровного эпителия является появление микропротрузионов (микробугорков) от апикальной поверхности эпителия к слизистой оболочке матки [105]. Эти микропротрузионы называются «пиноподы». Они появляются на 6-й день после пика ЛГ (ЛГ+6, 20-21 день м.ц.) и обнаруживаются в течение 48–72 ч. По другим данным пиноподы сохраняются до 28-го дня м.ц. (малыми группами на большой площади) [30, 50].
Молекулярный механизм действия женских половых стероидов
Перенос эмбрионов в полость матки осуществляли через 48-120 часов после начала культивирования in vitro. Перенос выполняли в амбулаторных условиях в операционной на гинекологическом кресле. Условия инкубации эмбрионов при этом были одинаковы для всех пациенток исследования. Одной пациентке переносили до 3-х эмбрионов под контролем УЗИ абдоминальным датчиком аппарата фирмы Bruel & Kier" (Дания).
Эмбрионы на стадиях 2-10 бластомеров или на стадии бластоцисты набирали в специальный стерильный одноразовый катетер (мягкий катетер фирмы Wallace", Великобритания или Labotech", Германия). При невозможности пройти цервикальный канал мягким катетером использовали наборы Set TDT фирмы C.C.D. International", Франция. Эмбрионы в катетере с минимальным количеством среды (10-15 мл) вводили через цервикальный канал и переносили в середину полости матки.
А) Получение цитозольной фракции из ткани эндометрия.
Образцы эндометрия измельчали ножницами, а затем в микроразмельчителе тканей РТ-2 при 3000 об/мин в течение 5-ти минут с 3-х секундным перерывом через каждые 5 секунд, в 5-6 объемах ТЭД-буфера рН 7,4, содержащего 10% глицерина. Гомогенат центрифугировали в течение 15 минут при 1500 g на центрифуге РС-6. Из супернатанта получали цитозольную фракцию, центрифугируя пробы при 105000 g в течение 60 минут, в которой определяли содержание цитозольных рецепторов прогестерона и эстрадиола (ультрацентрифуга UP-65M). Супернатант, представляющий собой цитозольную фракцию, осторожно сливали. Все операции проводили в температурном режиме 0-4 С. Б) Определение белка в цитозольной фракции.
Белок определяли методом Lowry [104]. В качестве стандарта использовали БСА. В) Определение связывания прогестерона (3Н-Р4) и эстрадиола (3Н-Е2) в цитозольной фракции эндометрия.
Определение рецепторов прогестерона и эстрадиола в цитозольной фракции проводили радиолигандным методом [2]. Для определения общего связывания пробы содержали 20 мкМ 3Н-Р4 и 1мМ гидрокортизона или 5 мкМ 3Н-Е2 в исследуемой фракции ткани. Для определения неспецифического связывания пробы дополнительно содержали 3 мМ прогестерон и 1 мМ диэтилстильбэстрола соответственно, стероиды вносили в пробирки в виде спиртового раствора. Этанол, после раскапывания, испаряли в токе азота. Затем для определения связывания прогестерона добавляли исследуемую фракцию ткани (цитозольная фракция 1-5 мг белка/мл), тщательно встряхивали и инкубировали 2 часа, после чего добавляли 100 мкл ТЭД - буфера с 50% глицерином, встряхивали и инкубировали еще 2 часа. После чего добавляли по 200 мкл суспензии активированного угля, тщательно встряхивали и инкубировали 30 минут. Затем пробы центрифугировали в течение 15 минут при 1500 g и 200 мкл надосадочной жидкости из каждой пробы помещали во флаконы с 5 мл сцинтилляционной жидкости для радиометрирования.
Для определения связывания эстрадиола добавляли исследуемую фракцию ткани (цитозольная фракция 1-5 мг белка/мл), тщательно встряхивали и инкубировали 18-20 часов, после чего добавляли по 100 мкл суспензии активированного угля, тщательно встряхивали и инкубировали 15 минут. Затем пробы центрифугировали в течение 15 минут при 1500 g и 100 мкл надосадочной жидкости из каждой пробы помещали во флаконы с 5 мл сцинтилляционной жидкости для радиометрирования. Все исследования проводили в триплетах. Связывание стероидных гормонов в цитозоле выражали в фемтомолях гормона, связанного одним мг цитозольного белка. Эту величину рассчитывали по формуле 1: N - специфическое связывание (фемтомоль/мг белка цитозоля); Т - средняя величина общего (в отсутствии конкурента-избыточного количества немеченого гормона) связывания меченого гормона в имп/мин., регистрируемых Р-радиометром; NSB - средняя величина неспецифического (в присутствии конкурента-избыточного количества немеченого гормона) связывания в аналогичной аликвоте в имп/мин., регистрируемых Р-радиометром;
В основе метода лежит свойство Р-частиц вызывать сцинтилляцию веществ в специальных средах. Это дает возможность с большой эффективностью регистрировать Р-излучение, обладающее малой энергией. Для регистрации радиоактивности 200 мкл образца помещали во флаконы с 5 мл сцинтилляционной жидкости. Смесь перемешивали, и радиоактивность образца регистрировали на жидкостном сцинтилляционном радиометре SL-30 Intertechnique. Эффективность счета для 3Н составила 50-55%.
