Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы
1.1. Представление о мультипотентных мезенхимных стволовых клетках 10
1.2. Взаимодействие мультипотентных мезенхимных стволовых клеток с опухолью. Механизмы взаимодействия 17
1.3. Исследование взаимодействия «опухоль-стволовые клетки» методами высокоразрешающего имиджинга .27
Глава 2. Материалы и методы
2.1. Объекты исследования .41
2.2. Методы и методики исследования 42
2.3. Схемы экспериментов 50
Глава 3. Результаты и обсуждение
3.1. Изучение взаимодействия СКЖТ-Turbo FP635 с первичной опухолью в ксеногенной модели 57
3.2. Изучение взаимодействия ММСК-GFP(+) с первичной опухолью в аллогенной модели 66
3.3. Изучение взаимодействия ММСК-luc2 с первичной опухолью и метастазами в ксеногенных моделях .75
Заключение 86
Выводы .91
Список литературы
- Взаимодействие мультипотентных мезенхимных стволовых клеток с опухолью. Механизмы взаимодействия
- Исследование взаимодействия «опухоль-стволовые клетки» методами высокоразрешающего имиджинга
- Методы и методики исследования
- Изучение взаимодействия ММСК-GFP(+) с первичной опухолью в аллогенной модели
Взаимодействие мультипотентных мезенхимных стволовых клеток с опухолью. Механизмы взаимодействия
Изучение роли СК в канцерогенезе является объектом интенсивных исследований. Стволовые и прогенеторные клетки различного происхождения играют важную роль в развитии опухоли, но особенно интересны в этом отношении ММСК.
ММСК являются мультипотентными клетками-предшественниками, которые участвуют в структурном и функциональном поддержании соединительной ткани при нормальном гомеостазе. Они также выступают в качестве трофических медиаторов при восстановлении тканей, создавая биоактивные молекулы, которые помогают в регенерации тканей после травм. ММСК играют важную роль при развитии злокачественных новообразований и становятся важными компонентами опухолевого микроокружения. ММСК обладают способностью хоминга к развивающимся опухолям, где они усиливают пролиферацию, подвижность, инвазию раковых клеток, метастазирование и ангиогенез, стимулируют десмоплазию опухоли и подавляют противоопухолевые иммунные ответы. Эти взаимодействия ММСК и раковых клеток способствуют изменению опухолевого микроокружения и опухолевой прогрессии (Cuiffo, Karnoub, 2012).
Исследование патогенеза опухоли в течение многих лет было сосредоточено на накоплении генетических или эпигенетических изменений, присущих раковым клеткам без учета влияния опухолевой стромы (Bissell, Hines, 2011). Однако в последнее десятилетие исследования направлены на понимание сложных взаимных влияний раковых клеток и гетерогенной среды опухолевой стромы, что позволяет понять природу этих взаимодействий не только при поддержании, но и при стимулировании опухолевого роста и прогрессии (Egeblad et al., 2010). Развивающиеся опухоли могут мобилизовать различные клетки из местных и удаленных ниш организма с помощью химических факторов, секретируемых опухолевыми клетками или соседними клетками, разрушенными в процессе новообразования (Arendt et al., 2010). Эти привлеченные («рекрутированные») клетки изменяют состав опухолевой среды и устанавливают сложный комплекс взаимодействий, приводящих к коэволюции раковых и стромальных компартментов (Bhowmick et al., 2004).
Мобилизация и хоминг ММСК в опухоль. Строма солидных опухолей содержит различные типы мезенхимных клеток, таких как эндотелиальные клетки, лимфоциты, макрофаги, нейтрофилы и опухоль – ассоциированные фибробласты. Совсем недавно показано, что ММСК, обнаруженные в микроокружении опухоли играют важную роль в опухолевом патогенезе. ММСК способны мигрировать в опухоли подобно тому, как они мигрируют в поврежденные ткани, поскольку опухолевый рост сопровождается воспалительным процессом (Spaeth et al., 2008). Кроме того, множество исследований, демонстрируют, что человеческие ММСК усиливают опухолевый рост и/или метастатическую прогрессию опухолей, возникающих в широком спектре тканей. Первое свидетельство тропизма ММСК к опухолям было продемонстрировано при трансплантации ММСК в сингенной модели глиомы крыс. Направленная миграция к опухолям и внедрение ММСК было показано в ряде исследований in vitro, используя анализ миграции в трансвеллах и in vivo, используя опухолевые модели на животных. Привлечение ММСК в опухоль было продемонстрировано в ряде ксенотрансплантантных моделей – меланомы, рака яичников, карциномы груди, гепатоцеллюлярной карциномы (Bhowmick et al., 2004; Ren et al., 2008; Niess et al., 2011). Важно отметить, что эндогенные ММСК были найдены в строме как экспериментальных ксенотрансплантантных опухолей, так и опухолей человека, предполагая, что развитие опухолей влечет за собой непрерывное привлечение ММСК для поддержания опухолевой стромы.
