Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Современные взгляды на регенерацию костной ткани верхней челюсти при реконструктивных операциях (обзор литературы). 9
1.1 Количественные и качественные изменения костной ткани верхней челюсти после утраты зубов . 11
1.2 Методы реконструкции альвеолярных отростков верхней челюсти и используемые для этого материалы. 14
1.3 Потенциал использования стромальных остеогенных клеток костного мозга. 27
Глава 2. Материалы и методы исследования. 34
2.1 Экспериментальный раздел. 34
2.1.1 Метод выделения и выращивания стромальных остеогенных клеток-предшественников у животных . 34
2.1.2. Характеристика используемых материалов. 36
2.1.3. Метод обратной трансплантации остеогенных клеток-предшественников у животных. 37
2.1.3 Метод гистологического исследования. 38
2.2 Клинический раздел. 39
2.2.1 общая характеристика больных. 39
2.2.2 Общеклинические методы исследования. 40
2.2.3 Лучевые методы исследования. 40
2.2.4 Метод забора костного мозга у людей. 43
2.2.5. Метод культивирования стромальных остеогенных клеток-предшественников у людей. 46
2.2.6 Метод иммуноцитохимического исследования остеогенных клеток. 46
2.2.7. Метод реконструктивной операции, проводимой на верхней челюсти . 48
2.2.8. Метод установки остеоинтегрируемых имплантатов 51
Глава 3. Результаты применения биокомпозиционных материалов «Биоматрикс» и «Алломатрикс-имплант» совместно с аутологичными стромальными клетками-предшественниками в эксперименте . 52
Глава 4. Результаты клинического применения разрабатываемой методики. 69
4.1 Результаты изучения гомогенности выращиваемой культуры клеток у пациентов . 69
4.2 Результаты клинического применения биокомпозиционного материала «алломатрикс-имплант» в сочетании с аутологичными стромальными клетками-предшественниками при реконструктивных операциях на альвеолярных отростках челюстей.
Обсуждение. 94
Выводы. 100
Практические рекомендации. 101
Список литературы. 102
- Количественные и качественные изменения костной ткани верхней челюсти после утраты зубов
- Метод выделения и выращивания стромальных остеогенных клеток-предшественников у животных
- Метод реконструктивной операции, проводимой на верхней челюсти
- Результаты изучения гомогенности выращиваемой культуры клеток у пациентов
Введение к работе
Дефекты зубных рядов, и особенно полное отсутствие зубов, довольно часто обуславливают проблемы полноценной фиксации и функционирования протезов. Атрофия альвеолярных отростков является основным препятствием к рациональному протезированию. Средняя убыль высоты альвеолярного отростка к 6 месяцу после удаления зубов составляет в среднем 2,3 мм для нижней челюсти и 4,4 мм для верхней [53]. Особенности данной анатомической зоны не позволяют сохранять исходный размер костной ткани после экстракции зубов, следовательно, утраченный объём можно возместить только хирургическим путём, подсаживая биоматериалы, способные либо механически выполнять функции кости, либо оказывать индуцирующее влияние на процессы её регенерации.
Для создания оптимальных условий ортопедического лечения с использованием имплантатов существует отдельный класс оперативных вмешательств. Основную группу этих вмешательств составляют реконструктивные костно-пластические операции, направленные на увеличение объёма костной ткани в месте установки имплантата [72,82,117].
В настоящее время досконально изучен минеральный состав костной ткани челюстей, особенности её регенерации и ремоделирования [3]. На основании этих данных создано большое количество биокомпозиционных материалов. Применяемые костно-пластические материалы, кроме простого заполнения объёма костного дефекта, теперь выполняют сложную функцию по индукции остеогенеза, воздействию на прогениторные клетки, доставки лекарственных веществ в очаг. Для этих целей используется широкий спектр материалов: коллаген, гидроксиапатит и различные их комбинации, консервированная алло-, ксено-, брефокость, аутокость [4,5,9,16,27,46]. Одним из наиболее часто применяемых аутологичных материалов остаётся трансплантат из гребня подвздошной кости, содержащий жизнеспособные остеобласты и костные стволовые клетки, обладающие потенцией к остеогенезу [16]. Как показывает хирургический опыт, существующие материалы полностью не удовлетворяют требованиям хирургов из-за отсутствия строго прогнозируемой эффективности их применения, что на наш взгляд, связано с наличием только остеокондуктивных свойств этих материалов. В случае применения аутологичных материалов основным недостатком является нанесение дополнительной травмы, пропорциональной возмещаемому дефекту и длительный болевой синдром в области протезного ложа.
