Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Моделирование взаимодействия ДНК с липидами и методами молекулярной механики 9
1.1. Экспериментальные свидетельства в пользу существования комплексов ДНК с липидами 9
1.2. Методика расчета 11
1.3. Результаты расчетов 14
1.3.1. Взаимодействие ДНК - транс-олеиновая (элаидиновая) кислота по данным молекулярной механики 14
1.3.1.1. Зависимость энергии комплексов (АТ)„ - транс-оле от длинны цепочки (п) 15
1.3.1.2. Зависимость энергии комплексов ДНК-транс-оле от состава ДНК и расположения транс-олеиновой кислоты в малой и большой бороздках 17
1.3.2. Зависимость структуры и стабильности комплексов олигомеров ДНК от составов жирной кислоты и ДНК 23
1.3.3. Моделирование взаимодействия ДНК с холестерином и его жирнокислотными эфирами методом молекулярной механики 33
1.3.3.1. Экспериментальные свидетельства в пользу взаимодействия холестерина и ДНК 33
1.3.3.2. Компьютерное моделирование структуры и стабильности комплексов ДНК с холестерином и его эфирами 40
ГЛАВА II. Взаимодействие днк с липидами по данным метода молекулярного докинга 5 5
2.1. Метод докинга и программа Autodock 3.0 57
2.1.1. Моделирование докинга 5 8
2.1.2. Построение решетки 60
2.1.3. Энергия ван-дер-ваальсова взаимодействия 61
2.1.4. Моделирование водородных связей 67
2.1.5. Карты электростатического потенциала на решетке 67
2.2. Результаты расчетов 70
ГЛАВА III. Взаимодействие однонитевых днк с углеродными нанотрубками по данным метода молекулярного докинга 83
3.1. Метод расчета 8 5
3.2. Результаты расчетов 88 Выводы 99
Основные результаты и выводы 100
Список литературы 102
- Взаимодействие ДНК - транс-олеиновая (элаидиновая) кислота по данным молекулярной механики
- Зависимость структуры и стабильности комплексов олигомеров ДНК от составов жирной кислоты и ДНК
- Экспериментальные свидетельства в пользу взаимодействия холестерина и ДНК
- Карты электростатического потенциала на решетке
Введение к работе
В данной работе изучены супрамолекулярные комплексы двунитевых ДНК с липи дами и однонитевых ДНК с углеродными нанотрубками. Липиды играют важную структурную и энергетическую роль в функционировании клетки. Они участвуют в процессах передачи сигнала, регуляции экспрессии генома, в структурной и функциональной организации ДНК, хромосом, хроматина и ядерного матрикса. ДНК-связанные липиды имеют специфический состав, отличный от состава липидов ядерной мембраны, хроматина, ядерного матрикса, митохондрий и микросом. Такие липиды как жирные кислоты, холестерин, диглицериды и кардиолипин, со структурной и функциональной точек зрения, являются важной частью хроматина и геномной ДНК. Приближенно известен жирнокислотный состав комплексов ДНК с липидами как прокариот, так и эукариот, что крайне важно для понимания их функции. Однако до настоящего времени отсутствовала прямая информации о структуре комплексов липидов, в частности, жирных кислот, с нуклеиновыми кислотами.
В последние несколько лет уделяется большое внимание вопросам взаимодействия биомолекул с одностенными углеродными нанотрубками. Этот интерес связан с необходимостью изучения возможного биологического действия нанотрубок, в частности, оценки их возможной канцерогенной активности. Обсуждается также возможность использования нанотрубок для доставки лекарств и генетической информации. Комплексы ДНК с нанотрубками предлагают использовать в качестве биосенсоров в биоинженерных приборах. С другой стороны, при
помощи ДНК предлагают разделять смеси нанотрубок разного диаметра. Все это указывает на необходимость определения строения и прочности комплексов ДНК с нанотрубками.
Цели работы
В работе с единой методической точки зрения рассмотрены две задачи супрамолекулярной химии указанных биоактивных систем.
Изучение зависимости комплексообразования ДНК с жирными кислотами, холестерином и его эфирами от нуклеотидного состава ДНК и состава липидов.
