Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы 11
1.1. Структура и биологические свойства ароматазы 11
1.2. Дефицит ароматазы 22
1.3. Методы определения ароматазы 25
1.3.1. Радиометрический метод 25
1.3.2. Определение активности ароматазы по соотношению эстрогенов к андрогенам в сыворотке крови 28
1.3.3. Иммуногистохимический метод 28
1.3.4. Полимеразная цепная реакция 31
1.4. Определение мутаций гена CYP19 34
1.5. Применение ингибиторов ароматазы в клинике 35
Г ЛАВ А 2. Материалы и методы исследования 42
2.1. Общая характеристика обследованных групп женщин 42
2.2 Иммуноферментный метод определения гормонов в сыворотке крови 44
2.3. Эхография органов малого таза 52
2.4. Статистические методы 52
ГЛАВА 3. Результаты собственных исследований 54
3.1. Результаты гормонального обследования здоровых женщин, не получавших летрозол 54
3.2. Результаты пробы с летрозолом у здоровых женщин 55
3.2.1. Реакция половых стероидных гормонов на летрозол 55
3.2.2. Реакция гонадотропинов и пролактина на летрозол 64
3.2.3. Реакция ССГ и АМГ на летрозол з
3.3. Результаты пробы с летрозолом у больных НГЭ на фоне применения аГРГ и у больных с первичной овариальной недостаточностью 69
3.4. Определение ароматазной активности антральных фолликулов яичников.. 72
3.5. Результаты пробы с летрозолом у больных НГЭ и СПЯ 73
ГЛАВА 4. Заключение 77
Выводы 82
Практические рекомендации 84
Список сокращений 85
Список литературы
- Радиометрический метод
- Полимеразная цепная реакция
- Эхография органов малого таза
- Реакция гонадотропинов и пролактина на летрозол
Радиометрический метод
В 1980-х годах М. Pasanen, C.R. Mendelson, J.T. Kellis, Y. Osawa, P.F. Hall и N. Muto выделили белок человека - ароматазу цитохрома Р45о от плацентарных микросом и продемонстрировали преобразования андростендиона в эстрон с помощью очищенного фермента [79, 84, 86, 106, 113, 120, 122]. Эти исследования представили четкие доказательства того, что в "процессе ароматизации" участвует один фермент, а не несколько, как предполагалось первоначально.
Цитохром Р45о кодируется геном CYP19. Ген ароматазы Р450 CYP19 человека расположен на коротком плече 15q21.2 хромосомы и состоит из 10 экзонов, причем, только 9 из них являются кодирующими (П-Х). Не кодирующий I экзон, который экспрессируется в зависимости от типа ткани, определяет гистоспецифичность. Благодаря механизму альтернативного тканеспецифического сплайсинга в различных тканях используются свои собственные промотеры, от которых зависит усиление или ослабление тканеспецифической регуляции синтеза эстрогенов. Таким образом, несмотря на то, что транскрипты ароматазы имеют различные 5 - концы в различных тканях, сплайсинг I экзона происходит в общем 3 -акцепторном участке. В нем происходит сшивка отдельных вариантов экзона I с экзоном II, расположенном непосредственно перед началом стартового участка трансляции в кодирующей области [40, 142]. В результате синтезируются идентичные белки. Поэтому использование различных промотеров не влияет на структуру белка, а влияет на уровень его экспрессии [40].
У большинства млекопитающих, экспрессия ароматазы находится под контролем специфических промотеров половых желез и мозга. В организме человека существуют еще восемь дополнительных промотеров, которые используются в различных типах тканей. Возможно, они были включены в работу в процессе эволюции через изменения в дезоксирибонуклеиновой кислоте (ДНК). Каждый промотер регулируется индивидуальным набором регулирующих последовательностей в ДНК и факторами транскрипции, которые связывают эти специфические последовательности. Одним из ключевых механизмов, благодаря которому существует такое количество промотеров, является смешанная природа 3 -акцепторного участка, поскольку активация каждого промотера вызывает сплайсинг нетранслируемого первого экзона именно в нем. Тканеспецифические промотеры используются в половых железах, костях, головном мозге, сосудистой ткани, жировой ткани, коже, печени плода и плаценте для физиологического биосинтеза эстрадиола [105, 127, 138]. В различных тканях ароматаза экспрессируется со следующими промотерами: яичники - II, жировая ткань - 1.3, 1.4, II, костная ткань - 1.4,1.6, мозг - I.f, кожа - 1.4, ткани плода - 1.4,1.5, плацента -1.1,1.2, 2а, опухолевая ткань молочной железы -1.3, II (рисунок 3).