С целью улучшения качеств биокомпозиционных материалов фирмой «Коннектбиофарм» разработаны и внедрены в практику новое поколение биокомпозиционных остеопластических материалов с остеоиндуктивными свойствами. [19,30].
Работа в этом направлении активно продолжается в настоящее время, и одним из перспективных направлений является использование биокомпозиционных материалов, содержащих живые клетки.
В конце 60-х годов прошлого столетия в НИИЭМ им. Н.Ф.Гамалеи была выявлена новая популяция клеток костного мозга, относящаяся к мезенхимальному ростку - остеогенные стромальные клетки-предшественники [84]. При эксплантации клеток костного мозга в монослойные культуры, через 10-14 дней в них образуются видимые невооруженным глазом дискретные колонии, состоящие из нескольких тысяч фибробластов. Стромальные фибробласты за 2-3 месяца культивирования клетки проходили 37-39 удвоений. Результаты последующих исследований показали, что в процессе культивирования остеогенные клетки не только сохраняются, но размножаются в культурах, т.е. они самоподдерживаются в составе диплоидных штаммов. Способность штаммов образовывать костную ткань проявлялась не только при трансплантации клеток в диффузионные камеры, но и при трансплантации в открытой для клеток системе - под капсулу почки [49,50].
Так, до настоящего момента существует проблема носителя этих клеток при трансплантации, так как простое введение клеточной суспензии в ткани не приводит к формированию кости, не указан достаточно четко способ насыщения трансплантата клеточной суспензией. Перспективным, на наш взгляд, является и разработка биоматериала на основе костного коллагена, как основного структурного белка кости, в качестве носителя остеогенных клеток предшественников для возмещения костных дефектов.
Все выше перечисленное и определило выбор цели исследования.
Количественные и качественные изменения костной ткани верхней челюсти после утраты зубов
Верхняя челюсть представляет собой парную кость сложного строения. Она имеет тело и четыре отростка - альвеолярный, небный, лобный и скуловой. В теле верхней челюсти располагается самая крупная воздухоносная придаточная пазуха носа. По данным разных авторов объем пазухи составляет от 18,6-20,5 смЗ, до 2,8-4,2 смЗ [17,24,41], ширина равна 25 мм, высота - 33 мм, переднезаднее расстояние - 34 мм. Выделяют три типа строения пазух: пневматический, склеротический и промежуточный [7]. При пневматическом типе размеры пазухи относительно велики, стенки тонкие, дно часто глубоко вдается в альвеолярный отросток, образуя бухты. При этом корни зубов (больших и малых коренных) отделены от дна верхнечелюстной пазухи лишь очень тонкой костной пластинкой или контактируют непосредственно со слизистой оболочкой. Склеротический тип верхних пазух характеризуется малым объемом и выраженной толщиной кости (до 10 мм и более). Пневматический тип верхнечелюстных пазух встречается чаще [31]. По данным Л. И. Свержевского верхнечелюстная пазуха в 42,8% опускается ниже дна полости носа, в 17,9% стоит выше его, а в 39,3% - на одном уровне. Длина альвеолярной бухты, по данным этого же автора, в среднем равна 3,0 см, ширина около 8,9 мм.
Альвеолярный отросток имеет вид арки, состоящей преимущественно из губчатого вещества кости и располагающейся в них альвеол, дающих опору зубам. Кортикальный слой выражен слабо, с вестибулярной стороны - тоньше по сравнению с небной. В возрасте до 30 лет в костной ткани челюстей при интактных зубных рядах, отмечается морфофункциональная стабильность, уравновешенность процессов костной перестройки. В 31-40 лет впервые определяются иволютивные изменения [47], проявляющиеся в появлении очагов остеопороза.