А) Выделение мононуклеарной фракции крови по методу Boyum [39].
Кровь с гепарином (10 мл) разводили таким же количеством раствора прозрачного Хэнкса, т. е. в соотношении 1:1 (по обьему). Затем кровь с Хэнксом в объеме 5 мл наслаивали на 3 мл теплого раствора фиколла– урографина. Затем центрифугировали 45 минут при 2000 об/мин. После центрифугирования стерильной пипеткой отбирали фракцию мононуклеаров. Полученную фракцию переносили в чистую пробирку и доводили раствором Хэнкса до 10 мл. Далее центрифугировали 15 минут при 1600 об/мин. После чего сливали надосадочную жидкость и осадок доводили раствором Хэнкса до 10 мл, затем центрифугировали 15 минут при 1600 об/мин. Далее сливали надосадочную жидкость и получали суспензию МНФ, путем ресуспензирования осадка с остатками раствора Хэнкса. Все операции проводили в температурном режиме 0-40С. Клеточный состав выделенной фракции МНФ периферической крови оценивали с помощью проточной цитофлюориметрии
Б) Определение специфического связывания прогестерона (3Н-Р4) и эстрадиола (3Н-Е2) в МНФ клеток периферической крови.
Определение специфического связывания прогестерона и эстрадиола в мононуклеарной фракции проводили радиолигандным методом [2]. Для определения общего связывания пробы содержали 20 мкМ 3Н-Р4 и 1мМ гидрокортизона или 5 мкМ 3Н-Е2. Для определения неспецифического связывания пробы дополнительно содержали 3 мМ прогестерона или 1 мМ диэтилстильбэстрола соответственно, стероиды вносили в лунки 96-луночного планшета в виде спиртового раствора. Этанол, после раскапывания, испаряли в токе азота. Затем добавляли исследуемую фракцию крови (0,5 – 1 млн/клеток на лунку) и инкубировали 60 минут для определения связывания прогестерона и 30 минут – для эстрадиола, после чего по 100 мкл суспензии из каждой лунки помещали на стеклянные фильтры Whatman GF/B и промывали 100 кратным избытком ТЭД - буфера. Стеклянный фильтр из каждой пробы помещали во флаконы с 5 мл сцинтилляционной жидкости для радиометрирования. Все исследования проводили в триплетах. Связывание стероидных гормонов в МНФ выражали в фемтомолях
Лабораторное оборудование и используемые химические реактивы
В ходе работы обследовано 50 женщин, включенных в программу экстракорпорального оплодотворения. Возраст пациенток был сопоставим и составил в среднем 33,4±3,4 лет, однако 11 пациенток (22%), принадлежали к группе позднего репродуктивного возраста (после 35).
Средние показатели общего анализа крови пациенток соответствуют нормативным значениям. Индивидуальный анализ мононуклеарной фракции на содержание В- и Т-лимфоцитов и моноцитов с помощью проточного цитофлюориметра-сортера FACSAria (Becton Dickenson Co) показал, что Т-лимфоциты составляют в среднем 57% от общей популяции, В-лимфоциты -4,7% и моноциты - 6,1%.
Уровень женских половых стероидов и их соотношение у пациенток до лечения находились в пределах нормативных значений. Стимуляция суперовуляции вызывала значительное увеличение концентрации и эстрадиола и прогестерона, по сравнению с нормой (при овуляции в физиологическом половом цикле) в 5 и в 7 раз, соответственно. Полученные результаты совпадают с литературными данными [93].
Избыток женских половых стероидов необходим для одновременного созревания большого количества яйцеклеток.
В момент трансфера эмбриона в полость матки концентрация эстрадиола была выше нормативных значений практически в 46 раз и составляла 4585,6+103,8 пикомоль/л и в 10 раз выше, чем в контрольной точке. Концентрация прогестерона составляла 428,1+19,3 наномоль/л, что в 10 раз превышает значения в контрольной точке, и в 9 раз нормативные значения. Соотношение концентраций гормонов практически не превышало норму
Обследованных нами пациенток мы ретроспективно разделили на 2 группы в зависимости от исхода лечения: в I группу вошли 28 пациенток с успешной имплантацией, во II – 22 пациентки с безуспешной попыткой ЭКО и ПЭ. Дальнейший анализ приведенных результатов обследования проводился по группам.