Предполагается существование нескольких механизмов привлечения и участия ММСК в канцерогенезе. Наиболее вероятным считается мобилизация ММСК из системных ниш (в первую очередь – КМ) (Kidd et al., 2012) и их последующий хоминг в опухоль в ответ на действие хемотаксических агентов, продуцируемых раковыми клетками, а также экспрессия соответствующих рецепторов на поверхностиММСК.
Известно, что тропизм ММСК КМ к опухолям обусловлен факторами, участвующими в привлечении гематопоэтических стволовых клеток и иммунноцитов: моноцитарный хемотаксический белок-1(MCP-1), фактор стромальных клеток -1 (SDF-1), циклофилин В и фактор роста гепатомы (HDFG), урокиназный активатор плазминогена (uPA), IL-6, основной фактор роста фибробластов (bFGF), эндотелиальный фактор роста сосудов (VEGF) (Ritter et al., 2004; Dwyer et al., 2007; Lin et al., 2008; Gutova et al., 2008; Rattigan et al., 2010; Bhoopathi et al., 2011). Многие факторы, выделяющиеся при повреждениях тканей и образовании опухолей, являются хемоаттрактантами для ММСК in vitro: VEGF, bFGF, фактор роста тромбоцитов (PDGF), инсулиноподобный фактор роста (IGF), TGF, хемокины и цитокины, кателицидин (LL-37) и комплементные компоненты C3a and C5a (Ponte et al., 2007; Coffelt et al., 2009; Schraufstatter et al., 2009). При этом отмечается, что ингибирование действия одного из агентов не достаточно для нарушения привлечения ММСК, что говорит о нескольких согласованных механизмах в регулировании их тропизма к опухоли.
ММСК, полученные из других источников, обладают способностью хоминга к опухолям в ответ на хемотаксические сигналы раковых клеток подобно ММСК КМ. Например, ММСК пуповинной крови мигрируют в медуллобластому в ответ на матриксную металлопротеазу (MMP) (Bhoopathi et al., 2011), СКЖТ способствуют развитию злокачественности линий раковых клеток, полученных из целого ряда различных тканей (Zhang et al., 2009). Таким образом, опухоль-ассоциированные ММСК, взятые из других источников (например, из жировой ткани) также участвуют в развитии опухолей.
Способность ММСК к трансмиграции через эндотелиальные клетки стенки сосуда является важнейшим условием реализации хоминга МСК в опухоль. Подобно гематопоэтическим клеткам, ММСК используют Е-селектин, но не имеют других гематопоэтических молекул сосудистой адгезии, таких как L-селектин, 2 интегрин и тромбоцитарно эндотелиальной молекулы клеточной адгезии -1 (PECAM-1)/CD34. Важнейшими молекулами адгезии для трансмиграции ММСК через эндотелиальный барьер являются экспрессирующийся на эндотелиальных клетках Р-селектин или молекула клеточной адгезии сосудов (VCAM-1) (Majumdar et al., 2003), C3, C5a (Schraufstatter et al., 2009) и С-Х-С мотив хемокинов 5 (СХСL5) (Zhang et al., 2010). Также показано участие стромальных клеток в привлечении ММСК в опухоль. Известно, что опухоль-ассоциированные фибробласты, полученные из ММСК способны привлекать ММСК КМ за счет секреции SDF-1 в модели рака желудка (Mishra et al., 2008; Quante et al., 2011). Вклад опухоль-ассоциированных ММСК в развитие опухоли является предметом интенсивных исследований.
Взаимодействие ММСК с опухолью. В настоящее время не существует однозначного представления о влиянии ММСК на развитие опухоли. В то время как одни авторы показывают, что ММСК ингибируют рост опухолей, подавляющее большинство исследований говорит о том, что ММСК способствуют опухолевому росту в широком спектре моделей рака (Galderisi et al., 2010).