Атрофия альвеолярных отростков не сравнима с обычной старческой атрофией, а соответствует "патологическому процессу", который, спустя несколько месяцев, после потери зубов ведет через прогрессирующее разрушение костей к явным изменениям формы и массивной потере вещества альвеолярного отростка [47,69]. В этот период быстрее уменьшается вестибулярная стенка альвеол, причем скорость резорбции кости на верхней челюсти в 3-4 раза выше, чем на нижней [53,119]. Вестибулярная стенка альвеолярного отростка верхней челюсти при сохранных зубах получает значительную нагрузку за счет сил напряжения от периодонта, в то время как небная часть воспринимает минимальную нагрузку. Существенным фактором деструктивных процессов после потери зубов, является то обстоятельство, что жевательное давление больше не распределяется на кость в целом, а исключительно на ее поверхность. В этом случае происходит атрофия от давления, приводящее к большей потери кости соответственно с вестибулярной стороны альвеолярного отростка [114]. Также степень выраженности атрофических процессов в кости после удаления зубов связана с нарушением сосудистой системы и питанием, изменением баланса резорбции и продукции костной ткани вследствие перераспределения механических напряжений в альвеолярных отростках и активации остеокластов. В возрасте до 60 лет наблюдается истончение костных стенок, позже атрофия стенок верхнечелюстных пазух нарастает [47].
Описаны три типа соотношения дна верхнечелюстной пазухи с корнями верхних зубов. При первом типе (в 19 % случаев) корни зубов верхней челюсти располагаются около дна или проникают в пазуху, при втором (47 % случаев) верхушки верхних зубов не доходят до дна верхнечелюстной пазухи, а толщина костной стенки при этом составляет от 1 до 13 мм. Третий (комбинированный) тип встречается в 34 % случаев [54]. Наименьшее расстояние между дном верхнечелюстной пазухи и верхушками корней зубов наблюдается у первого коренного зуба и составляет около 2,05-2,02 мм [17]. По мере потери зубов верхнечелюстная пазуха сближается с альвеолярным отростком верхней челюсти и их может разделять только тонкая пластинка кости. В дистальном отделе альвеолярного отростка после удаления моляров пространство зубной альвеолы может соединяться с пазухой [99], что приводит к необходимости поднимать дно пазухи биоматериалами или отказу от имплантации.
Метод выделения и выращивания стромальных остеогенных клеток-предшественников у животных
В работе нами были использованы 10 кроликов породы Шиншилла весом 2,5-3,0 кг.
Забор костного мозга у данных животных осуществляли по следующей методике. Проводили бритье и обработку операционного поля растворами антисептиков. Под местной анестезией 0,5% раствором новокаина над крылом подвздошной кости производили разрез кожи длиною 5,0 см. Далее рассекали подкожную фасцию и отслаивали ягодичную мышцу с надкостницей. Скелетировали крыло подвздошной кости, участок которого размером 1,5x2,0 см резецировали с помощью костных кусачек. Затем проводили гемостаз и рану послойно ушивали наглухо.
Резецированный фрагмент подвздошной кости помещали в стерильную чашку Петри и переносили в бокс, где и производили с ним все дальнейшие операции. Кость освобождали от остатков мягких тканей и надкостницы с помощью глазных ножниц и скальпеля. Во избежания подсыхания кости её поверхность смачивали средой а-МЕМ. Очищенный участок крыла подвздошной кости рассекали на две части вдоль кортикальных пластин и скальпелем выскабливали губчатую кость с костным мозгом, которую затем измельчали до размера частиц 1,0-1,5 мм3. Полученный объём костного мозга с крошкой губчатой кости в количестве 0,5 см переносили во флакон, содержащий 3,0 мл 0,25% раствора трипсина. Трипсинизацию проводили при комнатной температуре в течение 20 минут на магнитной мешалке со скоростью 60-90 оборотов в минуту. Затем фрагментам костного мозга давали осесть в течение 1 минуты, а надосадочную жидкость переносили в следующий флакон, содержащий для инактивации трипсина 2,0 мл сыворотки эмбрионов коров. Трипсинизацию в первом флаконе повторяли 3 раза, добавляя в него свежую порцию фермента в том же объёме.