У человека ароматаза Р450 обнаружена во многих тканях и органах, таких как гонады, головной мозг, жировая ткань, плацента, печень, фибробласты кожи, костная ткань, мышечная ткань, кровеносные сосуды, эндометрий, а также в эндометриоидных гетеротопиях, в тканях лейомиомы, при раке эндометрия и раке молочных желез [43, 45, 46, 47, 48, 53, 104, 111, 132, 133, 149]. CENTROMERE
Клинические и экспериментальные исследования ясно показывают, что активность ароматазы и эстрогенов необходимы для продольного роста костей, достижения пика костной массы, пубертатного скачка роста, закрытия эпифизов и нормального костного ремоделирования у молодых людей [38]. Кроме того, с возрастом индивидуальные различия в активности ароматазы могут существенно повлиять на потерю костной массы и риск переломов [38]. Известно также, что половая дифференциация структуры и функционирования мозга зависит от гормонального фона внутриутробно. В последнее время некоторые исследования показали наибольшую активность ароматазы в областях мозга, связанных с половой дифференцировкой и половым поведением, а именно в гипоталамусе и лимбических структурах. Y. Takahashi и группа ученых в исследованиях на крысах продемонстрировали существенные изменения активности ароматазы в головном мозге с возрастом [133]. По их данным, активность ароматазы у крыс обоих полов достигала пиковых значений в гипоталамо-преоптической области за три дня до рождения. У новорожденных крыс активность снижалась в течение трех недель. Выявлено, что наибольшую активность ароматаза проявляет в гипоталамо-преоптической области и миндалине мозжечка у обоих полов. Причем было установлено, что у новорожденных самцов крыс активность ароматазы в этих областях выше, чем у взрослых самцов крыс [133]. Небольшая активность ароматазы проявляется в гиппокампе, таламусе, гипофизе, коре головного мозга и мозжечке. Также при подробном изучении гипоталамо-преоптической области активность ароматазы в передней части гипоталамуса оказалась в два раза выше, чем в задней.
Экспрессия ароматазы в ткани надпочечников изучена недостаточно в отличие от экспрессии в эстрогенпродуцирующих опухолях коры надпочечников [34, 108]. В исследованиях F. Moreau была обнаружена небольшая ароматазная активность в неизмененной ткани надпочечников [104]. Методом иммунофлюоресценции было подтверждено наличие ароматазы в цитоплазме стероидогенных клеток в разных зонах надпочечников. Более сильная экспрессия отмечалась в сетчатой зоне, чем в пучковой и клубочковой зонах [104]. В отличие от исследований M.S. Baquedano [83], F. Moreau не обнаружил ароматазу в мозговом веществе надпочечников. У женщин с возрастом конверсия андростендиона в эстрон увеличивается в 2-4 раза, и надпочечники могут играть важную компенсаторную роль в синтезе эстрогенов, как один из вариантов защитных свойств организма в менопаузальном возрасте [118]. С другой стороны, локальный синтез эстрогенов в опухолях коры надпочечников может привести к усилению пролиферативного эффекта. В стероид-секретирующих опухолях надпочечников были выявлены р - рецепторы эстрогенов, которые тоже могут быть причастны к эстроген-индуцированной пролиферации [39].
Экспрессия ароматазы в яичниках играет важную роль в регуляции репродуктивного цикла у женщин. Согласно двухклеточной теории, синтез стероидных гормонов яичников функционально разобщен внутри фолликула [130]. В начале менструального цикла в растущих фолликулах из холестерина в клетках теки под влиянием стимулирующего действия лютеинизирующего гормона (ЛГ) происходит синтез андрогенов. Параллельно в клетках гранулезы с помощью реакции ароматизации происходит конверсия тестостерона в эстрадиол и андростендиона в эстрон. Активность ароматазы гранулезных клеток значительно выше, чем клеток теки, несмотря на общую способность секретировать прогестины, андрогены и эстрогены как клетками теки, так и гранулезными клетками. Считается, что в преантральных и антральных фолликулах человека рецепторы ЛГ присутствуют только на клетках теки, а рецепторы ФСГ только на гранулезных клетках [21]. Хотя, по мнению других авторов, на клетках гранулезы и теки присутствуют рецепторы как к ФСГ, так и к ЛГ [14].