Исследование взаимодействия «опухоль-стволовые клетки» методами высокоразрешающего имиджинга
ММСК и эндотелио-мезенхимальный переход. ММСК тесно связаны с прогрессом эндотелио-мезенхимального перехода. ММСК-опосредованное содействие эндотелио-мезенхимальному переходу было продемонстрировано группой Мартина в исследовании на модели рака молочной железы (Martin et al., 2010). При сокультивировании с ММСК, показано что, они регулируют специфические маркеры эндотелио-мезенхимального перехода (N-кадгерин, Виментин, Twist и Snail). Важно отметить, что данные изменения были опосредованы преимущественно клеточным контактом именно с МMСК.
Иммуносупрессивные свойства ММСК. ММСК действуют как иммуномодуляторы, подавляя как врожденные, так и адаптивные иммунные ответы. Их способность подавлять иммунную систему, используется для снижения реакции трансплантат против хозяина (РТПХ) (Ringden et al., 2011). ММСК модулируют иммунные ответы за счет дифференциального влияния на пролиферативный потенциал клеток иммунной системы: ММСК ингибируют пролиферацию и созревание В-клеток (Corcione et al., 2006), а также NK клеток (Prigione et al., 2009), при этом защищая такие клетки как нейтрофилы (Raffaghello et al., 2008). ММСК также способны напрямую ингибировать пролиферацию CD4+ и CD8+ T- клеток (Glennie et al., 2005).
Известно несколько механизмов действия ММСК, основанных на способности секретировать цитокины и хемокины, которые подавляют пролиферацию или активацию иммунных клеток (Prockop, Oh, 2012; Di Nicola et al., 2002). Показано, что IFN-, секретируемый ММСК подавляет эффекторные свойства Т-клеток (Krampera et al., 2003), а стимуляция Toll-подобных рецепторов (TLR)-3 и -4, на поверхности ММСК, проводит к выделению IL-6, IL-8 и CXCL10, ингибирующих пролиферацию Т-клеток (Liotta et al., 2008). ММСК могут также косвенно угнетать пролиферацию Т-клеток, оказывая влияние на пролиферацию и созревание дендритных клеток.
ММСК напрямую управляют дифференцировкой Т-клеток в Т регуляторные клетки (Т-reg), которые при развитии опухолей повышают их рост и метастатический потенциал (Zhao et al., 2010; Zhao et al., 2012). Данный механизм связан с T-reg-опосредованным ослаблением врожденного и адаптивного иммунного ответа, а также прямой инактивацией эффекторных Т- и NK-клеток.
Потенциальная злокачественность ММСК. Потенциал ММСК к злокачественной трансформации является важной проблемой на сегодняшний день. Известно, что человеческие ММСК отличаются от своих мышиных аналогов и не подвергаются спонтанной трансформации (Lepperdinger et al., 2008). Ученые выявили, что данное свойство человеческих ММСК связано с потерей репликативного старения при длительном культивировании клеток (Bernardo et al., 2007). Кроме того, другими исследователями были показаны противоположные результаты (Wang et al., 2005; Rubio et al., 2008). Так, Houghton et al. (2004)сообщили, что ММСК костного мозга могут приводить к раку желудка.