Обработанные трипсином клетки центрифугировали при 1000 об/мин. в течение 10-12 минут при t = 4С. Надосадочную жидкость удаляли. Клетки ресуспензировали в новой порции среды а-МЕМ, фильтровали через четырёхслойный капроновый фильтр и подсчитывали их количество в камере Горяева. Затем клетки в количестве 104-105 клеток на 1 см2 дна помещали во флаконы для выращивания культур. Каждый флакон содержал полную питательную смесь, состоящую из 80% среды а-МЕМ, 20% фетальной телячьей сыворотки, а также 100 ЕД пенициллина и 50 мг стрептомицина на 1 мл раствора. Культивирование клеток проводили в термостате при 37С в атмосфере воздуха с 5% содержанием углекислого газа.
На 10-12 сутки после эксплантации клеток во флаконах формировались видимые невооружённым глазом дискретные колонии стромальных фибробластов. В дальнейшем, когда растущие клетки формировали на дне флакона плотный монослой, проводили ряд последовательных пассажей для получения достаточного числа клеток для заполнения объёма трансплантата.
Для этого из флаконов с монослоем стромальных фибробластов, отсасывали питательную среду и промывали их 20-25 мл среды 199 для удаления сыворотки. После этого промывочную среду отсасывали и во флаконы заливали 5,0-6,0 мл 0,25% раствора трипсина, которым в течение 1-3 минут обрабатывали клетки. Затем трипсин удаляли, а культуральные флаконы помещали в термостат на 15-20 минут при температуре 37С. По истечении этого времени во флаконы добавляли 5,0-7,0 мл свежей среды ос-МЕМ.
Далее, большую часть клеток отделяли от поверхности флакона лёгким покачиванием. Не открепившиеся от поверхности, клетки, смывали средой находящейся во флаконе с помощью шприца с длинной иглой, изогнутой на конце под углом 75 градусов. Полученную со всех культуральных флаконов клеточную суспензию объединяли. С помощью камеры Горяева подсчитывали в ней концентрацию клеток и переносили в количестве 5-7x10 клеток / см2 площади дна в новые флаконы. Перед последним пассажем проводили бактериологический контроль. Для этого из флакона с клеточной суспензией, полученной со всех культуральных флаконов, отсасывали 0,5 мл надосадочной жидкости и переносили в пробирку с мясопептонным бульоном. Пробирку помещали в термостат при 37 С и культивировали в данных условиях в течение 7 суток. В качестве носителя остеогенных клеток-предшественников нами были выбран материал «Алломатрикс-имплант». «Алломатрикс-имплант» представляет собой высокоочищенный коллаген, выделенный из губчатой части трупной кости человека. Данный материал изготавливается фирмой ООО «КОНЕКТБИОФАРМ» в виде блоков, пластин или дисков и содержат суммарную фракцию костных гликозоаминогликанов в концентрации 0,4 мг/см3. Костный коллаген в материале имеет естественную пористость, присущую нативной кости, нетоксичен, обладает хорошей биосовместимостью и полностью способен моделировать форму костного дефекта. По своим физическим свойствам в сухом стоянии «Алломатрикс-имплант» представляет собой твердый пористый материал светло-жёлтого цвета, незначительно крошащийся с краёв (рис 1). После смачивания блоков «Алломатрикс-импланта» физиологическим раствором или питательной средой он становится эластичными, сжимаемыми, и похожими по качеству на поролоновую губку.
Метод реконструктивной операции, проводимой на верхней челюсти
В данном разделе работы нами был смоделирован процесс эктопического остеогенеза при имплантации в различные типы тканей (под надкостницу теменной кости, под капсулу почки и в поперечно-полосатые мышцы) кролика биокомпозиционных материалов, содержащих костный коллаген и сульфатированные гликозаминогликаны в сочетании с аутологичными стромальными клетками-предшественниками.