Полимеразная цепная реакция
Для определения гормонов в сыворотке крови использовали иммуноферментный анализ (ИФА). Объектом исследования служили образцы сыворотки крови. Уровень ФСГ, ЛГ, пролактина, общего тестостерона, ДГЭА сульфата, прогестерона, 17-гидроксипрогестерона (17-ОНР) и стероидсвязывающего глобулина (ССГ) определяли с помощью тест-систем фирмы «Алкор Био» (Россия). Содержание андростендиона, свободного тестостерона, эстрадиола (Эг) и эстрона (Зі) определяли с помощью коммерческих тест-систем фирмы «DRG Diagnostics» (Германия). Уровень АМГ в крови определяли с помощью тест-систем фирмы «Beckman coulter» (США).
Для определения пролактина, ФСГ и ЛГ использовался «сендвич»-вариант твердофазного ИФА. Для реализации этого варианта использовались два моноклональных антитела с различной эпитопной специфичностью к определяемому гормону. Одно из них иммобилизовано на твердой фазе (внутренняя поверхность лунок планшета), второе коньюгировано с пероксидазой хрена (коньюгат).
Процедура исследования проводилась на автоматическом анализаторе «Alisei» (Италия) и представляла следующую последовательность реакций:
1. В лунках при добавлении исследуемого образца и коньюгата, во время инкубации одновременно происходила иммобилизация определяемого гормона, содержащегося в исследуемом образце, и связывание образовавшегося комплекса с коньюгатом. Инкубация проводилась в течение 1 часа с соблюдением необходимого температурного режима с помощью инкубатора/шейкера автоматического анализатора. 2. Лунки планшета промывали 3-х кратно водно-солевым буферным раствором для удаления не связавшихся компонентов с помощью автоматического промывного устройства анализатора.
3. Затем вносился субстрат - тетраметилбензидин (ТМБ). Во время инкубации в течение 15 минут с раствором ТМБ происходило окрашивание раствора в лунках в синий цвет. Степень окраски была прямо пропорциональна концентрации определяемого гормона в анализируемых образцах.
4. Ферментативная реакция прекращалась после изменения рН-раствора при добавлении стоп-реагента, при этом цвет раствора в лунке изменялся с синего на желтый. Оптическая плотность образцов измерялась при длине волны 450нм. После измерения оптической плотности раствора в лунках на основании калибровочного графика (4-х-параметрический тип кривой) рассчитывалась концентрация определяемого гормона в исследуемых образцах.
Определение ССГ проводилось вручную по аналогичной методике с одинаковой последовательностью. Отличия состояли в 5-ти кратной промывке. Инкубация проводилась в термостатируемом шейкере ST-3L «ELMI» (Финляндия), для промывки использовался прибор Wellwash 4МК2 «Thermo electron corporation» (Финляндия). Оптическую плотность образцов измеряли с помощью люминометра-фотометра LM 01А (Чехия), при длине волны 450нм.
Для определения общего тестостерона, ДГЭЛ-сульфата, прогестерона и 17-ОНР использовался вариант конкурентного твердофазного ИФА. В этой методике использовались два антигена, одним из них являлся определяемый гормон, а второй коньюгирован с пероксидазой хрена (коньюгат), которые конкурировали между собой за связывание с антителами, иммобилизованными на твердой фазе. Процедура исследования проводилась на автоматическом анализаторе «Alisei» (Италия).
Последовательность процедуры:
1. В лунках, при добавлении исследуемого образца и коньюгата, во время инкубации устанавливалось равновесие между коньюгатом и определяемым гормоном в сыворотке крови в процессе связывания на внутренней поверхности лунок. Инкубация проводилась в течение 1 часа (при определении 17-ОНР 30 минут) с соблюдением необходимого температурного режима с помощью инкубатора/шейкера автоматического анализатора.
2. Лунки планшета промывали 3-х кратно водно-солевым буферным раствором для удаления не связавшихся компонентов с помощью автоматического промывного устройства анализатора.
3. Затем вносился субстрат - ТМБ. Во время инкубации в течение 15 минут с раствором ТМБ происходило окрашивание раствора в лунках в синий цвет. Степень окраски была обратно пропорциональна концентрации определяемого гормона в анализируемых образцах.