Исследование зависимости комплексообразования однонитевых ДНК с нанотрубками от нуклеотидного состава ДНК и диаметра нанотрубок.
Научная новизна
С помощью методов молекулярной механики и докинга изучено, взаимодействие двунитевых ДНК с жирными кислотами, холестерином и его эфирами и однонитевых ДНК с углеродными нанотрубками. Определены строение и устойчивость таких комплексов. Получены теоретические данные о предпочтительности связывания липидов с малой бороздкой ДНК по сравнению с большой. При этом энергия взаимодействия жирных кислот с ДНК оказывается зависящей от числа двойных связей в жирной кислоте. Образование комплексов ДНК-липид приводит к ослаблению водородных связей между нитями ДНК.
Методом молекулярного докинга впервые изучены особенности координации однонитевых ДНК с нанотрубками разного размера. В случае
нанотрубок малого диаметра энергетически выгодна координация однонитевых ДНК на внешней поверхности нанотрубки. В нанотрубке с диаметром 24 А возможно образование комплексов с расположением однонитевых ДНК как внутри, так и снаружи нанотрубки. Дальнейшее увеличение диаметра нанотрубки приводит к энергетической выгодности внутреннего расположения биополимера.
Прочность комплексов ДНК-липид и ДНК-нанотрубка зависит от нуклеотидной последовательности в биополимере.
Практическая значимость
Определена структура и стабильность комплексов двунитевых ДНК с жирными кислотами, холестерином и его эфирами, а также комплексов однонитевых ДНК с углеродными нанотрубками.
На защиту выносятся следующие положения, вытекающие из
проведенного теоретического анализа:
1. Возможность образования стабильных комплексов между двунитевыми ДНК и жирными кислотами, холестерином и его эфирами благодаря взаимодействию липида и с малой, и с большой бороздками ДНК. При этом связывание с малой бороздкой оказывается более прочным, чем с большой бороздкой. Этот теоретический результат впервые дал объяснение наличия двух фракций жирных кислот, холестерина и его эфиров, извлекаемых из препаратов ДНК биохимическими методами. Процесс образования комплексов ДНК с липидами сопровождается заметным ослаблением водородных связей между нитями ДНК.
Для нанотрубок малого диаметра энергетически выгодной является координация однонитевых ДНК на внешней поверхности нанотрубки, а для нанотрубок большого диаметра - внутреннее расположение биополимера. В нанотрубке с промежуточным диаметром (24 А) возможно образование комплексов с расположением однонитевых ДНК как внутри, так и снаружи нанотрубки.
Прочность комплексов обоих типов непосредственным образом определяется нуклеотидной последовательностью в биополимерах, при этом наиболее важным фактором стабилизации комплексов оказывается изменения конформации лигандов.
Личный вклад автора заключается в выборе методов математического моделирования и адаптации компьютерных программ с учетом специфики изучаемых объектов исследования, а также в проведении всех компьютерных расчетов, написании статей, подготовке докладов, формулировке выводов и написании диссертации.
Задача изучения строения и стабильности комплексов ДНК с липидами была инициирована экспериментальными исследованиями по выделению таких комплексов, выполненными к.б.н. Стручковым В.А. и к.б.н. Стражевской Н.Б. (Российский Онкологический Научный Центр им. Н.Н. Блохина РАМН), а также профессором д.х.н. Ждановым Р.И. (Учреждение РАМН НИИ общей патологии и патофизиологии РАМН), который проводит спектральные исследования таких систем.
Апробация работы. Работа докладывалась на следующих научных конференциях. «От современной фундаментальной биологии к новым наукоемким технологиям», Пущино, 2001. «Transeregio 5 Symposium Chromatin Assembly and Inheritance of Functional States», Munchen, 2003. «8-th Session of the V.A. Fock School on Quantum and Computational Chemistry», Velikiy Novgorod, 2004. «Информационно-вычислительные технологии в решении фундаментальных проблем и прикладных научных задач», Москва, 2004.
Работа поддержана Российским Фондом Фундаментальных Исследований (грант 08-03-00262) и советом при Президенте РФ по поддержке ведущих научных школ (грант 616.2008.3).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 7 статей и 4 тезиса докладов на российских и международных конференциях.