Как показали наблюдения уже через 1,5 месяца после операции в местах трансплантации биопластических материалов "Биоматрикс" или "Алломатрикс-Имплант", предварительно насыщенных стромальными клетками-предшественниками, выявлялись свободно лежащие тканевые образования, которые, как правило, имели твердую структуру. В некоторых случаях при их извлечении из организма реципиента в конце опыта в них визуально определялась кость с красным костным мозгом. Всего в настоящей работе нами было изучено 42 образца, которые были представлены следующими экспериментальными сериями: 1. 12 имплантатов, помещенных под надкостницу черепа кролика. 2. 11 имплантатов, помещенных под почечную капсулу кролика. 3. 9 имплантатов, введенных кроликам внутримышечно. 4. 10 контрольных образцов. Имплантация материалов под надкостницу черепа. Гистологический анализ полученных в эксперименте данных показал, что использованные нами биокомпозиционные материалы способны оказывать остеоиндуктивное действие на окружающую их соединительную ткань (СТ). . Окраска гематоксилин-эозин. Увеличение X 200. Так, на рис. № 13 представлена гистологическая картина в зоне "Алломатрикс-Имплант" через 1,5 месяца. На препарате четко видны остатки имплантированного материала - костного коллагена, которые расположены вблизи мышечной части апоневроза черепа кролика. Этот коллаген существенно фрагментирован и окружен фибро-васкулярной тканью с явлениями оссификации вблизи его волокон. В центральной части препарата между двумя фрагментами имплантата хорошо определяется участок сформировавшейся костной ткани, который не имеет четких границ. Остеобласты внутри данной вновь сформированной кости представлены в небольшом количестве. Тем не менее, они активны, о чем свидетельствуют процессы костеобразования вблизи имплантата.
На следующем препарате (рис. № 14) нами приведены данные по изучению эффекта материала «Биоматрикс» на процессы остеоиндукции. На представленном гистологическом срезе данный материал имеет вид безклеточных плотно упакованных волокон, непосредственно с которыми граничит новая кость. Реально видно, что вновь сформированная костная ткань прилежит к волокнам ксеноколлагена и отделена от них четкой линией. Костные клетки - остеоциты, не многочисленны и располагаются в лакунах. В зоне имплантации и вокруг самого биопластического материала явлений фиброза и/или воспаления не наблюдается. Последнее указывает на отсутствие иммунных реакций со стороны хозяина на подсаженный ксено-материал.
Таким образом, в контрольной серии образцов, где биокомпозиционные материалы были имплантированы нами без предварительного насыщения их стромальными клетками предшественниками, процессы эктопического остеогенеза были выявлены у большей части экспериментальных животных (в 70% случаев), но степень выраженности этих процессов существенно варьировала от животного к животному.
При совместном использовании в эксперименте биопластических материалов нового поколения и стромальных клеток-предшественников нами были получены более стабильные результаты по индукции остеогенеза в зоне имплантации.
Так, на рис № 15 представлены результаты поднадкостничной имплантации "Алломатрикс-Имплант" и клеток- предшественников вблизи шва черепа. На срезе видна образовавшаяся костная ткань с многочисленными линиями склеивания. Вокруг данной кости расположена разросшаяся безсосудистая хрящевая ткань. Явлений фиброза и воспаления в зоне имплантата не отмечается. Хорошо видно, что с одного края на препарате костная ткань хорошо развита, тогда как слева она менее зрелая. В нижней части данного рисунка отчетливо представлен фрагмент имплантата в виде распадающегося коллагена, который плотно прилегает к кости. Основная же масса имплантата полностью замещена костью.