4. Ферментативная реакция прекращалась после изменения рН-раствора при добавлении стоп-реагента, при этом цвет раствора в лунке изменялся с синего на желтый. Оптическая плотность образцов измерялась при длине волны 450 нм. После измерения оптической плотности раствора в лунках на основании калибровочного графика (4-х-параметрический тип кривой) рассчитывалась концентрация определяемого гормона в исследуемых образцах.
Определение эстрадиола, эстрона, свободного тестостерона и андростендиона проводилось вручную с использованием варианта конкурентного твердофазного ИФА. Последовательность процедуры описана выше. Отличия заключались в количестве промывок: при определении эстрона и андростендиона - 4 раза, при определении эстрадиола - 3 раза, свободного тестостерона - 5 раз. Длительность инкубации составляла 1 час при комнатной о температуре, при определении эстрадиола 2 часа при температуре 37 С. Оборудование и материалы на всех ручных методиках использовались те же, что при определении ССГ.
Эхография органов малого таза
Для выявления источника определяемой ароматазной активности были проанализированы изменения половых стероидных гормонов и гонадотропинов в сыворотке крови на фоне приема летрозола у женщин с отсутствующими или кратковременно «медикаментозно» заблокированными яичниками. Такими женщинами явились больные с первичной овариальной недостаточностью и женщины с НГЭ на фоне применения аГРГ.
У больных НГЭ на фоне применения аГРГ и больных с первичной овариальной недостаточностью достоверных различий между содержанием половых стероидных гормонов и гонадотропинов до и через 48 часов после приема 10 мг летрозола не отмечено (таблица 11).
Таблица 11. Реакция на летрозол больных НГЭ на фоне применения аГРГ и женщин с первичной овариальной недостаточностью до и через 48 часов после приема летрозола (Медиана [10; 90])
Отмечено незначительное снижение уровня эстрадиола в сыворотке крови через 48 часов после приема летрозола. У больных с первичной овариальной недостаточностью снижение составило 5,0 [0,4; 14,2] пмоль/л, у больных НГЭ 1,8 [-3,4; 15,0] пмоль/л. Снижение эстрадиола в сыворотке крови женщин с первичной овариальнои недостаточностью находится на нижней границе референтного интервала (4,9+- 86,2 пмоль/л), у больных НГЭ выходит за пределы референтного интервала.
Таким образом, у больных НГЭ, получающих терапию аГРГ, а также у больных с первичной овариальнои недостаточностью реакция на ингибитор ароматазы практически отсутствовала. Это указывает на овариальный источник ароматазной активности, определяемый с помощью пробы с летрозолом.
При сравнении снижения уровня эстрадиола в сыворотке крови через 48 часов после приема летрозола (АЕ2) у здоровых женщин, больных НГЭ на фоне применения аГРГ и женщин с первичной овариальнои недостаточностью выявлены статистически достоверные отличия (рисунок 23).
Снижение уровня эстрадиола в сыворотке крови здоровых женщин, у больных НГЭ на фоне применения аГРГ и женщин с первичной овариальнои недостаточностью под влиянием летрозола.
Установлено, что у здоровых женщин снижение эстрадиола (40,4 [4,9; 86,2] пмоль/л) значительно более выражено (р 0,05), чем у больных НГЭ на фоне применения аГРГ (1,8 [-3,4; 15,0] пмоль/л) и женщин с первичной овариальнои недостаточностью (5,0 [0,4; 14,2] пмоль/л). Таким образом, проба с летрозолом позволяет определять общую овариальную ароматазную активность по снижению эстрадиола в сыворотке крови (АЭг).
Определение общей овариальной ароматазной активности дает представление о конверсии андрогенов в эстрогены на уровне яичников. Так как количество антральных фолликулов может существенно различаться среди здоровых женщин и женщин с гинекологической патологией, целесообразно определять активность ароматазы, рассчитанную на один антральный фолликул. Процедура подсчета антральных фолликулов достаточно трудоемка и требует привлечения соответствующих специалистов и дополнительных затрат. Разработка лабораторного метода определения ароматазной активности антральных фолликулов может существенно упростить эту задачу.