Взаимодействие ДНК - транс-олеиновая (элаидиновая) кислота по данным молекулярной механики
В последние 15-20 лет установлено [1], что липиды входят в состав ядерной мембраны и являются важным интегральным компонентом хромосом, хроматина и ядерного матрикса [1-4]. Впервые природные комплексы типа ДНК-связанных липидов были выделены из тимуса и печени крыс в 1974 г. [5], а затем и из других клеток млекопитающих, птиц, рыб, опухолевых клеток, бактерий и фага Т2 [6]. Присутствие липидов в препаратах ДНК показано различными физико-химическими, физическими и биохимическими методами [5,6]. С помощью мягкого фенольного метода [7] выделены природные комплексы ДНК-связанных липидов из клеток эукариот и прокариот (тимус, печень крыс, регенерирующая печень крыс в S-фазе и вг-фазе, сперма вьюна, эритроциты голубя, асцитная карцинома Эрлиха, асцитная гепатома Зайдела, саркома 37, Е. coli В, фаг Т2) [5-6, 8-10]. Эти комплексы содержали 94-97% высокополимерных ДНК (Зх 108 - Зх 109 Да), 1-3% липидов и 1-3% кислых негистоновых белков. Наличие ДНК-связанных липидов in vivo доказано и с помощью изотопно-меченых липидов или их предшественников: 14С-ацетата [6], 14С-холестерина и 3Н-глицерина [11]. Экспериментальные результаты проанализированы в таблице 1 и показывают, что максимальное экспериментально обнаруженное содержание жирных кислот в ДНК равно, в среднем, одной молекуле на 34 пары оснований (печень крысы, С2-фаза). Распределение липидов по ДНК, скорее всего, не является равномерным, и липиды могут располагаться кластерами или локализоваться в специфических участках, например, репликационной вилке.
ДНК-связанные липиды имеют специфический состав, отличающийся от липидного состава ядерной мембраны, хроматина, ядерного матрикса, митохондрий и микросом. Для ДНК-связанных липидов характерно, в частности, преобладание нейтральных липидов над фосфолипидами и обогащение нейтральных липидов свободными жирными кислотами, диглицеридами и эфирами холестерина, но обеднение свободным холестерином. ДНК-связанные липиды состоят из двух пулов [6], отличающихся по степени связывания с ДНК и составу. Состав двух пулов ДНК-связанных липидов изменяется в зависимости от фазы клеточного цикла, метаболической активности клетки, при малигнизации, под действием ионизирующей радиации и ряда других факторов [5, 6]. Слабосвязанный пул липидов участвует, по-видимому, в регуляции транскрипции, а прочносвязанный пул - в прикреплении петель ДНК к ядерному матриксу [6], что позволяет сделать вывод о важной роли двух пулов специфических липидов в структурно-функциональной организации ДНК на различных стадиях эволюции.
В таблице 1.1 приведены средние величины содержания свободных жирных кислот в двух пулах липидов: слабо- или сильно-связанных с ДНК в десяти различных геномах, полученные из анализа литературных данных. Содержание жирных кислот в геномной ДНК составляет, в среднем, от нуля до нескольких десятков молекул на 100 шагов ДНК (1000 пар оснований), причем в пуле слабосвязанных липидов жирных кислот больше [12].
Жирные кислоты представляют собой также новый класс сигнальных молекул, которые участвуют в передаче сигнала [6] и в регуляции экспрессии генов [4]. Обнаружено, в частности, что лишь цис-ненасыщенные жирные кислоты (арахидоновая кислота), в отличие от их трянс-изомеров и насыщенных кислот активируют сайты связывания рецепторов аденозина А1 мозга крысы [13].
Несмотря на обилие биохимических данных о составе и биологической значимости хроматин- или ДНК-связанных липидов, информации о строении и прочности таких комплексов до настоящей работы было недостаточно.
Цель данной главы — использовать широкий круг жирных кислот, холестерина и его эфиров для компьютерного моделирования характера взаимодействия и расчета энергии связи комплексов ДНК с липидами методами молекулярной механики.