Практически сходная гистологическая картина формирования эктопической кости под надкостницей черепа представлена нами и на рис. №16. Так, в нижней части данного препарата хорошо видна пластинка черепной кости, над которой располагается вновь образованная костная ткань грубопучкового типа с немногочисленными клетками. Характерно, что в её верхней части идет формирование костного канала. Об активном метаболизме в зоне развития костной ткани также свидетельствуют отдельные участки кости претерпевающие как процессы новообразования, так и её резорбции. В следующей серии экспериментов нами были изучены процессы, происходящие в мышечной ткани кроликов после имплантация им биопластических материалов «Биоматрикс» или «Алломатрикс-Имплант» совместно с костномозговыми стромальными клетками-предшественниками.
Было установлено (рис № 17), что через 1,5 мес. после операции в мышечной ткани в месте имплантации биокомпозитов, как и в случае имплантации под надкостницу черепа, не отмечается процессов воспаления. Кроме того, вокруг введенного материала не происходит и формирования фиброзной капсулы, что указывает на отсутствие реакции со стороны организма по типу иммунного ответа на инороднее тело.
На этом же препарате видно, что имплантат в нижней своей периферической части трансформирован в костную ткань, в лакунах которой отмечается большое количество мелких остеоцитов. При этом та часть имплантата, которая заместилась костной тканью, отделена от исходных волокон коллагена резкой линией. Другая, большая его часть, которая осталась без существенных изменений, имеет характерный вид плотно упакованных волокон и содержит малое количество клеток.
Результаты изучения гомогенности выращиваемой культуры клеток у пациентов
В задачу настоящего исследования входила разработка метода реконструктивных вмешательств на альвеолярных отростках челюстей с использованием нового биокомпозиционного материала на основе костного коллагена, насыщенного сульфатированными гликозоаминогликанами -«Алломатрикс-имплант» и костномозговых клеток предшественников остеобластов, выращенных в монослойной культуре in vitro, отработка методики забора костного мозга у человека и применение разработанной системы у больных с полной и частичной вторичной адентией.
При клиническом обследовании 12 пациентов у всех были выявлены одно- или двухсторонние дефекты зубных рядов верхней и нижней челюстей в виде концевых или включённых дефектов от одного до трёх зубов в сочетание с атрофией альвеолярных отростков в области отсутствующих зубов. При рентгенологическом обследовании - компьютерной томографии и ортопантомографии верхней челюсти у этих пациентов диагностировано низкое расположение дна верхнечелюстного синуса, с толщиной нижней стенки в области дефекта от 1,3 до 3,5 мм.
Проведено лечение 12 пациентов с полной и частичной адентией по разработанной методике. Всем больным проводилось три инвазивных вмешательства - забор костного мозга, операция синуслифтинг и установка двухэтапных остеоинтегрируемых имплантатов «ЛИКо».
Первая операция по забору костного мозга из гребня подвздошной кости выполнена под общим обезболиванием, вторая под комбинированной анестезией, для последующих вмешательств использовали местную инфильтрационную анестезиею в сочетании с внутривенной премедикацией. В подвздошной области производили разрез кожи и подкожно-жировой клетчатки длиной 1,0 см. Выемку губчатой кости с костным мозгом производили шнековидным трепаном конструкции Сёмкина В. А. Полученную стружку губчатой кости с костным мозгом немедленно помещали во флакон со средой а-МЕМ для транспортировки в лабораторию стромальной регуляции иммунитета НИИЭМ им. Н. Ф. Гамалеи РАМН. Гемостаза костной раны достигали тампонадой стерильным пчелиным воском, мягких тканей - электрокоагуляцией. Раны ушивали наглухо с оставлением на одни сутки перчаточного выпускника, закрывали асептической повязкой. Все больные начинали ходить в день оперативного вмешательства, выраженность болевого синдрома была незначительной. Большинство пациентов не пользовались обезболивающими препаратами более 1-2 раз в сутки в течение 2-Зх дней после операции. Перевязки проводили на первые, третьи и