Между уровнем АМГ в сыворотке крови и числом антральных фолликулов в яичниках здоровых женщин имелась достоверная (р 0,05) корреляция. Коэффициент корреляции составил rs = 0,7 (рисунок 24). 14 12
Количество антральных фолликулов Зависимость количества антральных фолликулов от уровня АМГ в сыворотке крови здоровых женщин (р 0,05). Эта закономерность также была ранее обнаружена другими авторами [37, 81]. Поскольку уровень АМГ достоверно коррелирует с числом антральных фолликулов, отношение реакции эстрадиола на летрозол к уровню АМГ в сыворотке крови будет отражать ароматазную активность отдельных фолликулов: ароматазная активность фолликула = АЭг/АМГ, где АЭг - снижение эстрадиола в пмоль/л в сыворотке крови через 48 часов после приема 10 мг летрозола, АМГ - содержание в крови антимюллерова гормона в нг/мл (Заявка на патент № 2013147216 от 22.10.2013 г., решение о выдаче патента на изобретение Ф. № 01ИЗ - 2013 от 05. 12. 2014г.).
Медиана ароматазной активности антральных фолликулов у здоровых женщин составляет 11,4 [2,5; 42,6]. Границы референтного интервала коэффициента АЭг/АМГ составляют: нижний предел - 2,5, верхний - 42,6.
Так как у больных НГЭ на фоне применения аГРГ и у женщин с первичной овариальной недостаточностью яичники отсутствуют или «медикаментозно» заблокированы, ароматазная активность антральных фолликулов не определяется.
Для стандартизации коэффициента АЭг/АМГ, единицы измерения АМГ были переведены в пмоль/л, так как СИ является наиболее широко используемой системой единиц в мире. При переводе АМГ в пмоль/л медиана ароматазной активности антральных фолликулов у здоровых женщин составила 1,6 [0,3; 6,0]. Границы референтного интервала коэффициента АЭг/АМГ составляют: нижний предел - 0,3, верхний - 6,0.
У больных НГЭ и СПЯ пероральный прием 10 мг летрозола вызывает аналогичную реакцию гормонов в сыворотке крови, что и у здоровых женщин. Анализируя содержание половых стероидных гормонов и гонадотропинов в сыворотке крови до и через 48 часов после приема препарата, выявлены достоверные отличия (таблица 12).
Реакция гонадотропинов и пролактина на летрозол
При детальном анализе снижения эстрадиола через 48 часов после приема ингибитора ароматазы летрозола, в сыворотке крови больных НГЭ на фоне применения аГРГ и женщин с первичной овариальной недостаточностью достоверных отличий не было выявлено. Отсутствие или резкое снижение ароматазной активности как в группе больных НГЭ на фоне применения аГРГ, так и в группе женщин с первичной овариальной недостаточностью свидетельствует о том, что реакция на летрозол отражает именно овариальную ароматазную активность. Снижение эстрадиола в сыворотке крови здоровых женщин под влиянием летрозола отражает суммарную ароматазную активность яичников.
Полученные нами данные о динамике уровня андрогенов (андростендиона, общего и свободного тестостерона) в сыворотке крови здоровых женщин через 24, 48 и 72 часа после приема ингибитора ароматазы летрозола демонстрируют их незначительное повышение, которое не было статистически достоверным. Это не противоречит данным литературы об отсутствии значимого повышения уровня андрогенов на фоне терапии ингибиторами ароматазы [65, 116]. Аналогичные данные были получены при анализе содержания андрогенов до и через 48 часов после приема препарата в остальных группах. Однако, рядом авторов [10, 30] при нарушении ароматизации андрогенов в эстрогены наблюдалась гиперандрогенемия.
По данным литературы, продукция андрогенов яичниками зависит от фазы менструального цикла. В ранней фолликулярной фазе продукция андростендиона и тестостерона надпочечниками превышает таковую яичников, по мере созревания фолликулов андрогены в большем количестве секретируются яичниками [91, 110]. Поскольку проба с летрозолом проводилась со 2 по 4 день менструального цикла, т.е. в фолликулярную фазу, можно предположить, что отсутствие значимого повышения андрогенов обусловлено преимущественно их внегонадным синтезом.
В ходе нашего исследования было выявлено достоверное повышение уровня 17-ОНР через 48 часов и 72 часа после приема летрозола. Известно, что 17-ОНР синтезируется в яичниках и надпочечниках [8, 27]. Нельзя исключить, что при кратковременном блокировании яичников включается компенсаторный механизм синтеза 17-ОНР в надпочечниках.
При изучении динамики значений коэффициентов Эг/свободный тестостерон и Зі/андростендион было отмечено их достоверное уменьшение. Для коэффициента Эг/свободный тестостерон достоверное снижение было отмечено через 24 и 48 часов после приема летрозола, для коэффициента Зі/андростендион через 48 часов. Уменьшение коэффициентов обусловлено достоверным снижением эстрадиола и незначительным повышением андрогенов в сыворотке крови.