Противоопухолевое действие ММСК и механизмы. Ингибирование роста опухоли ММСК было продемонстрировано в различных типах животных моделей. В экспериментальных моделях рака легких Льюис и меланомы В16, Maestroni et al. (1999) впервые сообщили, что совместная инъекция ММСК с опухолевыми клетками ингибировала рост первичных опухолей и метастазирование. Дополнительное доказательство ингибирования роста опухоли ММСК было представлено в модели рака толстой кишки крысы при подкожной котрансплантации в желатине (Ohlsson et al., 2003). Противоопухолевые эффекты ММСК были показаны в модели саркомы Капоши, рака печени и поджелудочной железы (Khakoo et al., 2006; Qiao et al., 2008; Kidd et al., 2010). Описаны 3 возможных механизма подавления опухолевого роста ММСК: 1. ММСК-опосредованное подавление регуляции сигнального пути Wnt. Стволовые и опухолевые клетки имеют много схожих биологических характеристик, несмотря на их различное происхождение (Reya et al., 2001). Они имеют похожие сигнальные пути, регулирующие самообновление и дифференцировку, в том числе Wnt, Notch, ТСС и BMP пути, которые определяют судьбу развития разнообразных клеток (Reya et al., 2005; Duncan et al., 2005; Androutsellisheotokis et al., 2006). Сигнальный путь Wnt играет важную роль в самообновлении и дифференцировке стволовых клеток. МMСК-опосредованное ингибирование Wnt пути показано в исследовании, проведенном Qiao et al. (2008) в модели гепатомы. В данной модели показано, что при совместной инъекции человеческих клеток гепатомы (H7420) с равным числом человеческих ММСК в мышей SCID, период образования опухоли был отсрочен по времени и размер опухоли был меньше по сравнению с контролем, где ММСК не вводили. При совместном культивировании с ММСК человека, пролиферация клеток гепатомы снижалась, апоптоз увеличивался, а также была подавлена экспрессия всех генов-мишеней Wnt сигнального пути (BCL-2, CMYC, PCNA и сурвивина). ММСК-опосредованное подавление регуляции Wnt путей в этой экспериментальной модели, вероятно, было связано с паракринным действием ММСК. Также при раке молочной железы показано, что ММСК секретировали DKK-1 (белки семейства Dickkopf), которые приводили к подавлению регуляции Wnt сигнальных путей и уменьшению пролиферации опухолевых клеток.
Методы и методики исследования
Наличие СКЖТurbo FP635 в тканях анализировали по визуализации клеточных скоплений с флуоресценцией и спектром, соответствующим флуоресценции Turbo FP635.
В опытных группах, где животным вводили СКЖТurbo FP635, так же отмечена выраженная автофлуоресценция тканей селезенки, почек и печени при возбуждении лазерным излучением с длиной волны 543 нм. Учитывая данные in vivo флуоресцентного имиджинга о наличии нарастающей флуоресценции в селезенке у животных с системным введением СКЖТurbo FP635, была предпринята попытка выделить пики на 613 или 635 нм, но автофлуоресцентный сигнал перекрывал флуоресценцию в данной области спектра.
В опытных группах скопления СКЖТurbo FP635 были обнаружены в тканях с низким уровнем автофлуоресценции: опухоль, костный мозг и легкие (рисунок 10). Это свидетельствовало о миграции и возможно пролиферации СКЖТurbo FP635 в этих нишах. В опухолевых тканях обнаружены небольшие скопления СКЖТurbo FP635 у животных второй группы. У животных других опытных групп таких скоплений не выявлено (рисунок 10).
В костном мозге были детектированны яркие скопления СКЖТurbo FP635 у животных второй группы (рисунок 10). В костном мозге животных первой и третьей групп наблюдалась только слабая фоновая флуоресценция.
В ткани легких животных третьей группы были найдены скопления СКЖТurbo FP635, в остальных случаях отмечалась лишь фоновая флуоресценция (рисунок 10).
Результаты конфокальной лазерной сканирующей микроскопии тканей и органов ex vivo: а - флуоресцентные изображения (возбуждение флуоресценции 543 нм, регистрация 650-710 нм); б - спектры флуоресценции. Сплошной линией указаны спектры флуоресценции тканей, пунктирной - спектр СКЖТurbo FP635. 1 группа – животные с системным (в/в) введением СКЖТurbo FP635 на ранней стадии канцерогенеза, 2 группа – животные с локальным введением СКЖТurbo FP635 на ранней стадии канцерогенеза, 3 группа – животные с системным введением СКЖТurbo FP635 на стадии сформированной опухоли, контроль – животные с привитой опухолью без введения СКЖТurbo FP635.
Таким образом, при исследовании взаимодействия СКЖТurboFP635 с первичной опухолью на иммунодефицитных мышах в ксеногенной модели, in vivo (методом флуоресцентного имиджинга) удалось идентифицировать миграцию СКЖТurboFP635 в селезенку при системном введении, а исследование на субклеточном уровне (методом ЛСМ) выявило миграцию СКЖТurboFP635 в костный мозг, легкие и ткани опухоли реципиента при системном и местном введении (в опухоль).