Принимая во внимание тот факт, что самые популярные показатели прогноза успеха ЭКО это - возраст, длительность бесплодия, наличие родов и число неудачных попыток ЭКО в анамнезе [96], мы сначала проанализировали данные две группы именно по этим параметрам. Достоверных различий выявлено не было (p 0,05): средний возраст составил 33,5 и 35,5 лет в I и II группах соответственно, длительность бесплодия 5,55 у пациенток I группы и 6,05 лет у пациенток II группы. 75% женщин I и 68,2% II группы имели вторичное бесплодие, 57% и 50% пациенткам I и II групп соответственно, не имели в анамнезе попыток ЭКО и ПЭ.
В настоящее время разрабатывается целый спектр различных методов прогнозирования, которые находятся на стадии исследования и нуждаются в дальнейших доработках [118]. Однако предлагаемые методы основаны на инвазивном вмешательстве в полость матки, что является травматичным и не сочетается с целью программы ЭКО [78]. В литературе отсутствуют достоверные данные описывающие уровень экспрессии РП в цитозоле эндометрия или на клетках МНФК в качестве маркера прогноза эффективности ЭКО.
Условием эффективности программы ЭКО в случае переноса эмбрионов хорошего качества, прежде всего является готовность материнского организма к беременности [20, 54, 95], а именно состояние рецепторного статуса эндометрия и иммунокомпетентных клеток.
Для оценки эндометрия мы проводили исследование содержания в нем рецепторов прогестерона и эстрадиола. С этой целью на 20-22 день менструального цикла проводилась пайпель-биопсия эндометрия. Процедура удалось провести только у 31 пациентки, у 8 больных не удалось ее осуществить вообще, вследствие спазма внутреннего зева и болезненности , а в 11 случаях материала полученного при пайпель-биопсии оказалось недостаточно.
В результате проведенных исследований нами не выявлено достоверной разницы в рецепции женских половых стероидов в цитозоле эндометрия у пациенток в зависимости от успеха имплантации. Разброс полученных данных был достаточно велик, что соответствует литературным источникам [37]. В частности, у пациенток с успехом ЭКО уровень цитозольных рецепторов эстрадиола был максимальным и равнялся 30,57+14,28 фемтомоль/мг белка. У женщин с отсутствием имплантации величина этого показателя была ниже и составила 9,325+9,325 фемтомоль/мг белка. Средняя концентрация рецепторов прогестерона у пациенток с успешной имплантацией составляла 152,9+65,69 фемтомоль/мг белка, а с ее отсутствием - 164,3+107,4 фемтомоль/мг белка.
Индивидуальный анализ полученных данных показал, что у пациенток с успешной имплантацией частота встречаемости нулевых значений уровня стероидных рецепторов в цитозоле эндометрия достоверно ниже по сравнению со второй группой пациенток: для РП - 37% против 57% (р0,05), для РЕ - 12% против 42% (р0,01). Это правило так же распространяется и на отрицательные по обоим рецепторам образцы эндометрия: 12% в первой группе, против - 29% во второй группе (р0,01).
Таким образом, окончательный анализ результатов нашего исследования не подтвердил гипотезу о достаточной информативности рецепции прогестерона и эстрадиола в эндометрии для прогноза эффективности программы ЭКО. При этом биопсия эндометрия является травматичной и болезненной процедурой, что в ряде случаев является причиной отказа пациенток от нее. При этом массированная инфильтрация эндометрия иммунокомпетентными клетками в период имплантационного окна [52] позволяет переместить наше внимание на рецепцию женских половых стероидов именно в этих клетках.
Значение клеток мононуклеарной фракции периферической крови (МНФК) в функционировании маточно-плацентарной единицы подробно изучено [52]. В частности, им отводится роль сдерживания системной иммунной реакции матери на аллогенный трансплантат (эмбрион) за счет продукции прогестерон индуцированных блокирующих факторов. С другой стороны, мононуклеарные клетки крови находятся под гормональным контролем, т.к. в достаточном количестве экспрессируют рецепторы половых гормонов. Следовательно, нарушение рецепции половых стероидов на клетках МНФК может быть одной из причин бесплодия. Приведенные аргументы явились основанием для поиска критерия прогноза эффективности программы ЭКО и сравнения уровня рецепторов половых стероидов в МНФ периферической крови у пациенток двух групп.
Среднее значение специфического связывания прогестерона в МНФК у пациенток I группы (с успешной имплантацией) в первой точке составило 4,78 фемтомоль/млн клеток. У пациенток II группы (без имплантации) данный параметр был в 1,8 раза ниже и составил 2,8 фемтомоль/млн. клеток, что оказалось статистически значимо ниже, чем в I группе (р=0,043).