При проведении сравнительного анализа содержания ДГЭА-сульфата в сыворотке крови здоровых женщин через 24, 48 и 72 часа после приема ингибитора ароматазы было отмечено отсутствие реакции на летрозол. В остальных группах реакция ДГЭА-сульфата на летрозол также отсутствовала. Синтез ДГЭА-сульфата в основном (около 95%) происходит в надпочечниках [55]. Так как летрозол блокирует именно овариальную ароматазу, отсутствие реакции ДГЭА-сульфата на летрозол можно объяснить его внегонадным синтезом.
В ходе исследования, анализируя динамику содержания гонадотропинов в сыворотке крови здоровых женщин было выявлено достоверное повышение уровней ФСГ и ЛГ через 24 и 48 часов (р 0,01) после приема летрозола, причем максимальное повышение содержания гонадотропинов отмечено через 48 часов после приема препарата (р 0,001). Содержание гонадотропинов в сыворотке крови здоровых женщин, не принимавших летрозол, на 2 и 4 день менструального цикла сохранялись на относительно стабильном уровне. Полученные результаты согласуются с данными других исследователей, которые показали, что прием летрозола повышает содержание ФСГ и ЛГ в сыворотке крови женщин репродуктивного возраста [44].
Как известно, в основе терапевтического действия агониста ГРГ -трипторелина ацетата лежит связывание с рецепторами ГРГ в гипофизе с последующей блокадой секреции гонадотропинов и соответственно половых стероидов. В результате обратимого подавления продукции ФСГ и ЛГ снижается уровень эстрадиола в крови. В последующем, вероятный механизм действия агониста ГРГ на яичники состоит в их прямом ингибирующем влиянии на стероидогенез в яичниках из-за уменьшения чувствительности к гонадотропинам. Так как у больных НГЭ на фоне применения аГРГ функция яичников «медикаментозно» заблокирована, реакции эстрогенов, свободного тестостерона, андростендиона и гонадотропинов не выявлено. Что касается женщин с первичной овариальной недостаточностью, отрицательная реакция эстрогенов, свободного тестостерона, андростендиона и гонадотропинов обусловлена или отсутствием яичников, или отсутствием в них фолликулярного аппарата.
Анализ содержания пролактина в сыворотке крови здоровых женщин через 24, 48 и 72 часа после приема ингибитора ароматазы летрозола показал отсутствие достоверной реакции на препарат, поэтому в других группах женщин при проведении пробы с ингибитором ароматазы уровень пролактина повторно не определяли. Аналогичные результаты были получены при выяснении реакции ССГ на применение летрозола, а также при расчете ИСА.
Важной задачей исследования была разработка метода определения ароматазной активности антральных фолликулов яичников. Задача была решена с помощью введения коэффициента АЭг/АМГ, где АЭг - снижение эстрадиола в пмоль/л в сыворотке крови через 48 часов после приема 10 мг летрозола, АМГ - содержание в крови антимюллерова гормона в нг/мл. Нами были получены результаты, указывающие на большую вариабельность ароматазной активности отдельных фолликулов у женщин с нормогонадотропной ановуляцией, обусловленной наружным генитальным эндометриозом и синдромом поликистозных яичников. Это открывает перспективы использования разработанного теста с летрозолом для выбора оптимального терапевтического подхода при НГЭ, СПЯ и, возможно, других эстрогензависимых заболеваниях. Проведение пробы с летрозолом при различных формах ановуляторного бесплодия позволит выяснить роль частичного дефицита ароматазы в патогенезе нормогонадотропной недостаточности яичников.
Учитывая то, что определение ароматазной активности яичников проводилось с использованием обычного иммуноферментного анализа, на простом автоматическом анализаторе, а также вручную с использованием известных коммерческих тест-систем, данный метод может быть широко доступен для выполнения в лабораториях любого уровня.
Следует отметить, что по результатам обзора отечественной и зарубежной литературы, на сегодняшний день практически не выполнялось исследований подобного рода, связанных с изучением ароматазной активности яичников. Это обусловливает отсутствие возможности сравнивать полученные нами данные с результатами других исследований.
Таким образом, на основании полученных данных можно заключить, что предложенный тест с летрозолом позволяет определять как суммарную овариальную активность ароматазы, так и ароматазную активность отдельных фолликулов.