Все расчеты проведены с помощью методов молекулярной механики ММ+ или AMBER [14-15]. В этом методе полная энергия, Епот, молекулярной системы представляется в виде суммы вкладов от растяжения химических связей (ER) и,деформации валентных углов (EQ) относительно стандартных значений R0 и QQ, энергии торсионных взаимодействий (Еторс), энергии электростатических (Д) и ван-дерваальсовых (Евжв) взаимодействий между валентно несвязанными атомами, и энергии водородных связей (Е\{):
В (2) суммирование ведется по связям, а / - силовые постоянные для растяжения связей / относительно стандартных значений R0i. В (3) суммирование по валентным углам, f0i — силовые постоянные для искажения углов; Q0k — стандартное значение к-ro валентного угла. При расчете энергий ван-дер-ваальсова взаимодействия (4) и электростатического взаимодействия (6) суммирование ведется по парам атомов /, j. В выражении (5) для Ewpc Vt — барьер вращения для торсионного угла со, N - параметр вращательного вырождения, который показывает какая конфирмация более выгодна — заслоненная или заторможенная. В (6) qt и qj - заряды атомов, a Ritj - расстояние между ними.
Зависимость структуры и стабильности комплексов олигомеров ДНК от составов жирной кислоты и ДНК
Позднее в работах [12, 17] мы изучили строение и стабильность комплексов с более широким кругом жирных кислот. Для компьютерных экспериментов в работе взяты насыщенная и ненасыщенные жирные кислоты, содержащие 18 атомов углерода: стеариновая (I) (С 18:0), элаидиновая (II), олеиновая (III) с одной г/ис-двойной связью (С 18:1), линолевая (IV) с двумя г/г/с-двойными связями (С 18:2), линоленовая (V) с тремя г/г/с-двойными связями (С 18:3) (рис. 1.1).
Как и в случае олеиновой кислоты, все расчеты проведены с помощью методов молекулярной механики [14, 15]. Снова для фрагментов В-формы двойной спирали ДНК с добавленными ионами натрия, для свободных жирных кислот, а также комплексов этих молекул, комплексов ДНК-лиганд (рис. 1.4), проведена полная оптимизация геометрии и определены значения энергии связи ЕСВЯ311 лигандов с ДНК. Молекулы лигандов размещались в малой или большой борозде, и, соответственно, оценивались энергии связи лигандов при комплексообразовании с малой или большой бороздкой ДНК. И вновь во всех случаях для насыщенных частей углеводородных цепей лигандов была взята полностью заторможенная (шахматная) конформация (рис. 1.1). С учетом результатов предыдущего раздела, в расчетах взаимодействия ДНК с жирными кислотами, содержащими 18 атомов углерода в гидрофобной остове, мы ограничились рассмотрением олигомеров ДНК, включающих 10 пар нуклеотидов с альтернативной последовательностью пиримидиновых (АТ)ю или пуриновых нуклеотидов (Щ)ю. Величины энергий этих олигонуклеотидов, энергии свободных жирных кислот и энергии связи для комплексов изученных жирных кислот с ДНК приведены в таблице 1.4.
Данные таблицы 1.4 указывают на предпочтительность расположения всех изученных жирных кислот в малой бороздке ДНК по сравнению с большой. Эта предпочтительность отражает большее соответствие размеров желоба в малой бороздке ДНК размерам неразветвленных углеводородных остатков этих кислот. В большой бороздке для них слишком "просторно", что приводит к ослаблению взаимодействия между атомами жирной кислоты и бороздкой. Энергия связи всех жирных кислот с ДНК зависит от нуклеотидного состава ДНК и строения жирной кислоты. Обсудим эти зависимости более подробно.