Наши результаты полностью согласуются с литературными данными о миграции ММСК при системном введении в легкие и дальнейшем их перераспределении (в селезенку) в животном-опухоленосителе (Kidd et al., 2009; Wang et al., 2009). В части работ описано, что ММСК увеличивает рост опухолей (Cuiffo, Karnoub, 2012; Sun et al., 2011; Klopp et al., 2010). Так например в работе Zhang et al. (2009) СКЖТ человека коинъцированные подкожно с клетками рака легких или клетками глиомы в иммунодефицитных мышей существенно повышали количество жизнеспособных опухолевых клеток и размеры опухолей. В нашей модели СКЖТurboFP635 не оказали ожидаемого действия на опухолевый рост. Мы предположили, что это может быть связано с различиями во времени введения, в типах ММСК, в созданной нами модели.
В предварительных экспериментах в созданной искусственной системе, показано, что в опухолевых и метастатических тканях животных 1-й группы (стадия сформированной опухоли) и 2-й группы (поздняя стадия опухолевого роста) были обнаружены скопления GFP(+)клеток реципиента. GFP(+)клетки реципиента локализовались в строме тканей первичных опухолей и тканей метастазов (рисунок 11).
Таким образом, показано, что собственные клетки реципиента, возможно и СК, активно участвуют в формировании опухоли и метастазов. Полученный нами результат, хорошо согласуется с исследованиями других ученых. Так, например, в работе Udagawa et al. (2006) , было показано, что при трансплантации опухоли карциномы легкого Льюис в C57BL/6J-GFP-scid трансгенных мышей на 12 день наблюдения в опухолевых тканях обнаруживалось 30-40% GFP-позитивных клеток реципиента. Эти наблюдения подчеркивают, что в формировании опухоли огромную роль играют клетки реципиента. Взаимодействие ММСК-GFP(+) с первичной опухолью. Клеточная культура. ММСК трансгенных животных были выделены и культивированы. Установлено, что при длительном культивировании происходит «угасание» первоначально ярко флуоресцирующих клеток, при этом ММСК к 3 пассажу теряют до 70% первоначальной флуоресценции (рисунок 12). В связи с этим в дальнейшей работе использовали клетки первичной культуры, что, с одной стороны, могло привести к разнородности популяции вводимых клеток, но с другой стороны – позволило сохранить максимум флуоресцентных свойств.
Проточная цитометрия. В предварительных экспериментах был проведен анализ интенсивности флуоресценции первичных культур ММСК-GFP(+) и ММСК-GFP(-) мышей линии С57/Вl6. Установлено, что ММСК GFP(+) обладают яркой флуоресценцией в диапазоне 515-545 нм, ММСК-GFP(-), закономерно, флуоресцентными свойствами в этом диапазоне не обладали (рисунок 13а).
Костномозговые клетки опытных животных были выделены через 7, 12 и 15 суток после трансплантации. В ходе анализа распределения клеток КМ опытных облученных и контрольных необлученных животных по уровню сигнала не было выявлено достоверных различий. Флуоресценция, характерная для ММСК-GFP(+), не была обнаружена ни в одном из случаев (рисунок 13б). Таким образом, присутствие ММСК-GFP(+) в КМ опытных облученных животных не выявлено
Изучение взаимодействия ММСК-GFP(+) с первичной опухолью в аллогенной модели
Внутривенно введенные СК, меченные люциферазой и белком GFP, мигрировали и локализовались в подкожных опухолях в мышиной модели рака груди. Большинство данных свидетельствует о стимулирующих свойствах СК на опухоль: локальное, внутривенное введение или коинъекция СК способствуют росту опухоли и образованию метастазов (Karnoub et al., 2007; Albarenque et al., 2011). Однако небольшое количество исследований подтверждают ингибирующее действие СК in vivo в моделях саркомы Капоши, глиомы, меланомы, карциномы груди (Nakamura et al., 2004; Khakoo et al., 2006; Qiao et al., 2008с) и хорошо согласуются с полученным нами результатом и in vivo и in vitro. Так в работе Ma et al. (2012) установлено, что СК ингибировали опухолевый рост карциномы груди доза-зависимым способом. А в исследовании Qiao et al. (2008c) показали, что период формирования опухолевых узлов в мышах SCID при подкожной коинъекции СК и клеток карциномы был отсрочен по сравнению с таковым у контрольных животных (без введения МСК). Основываясь на результатах этих групп исследователей, мы предполагаем, что ингибирование роста опухолевых клеток в нашей модели могло быть связано с подавлением регуляции Wnt сигнальных путей стволовыми клетками (Loebinger, Janes, 2010).