Еще более информативные данные получены при анализе специфического связывания прогестерона в МНФК пациенток включенных в программу ЭКО в зависимости от успеха имплантации с поправкой на внеэндометриальные причины отсутствия имплантации, «эмбрионы сомнительного качества». Уровень рецепторов прогестерона в группе пациенток с наступившей беременностью был достоверно выше по сравнению с уменьшенной на 7 пациенток II группой (р=0,0024).
Данные лабораторного исследования крови пациенток
Так как нашей целью было разработать критерий эффективности длинного протокола ЭКО и ПЭ, а т.к. специфическое связывание прогестерона в МНФК в контрольной точке (середине лютеиновой фазы цикла перед назначением аГнРГ) оказалось единственно прогностически ценным для наступления беременности, то данный параметр и был выбран таким критерием.
Специфическое связывание прогестерона на клетках МНФ периферической крови в контрольной точке положительно коррелирует только с уровнем экспрессии РП в цитозоле эндометрия и, по результатам нашего исследования, не коррелирует с возрастом, видом и фактором бесплодия и другими характеристиками пациенток, т.е. является достаточно независимым показателем.
Анализ исходов программы ЭКО для пациенток обеих групп показал следующее: из 28 с наступившей беременностью женщин I группы у 17 (61%) была одноплодная беременность, у 11 (39%) – беременность двойней. При этом у 24 (86%) беременность завершилась родами: у 18 - срочные роды и у 6 – преждевременные. У остальных 4 пациенток (14%) беременность прервалась в ранних сроках (2 женщины) и во 2 триместре (2 пациентки). Количество живорожденных детей всего – 32.
Пациентки II группы (22) были ретроспективно (спустя 2 года) разделены на 2 группы: к А группе были отнесены 10 забеременевших самопроизвольно или с помощью позднее проведенных циклов ВРТ, а к В группе 12 так и не забеременевших (ни самопроизвольно, ни в результате повторно проведенного лечения) пациенток.
Интересным оказался тот факт, что пациентки этих ретроспективно выделенных подгрупп имели различия в рецептивности МНФК в контрольной точке исследованного нами цикла. Так, на клетках МНФК периферической крови в дальнейшем забеременевших пациенток содержалось большее количество, по сравнению с женщинами так и не забеременевших, как РП (среднее значение 6,43 фемтомоль/млн.клеток против 1,07 фемтомоль/млн.клеток), так и РЭ (среднее значение 8,43 фемтомоль/млн.клеток против 2,44 фемтомоль/млн.клеток), а соотношение количества этих рецепторов имело сдвиг в сторону преобладания успешной имплантации (в среднем 4,05 против 1,96). Однако, учитывая большой разброс данных, разница статистически не достоверна (p=0,456; p=0,203 и p=0,628 соответственно).
Однако наступление беременности в результате проведенного лечения не всегда является гарантом рождения здорового ребенка, успех которого во много связан с правильным применением препаратов гестагенной поддержки. Проведение поддерживающей гестагенной терапии является обязательным этапом в перечне процедур, предусмотренных циклом ЭКО. Для этой цели используют препараты натурального прогестерона или дидрогестерон, но они, к сожалению не всегда эффективны. Кроме того, в настоящее время не существует четких рекомендаций по выбору гестагенного препарата при проведении ЭКО, и врач назначает лечение эмпирически [19]. При этом структурные различия молекул прогестерона и дидрогестерона, с одной стороны, и индивидуальные колебания аффинитета рецепторов прогестерона конкретных женщин, с другой, могут обеспечить персонализованный подход к назначению гормональной терапии с целью повышения ее эффективности [10]. Поэтому нами была исследована относительная связывающая активность прогестерона и дидрогестерона с РП. В результате данного исследования показано, что специфическое связывание дидрогестерона с рецепторами прогестерона мононуклеарных клеток периферической крови пациенток, включенных в программу ЭКО, варьирует от 0 до 298%, при этом у 38% женщин дидрогестерон уступает прогестерону в конкуренции за гестагенные рецепторы, а 62% - превышают. Выявленные вариации специфического связывания дидрогестерона с рецепторами прогестерона являются резервом повышения эффективности вспомогательной репродуктивной технологии за счет индивидуального подбора препаратов гормональной терапии.
У 31 пациентки (62%), включенной в программу ЭКО, отмечено преимущественное связывание дидрогестерона с гестагеновыми рецепторами мононуклеаров периферической крови, превышающее связывание прогестерона в среднем в 10,6 раз.
![Трансвагинальная гидролапароскопия в обследовании пациенток с бесплодием [Электронный ресурс]](/i/i/4291/199584.png "Трансвагинальная гидролапароскопия в обследовании пациенток с бесплодием [Электронный ресурс] Егикян Наталья Микаеловна")