Рассмотрим сначала стеариновую кислоту (І), СН3(СН2)ібСООН, не содержащую ни одной двойной связи. Для нее, ЕП0ЛН(СТ) = 30,0 ккал/моль. Из таблицы 1.4 следует, что, при помещении стеариновой кислоты в малую бороздку (АТ)ю происходит выигрыш энергии равный 692,5 - 651,0 = 41,5 ккал/моль, что на 12,3 ккал/моль превышает аналогичную энергию связи элаидиновои кислоты. Стеариновая кислота сильнее, чем элаидиновая связывается и с большой бороздкой ДНК: при помещении стеариновой кислоты в большую бороздку ДНК (АТ)10 выигрыш энергии Есвязи = 29,2 ккал/моль, что на 12,4 ккал/моль больше, чем в случае элаидиновой кислоты. Более сильное взаимодействие стеариновой кислоты с ДНК, можно объяснить тем, что углеводородный хвост насыщенной кислоты конформационно более подвижен (не содержит жестких участков двойных связей), и эта кислота точнее укладывается в бороздках ДНК, легче изгибаясь вдоль бороздок и плотнее прилегая к их "стенкам".
Сопоставим теперь прочность комплексов ДНК с кислотами II и III {транс- и г/г/с-олеиновой кислотами). Переход от транс-изомера. (элаидиновой кислоты) II к z/wc-изомеру III - олеиновой кислоте -сопровождается ослаблением взаимодействия жирной кислоты с ДНК: энергия связи с малой бороздкой ДНК (AT) і о убывает от 29,2 до 21,7, а с большой бороздкой — от 16,8 до 10,9 ккал/моль; в случае (ГЦ) і о энергия связи в малой борозде меняется от 23,2 до 19,9, а в большой от 12,5 до 10,4 ккал/моль.
Это различие в эффективности связывания стереоизомеров олеиновой кислоты возможно объясняется тем, что г/г/с-изомер содержит изогнутый жесткий участок углеводородной цепи при двойной связи, препятствующий укладке молекулы вдоль бороздок ДНК.
Согласно приведенным в таблице 1.4 результатам расчетов, из всех изученных нами жирных кислот линолевая (IV) кислота образует наиболее прочные комплексы с ДНК. При размещении кислоты IV в малой и большой бороздках ДНК, энергии связи составляют 47-48 ккал/моль и 30-32 ккал/моль, соответственно.
Экспериментальные свидетельства в пользу взаимодействия холестерина и ДНК
Таким образом, расчеты показывают, что все жирные кислоты С18 сильно связываются с ДНК, причем связывание с малой бороздкой ДНК сильнее, чем с большой. Из проведенных компьютерных экспериментов следует, что энергия взаимодействия жирных кислот с ДНК зависит как от числа двойных связей, так и от нуклеотидного состава ДНК. Зависимость энергии связи комплекса ДНК-жирная кислота от нуклеотидного состава указывает на возможность сайт-специфического связывания липидов с ДНК. Наличие одной и трех г/г/с-двойных связей приводит к ослаблению прочности комплексов ДНК-жирная кислота по сравнению со случаем насыщенной кислоты. Наиболее сильное связывание между ДНК и жирной кислотой обнаружено для случая ненасыщенной кислоты с двумя двойными связями - линолевой кислоты.
Характер изменения энергии взаимодействия комплексов ДНК со стеариновой, ленолевои, олеиновой и линоленовои кислотами коррелирует с экспериментальными данными по температуре плавления соответствующих комплексов: чем прочнее комплекс ДНК-жирная кислота, тем ниже температура плавления ДНК. Действительно при изучении in vitro комплексов ДНК с жирными кислотами С16:0, С18:0, С18:1, С 18:2, СІ 8:3 в отсутствии белков методом термической денатурации показано [18], что стабилизация или дестабилизация водородных связей ДНК зависит от длинны и степени ненасыщенности кислот, которые по мнению авторов [18] могут располагаться и в малой и в большой бороздках ДНК. Взаимодействие ДНК со стеариновой кислотой понижает температуру плавления ДНК на 6 С, а взаимодействие с ленолевой кислотой - на 2 С. Олеиновая и линоленовая кислоты влияют слабее и даже повышают температуру плавления ДНК на 1-2 С.