седьмые сутки. Как правило, отмечался незначительно выраженный отёк в зоне операции на 2-3 сутки. Раны у всех пациентов зажили первичным натяжением. Швы снимали на 7-8е сутки после операции. В среднем через 3-4 недели, необходимых для наращивания достаточного количества клеток-предшественников остеобластов, их снимали с культуральных флаконов и насыщали блоки «Алломатрикс-имплант» размером 0,8x0,8x2,0 см в концентрации 2 10 клеток на 1 см . В этот же день под комбинированной анестезией всем пациентам выполняли операцию синуслифтинг с одной или с двух сторон с имплантацией биопластической композиции, состоящей из костного коллагена, сульфатированных гликозоаминогликанов и аутологичных клеток-предшественников. Производили дугообразный разрез по гребню альвеолярного отростка основанием кверху длиной 4,0 см. Скелетировали переднюю стенку гайморовой пазухи. Шаровидным бором, со скоростью 10000-15000 оборотов/минуту и непрерывной подачей охлажденного до 6 С стерильного физиологического раствора, на кортикальной пластинке выпиливали и подворачивали костный фрагмент размером 1,0x1,5 см, таким образом, чтобы он по возможности упирался в медиальную стенку верхнечелюстного синуса, формируя новое дно гайморовой пазухи. Образованную полость промывали 3% раствором перекиси водорода. На кортикальную пластинку дна полости фрезой наносили 3-5 отверстия диаметром 1,5-2,0 мм до губчатого слоя кости. В сформированную полость вносили блоки «Алломатрикс-имплант», размером 20,0x8,0x8,0 мм, насыщенные аутологичными клетками-предшественниками. Слизисто-надкостничный лоскут укладывали на место. Рану ушивали наглухо викрилом без оставления дренажей. На 2-3 часа на щёчную область накладывали давящую повязку. Как правило, у всех больных отмечался незначительный отёк щёчных областей, достигающий своего максимума ко вторым - третьим суткам после операции. Болевой синдром был выражен незначительно, пациенты не пользовались обезболивающими препаратами чаще 1-2 раз в сутки в течение нескольких дней. У всех пациентов раны зажили первичным натяжением. Швы в полости рта снимали на 7-10е сутки. Через 1,5, 3 и 6 месяцев после операции проводили параллельные исследования на ортопантомографе «gendex» и компьютерном томографе «Picker PQ 2000» с последующим анализом изображений на графической станции «Voxel Q». Плотность тканей в зоне операции оценивали по шкале Хаунсфилда. Получены следующие результаты: Как правило, через 1,5 месяца после операции на ортопантомограмме и рентгеновских компьютерных томограммах у всех пациентов определялась только зона операции - очаг просветления в области дна верхнечелюстной пазухи полуовальной или прямоугольной формы с очагом уплотнения по верхнему краю - дефект передней стенки гайморовой пазухи и расположенное параллельно ходу рентгеновских лучей новообразованное дно гайморовой пазухи. При определении плотности тканей в области имплантации «Алломатрикс-импланта» с остеогенными клетками-предшественниками по шкале Хаунсфилда, она составляла 78-83 ЕД. Через 3 месяца у всех пациентов на ортопантомограмме в области операции видна тень формирующейся остеоидной ткани, располагающаяся в зоне операции - между старым и новым дном верхнечелюстной пазухи. В тоже время при компьютерной томографии плотность подсаженных тканей возросла незначительно - в среднем она увеличилась на 8-10 ЕД, появлялись признаки резорбции подвернутого фрагмента передней стенки верхнечелюстного синуса.
Через 6 месяцев у всех пациентов на ортопантомограмме в зоне операции в заданном объёме определялась новообразованная костная ткань, имеющая сходное строение с окружающей губчатой костью и отделённая от неё тонкой кортикальной прослойкой. Подвёрнутая кортикальная пластинка передней стенки, формирующая новое дно гайморовой пазухи достоверно не определяется. Новообразованная костная ткань имеет строение губчатой кости, с уменьшением рентгенконтрастности от периферии к центру, что, по-видимому, объясняется ходом минерализации от периферии к центру коллагенового имплантата. На компьютерных томограммах отмечается возрастание плотности в зоне операции до 110-120 ЕД по шкале Хаунсфилда, резорбция подвернутой кортикальной пластинки.