Полученные нами результаты в целом показали, что при исследовании взаимодействия стволовых клеток различного происхождения с опухолями во всех исследуемых нами моделях первичным органом локализации СК при внутривенном введении являлись легкие. Согласно литературным данным, в подобных экспериментальных моделях легкие животных действительно выступают в качестве пункта премиграции, где системно введенные СК накапливаются в первые дни после инъекции, а затем перераспределяются в организме реципиента (Kidd et al., 2009; Wang et al., 2009). В нашем исследовании взаимодействия СКЖТurbo FP635 с опухолью в ксеногенной модели мы обнаружили часть популяции СКЖТurbo FP635 и их потомков, которые не покинули ткани легких и на 14-й день эксперимента. В сравнении с первым исследованием, при изучении взаимодействия ММСК-GFP(+) с опухолью в аллогенной модели мы показали, что максимальное количество ММСК-GFP(+) регистрировалось в тканях легких на 7-й день после трансплантации, а затем их количество уменьшалось. При исследовании взаимодействия ММСК-luc2 с метастазами в ксеногенной модели скопления ММСК-luc2 в области легких наблюдали уже через 5 часов после внутривенной инъекции, а в течение 2-х-4-х недель скопления ММСК-luc2 увеличивались, что свидетельствовало об их накоплении и возможно активной пролиферации. Перераспределение ММСК-luc2 из легких мы наблюдали позднее по сравнению с таковым описанными другими авторами. Важно отметить, что при локальном введении ММСК-luc2 также мигрировали в легкие, а перераспределялись в органы брюшной полости лишь на 4-й неделе.
Полученные нами результаты подтвердили известные ранее данные о селезенке как о нише для СК при системном введении (Wolf et al., 2005; Bell et al., 2007). Во всех 3-х моделях мы наблюдали миграцию стволовых клеток различного происхождения в селезенку на разных сроках: от 7-ми дней до 2-х недель. Причем в аллогенной модели были выявлены особенности распределения ММСК-GFP(+) в тканях селезенки. Донорские СК нами также были обнаружены в печени животных, что согласуется с результатами, полученными другими авторами (Wolf et al., 2005). В аллогенной модели максимальное количество донорских ММСК-GFP(+) в печени было детектировано на 12 день, а в ксеногенной модели ММСК-luc2 обнаруживались и на 8-й неделе после введения СК. Присутствие СКЖТ Turbo FP635 в печени в ксеногенной модели выявлено не было, что вероятно связано с выраженной автофлуоресценцией тканей.
В костном мозге при системном введении СК обнаружены нами не были. Вероятно, в аллогенной модели отсутствие ММСК-GFP(+) в КМ опытных животных связано с достаточно ранними сроками наблюдения (до 15 дней), на которых восстановление КМ уже началось, но активная пролиферация клеток еще не наступила. Тем не менее, в работе Saton et al. (2008) было показано, что GFP(+)клетки могут составлять до 80 % от клеток КМ мышей- реципиентов линии С57Bl6 при их летальном облучении (12 Гр) и введении 1 млн. аллогенных GFP(+)-костномозговых клеток уже через 4 недели. В исследовании Nolan et al. (2007) было показано, что гемопоэз у летально облученных (11Гр) животных может быть восстановлен более чем на 95 % через 4 недели после трансплантации 10 млн. донорских GFP(+)-костномозговых клеток. Неожиданным результатом работы оказалось то, что в костном мозге животных с локальным введением в аллогенной модели были обнаружены СКЖТurbo FP635. Возможно, это произошло из-за перераспределения введенных СКЖТurbo FP635 (в опухоль на мышце бедра) и миграции их через системный кровоток в костный мозг.
Таким образом, на основе полученных экспериментальных данных нами показано взаимодействие СК с опухолями и метастазами. В созданных нами моделях выявлено, что экзогенно введёные, меченые, неаутологичные СК не мигрировали в опухоль. Однако изучаемые СК проявляли способность к подавлению формирования метастазов. Кроме того, во всех исследуемых моделях выявлены ниши миграции и возможной пролиферации меченых СК. Результаты показали возможность прижизненного и динамического исследования взаимодействия СК различного происхождения, несущих в качестве генетических меток различные контрастирующие агенты, с опухолями в различных моделях методами флуоресцентного имиджинга.