К настоящему времени показано экспериментально, что холестерин является сигнальной молекулой [19], прочно связан с хроматином [1] и репрессирует транскрипцию гена человека SCD14, участвуя в регуляции экспрессии генов. При этом не исключено участие холестерина или его метаболитов в образовании тройных комплексов ДНК-белок-липид. Особый интерес вызывает то обстоятельство, что состав фракций ДНК-связанных холестерина и его эфиров может изменяться при патологических состояниях [20-23] В частности, изучалось содержание ДНК-связанных холестерина и его эфиров в клетках тимуса и печени крыс (в норме и на стадии синтеза ДНК) в сравнении с их содержанием в опухолевых клетках (таблица 1.5) Кроме экспериментов in vivo, были проведены также прямые in vitro исследования взаимодействия холестерина с олигонуклеатидами. Например, в работе [24] специфичность взаимодействия холестерина и ДНК изучалось с помощью биочипов. Биочип (DNA microarrays) представляет собой стеклянную пластинку, покрытую ячейками из акриламидного геля, при этом каждая ячейка такого биочипа содержит один иммобилизованный олигонуклеотид [11] (рис. 1.5). Акриламидный гель содержал альдегидные группы, а олигонуклеотиды имели на 3 -конце аминолинкеры С7 - NH2. Каждый олигонуклеотид присоединялся к гелю через основание Шиффа, двойная связь которого восстанавливалась с помощью боргидрида натрия. В эксперименте использовали биочип, содержащий 42 иммобилизованных однонитевых олигонуклеотидов. Все эти олигонуклеотиды имели длину 8 звеньев. Последовательности всех этих олигонуклеотидов представляли собой различающийся составом шестичленный кор, к которому с обеих сторон добавляли еще по одному из четырех нуклеотида, например 5 -Nuc(GCGCGC)Nuc-3 C(7)-NH2 или 5 -Nuc(ATATAT)Nuc-3 C(7)-NH2, где Nuc = А, Т, G или С. Таким образом, физическая длина всех олигонуклеотидов была равна 8, а значимые фрагменты в каждом из них были гексамерами, последовательность нуклеатидов в которых приведена в таблице 1.6.
Эти однонитевые олигонуклеотиды переводили в двунитевую форму путем гибридизации со смесью флуоресцентно-меченых нуклеотидов, несущих на 3 конце краситель, компоненты которых комплементарны к олигомерам матрицы (рис. 1.5). Гибридизация проводилась при + 4С в течение 12 часов с последующим отмыванием несвязавшихся олигомеров буферным раствором [7]. Специфичность взаимодействия холестерина с такой двунитевой ДНК определяли из двух параллельных экспериментов на биочипах [24-25]. На первом биочипе (контрольном) проводили гибридизацию иммобилизованных однонитевых олигонуклотидов со смесью флуоресцентно меченых нуклеатидов без липида. На втором биочипе (изучаемом) такую же гибридизацию проводили в присутствии 50 мкм холестерина. После гибридизации оба биочипа промывали буферным раствором и высушивали. Флуоресценция ячеек на обоих биочипах была проанализирована с помощью флуоресцентного микроскопа. Интенсивность флуоресценции в рамках данного метода - это мера перехода однонитевых иммобилизованных олигонуклеотидов в двунитевую форму. Результаты эксперимента по исследованию специфичности взаимодействия холестерина с ДНК на примере биологического микрочипа приведены в таблице 1.7: для контрольного биочипа и для биочипа, обработанного холестерином. Оказалось, что в случае олигонуклеотидов с высоким содержанием AT пар (крайняя правая колонка, последовательности СТАТТТ, ATAGTT, а особенно GTAATT) комплексообразование с холестерином резко (до 170 раз) усиливает флуоресценцию, а значит и стабилизирует двухнитевой олигонуклеотид.
Карты электростатического потенциала на решетке
В последние время для изучения взаимодействия гибких лигандов, подобных жирным кислотам, с макромолекулярными рецепторами, такими как ДНК, используют методы молекулярного докинга. Мы хотим узнать, может ли данное химическое соединение (например, жирная кислота) специфически связываться с данной макромолекулой - ДНК, с известной трехмерной структурой. При этом требуется методами вычислительной химии определить оптимальную геометрию возможного молекулярного комплекса и энергию его образования. Поиск такого комплекса и называется молекулярным докингом (от английского слова dock — стыковка) и, по сути, напоминает «стыковку» одной молекулы с другой, только с тем условием, что стыковка — оптимальна по энергии образуемого комплекса. Важно, что в процессе докинга идет перебор относительных расположений низкомолекулярного химического соединения на поверхности макромолекулярной мишени и отбор комплексов, наиболее выгодных по энергии межмолекулярного взаимодействия. В методе молекулярного докинга учитывается, что у заданного лиганда могут быть внутренние степени свободы: части молекулы могут вращаться друг относительно друга. Энергия межмолекулярного взаимодействия, т.е. прочность найденного комплекса, рассчитывается с помощью т.н. скоринговых функций (от английского score— счет), которые, основываясь на тех или иных приближениях, оценивают свободную энергию образования комплекса с заданной (найденной в ходе докинга) геометрией.
Математически задача молекулярного докинга эквивалентна поиску глобального минимума энергии связывания как функции многих переменных, отражающих взаимное расположение молекул в комплексе и конформацию каждой молекулы. В так называемом «жестком» докинге считается, что и макромолекула, и низкомолекулярное соединение имеют фиксированные конформации. В таком случае необходимо оптимизировать всего лишь шесть координат (три трансляционных и три вращательных), отражающих взаимное расположение молекул в комплексе. В «гибком» докинге в число варьируемых переменных входят также внутренние степени свободы низкомолекулярного соединения. При учете конформационной подвижности макромолекулы задача существенно усложняется, в этом случае вычислительно реалистичным становится лишь учет определенного набора конформеров макромолекулы.
Для расчета докинга используют генетические алгоритмы (обеспечивающие достаточно полное «прощупывание» пространства возможных конформации) в сочетании с локальной минимизацией. Таким образом, основное преимущество метода гибкого молекулярного докинга по сравнению с описанным выше методом молекулярной механики состоит в том, что при анализе докинга лиганда учитывается конформационная подвижность лиганда, то есть расчет энергии взаимодействия осуществляется не для одной фиксированной геометрии лиганда, а проводится непрерывный перебор его конформации.
В данной работе для изучения взаимодействия макромолекул с ДНК методом молекулярного докинга будет использована программа Autodock 3.0 [29-32], первые версии которой появилась еще в 1990 и которая, в настоящее время, свободно распространяется среди университетов и академических институтов и широко используется для решения задач строения и устойчивости комплексов биополимеров, прогнозирования активности лекарственных средств и их связывания с биорецепторами [33-39].
В любой схеме докинга необходимо сбалансировать два противоречивых требования: с одной стороны, обеспечить достаточно высокую точность и надежность расчета, а с другой стороны учитывать реальные вычислительные ресурсы. Идеальная процедура должна находить глобальный минимум энергии взаимодействия между макромолекулой и лигандом с учетом всех степеней свободы системы. В методе Autodock 3.0 для быстрой оценки энергий взаимодействия макромолекулы и лиганда используются так называемые потенциалы молекулярного сродства, которые задаются на системе точек (решетке), окружающих макромолекулу. Решетка задается в пространстве с геометрией прямоугольного параллелепипеда вокруг макромолекулы. Кроме того, задаются подвижные связи в лиганде, а также произвольная стартовая геометрия лиганда и осуществляется автоматический докинг [40].
Быстрая оценка энергии достигается предварительным расчетом потенциалов атомного сродства для каждой точки решетки и для атомов каждого типа, встречающихся в лиганде (обычно это углерод, кислород и водород). Эти потенциалы представляют собой энергию взаимодействия макромолекулы с одиночным (пробным) атомом, расположенным в данном узле решетки. Кроме того, для каждого узла решетки вычисляется энергия электростатического взаимодействия с единичным точечным зарядом. Энергия взаимодействия лиганда с макромолекулой определяется как сумма энергий взаимодействия отдельных атомов лиганда с макромолекулой. При этом энергии взаимодействия атомов определяется трилинейной интерполяцией величин сродства, рассчитанных для восьми точек решетки ближайших к данному атому. Энергия электростатического взаимодействия оценивается аналогичным образом: трилинейной интерполяцией электростатических потенциалов в узлах решетки и умножением на величину эффективных зарядов атомов. Время необходимое для расчета энергии, при использовании такой решетки, пропорционально только числу атомов в лиганде и не зависит от числа атомов в макромолекуле.
