Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 11
1.1. Свинец и механизмы его токсичности 15
1.1.1. Действие свинца на перекисное окисление 17
1.1.1. Действие свинца на интенсивность гибели клеток 20
1.1.2. Действие свинца на ферментные системы 21
1.2. Проявления свинцовой интоксикации на ультраструктурном уровне 22
1.3. Влияние свинца на нервную систему 26
1.4. Действие свинца на развивающийся организм 30
1.4.1. Токсиканты и развитие мозга 34
1.5. Влияние препаратов с антиоксидантными свойствами на развитие патологических изменений, индуцированных введением свинца 36
1.6. Характеристика исследованных препаратов 41
1.6.1. Триовит 4Г
1.6.2. Гистохром 42
1.6.3. Эпиталон 44
1.7. Резюме 47
Глава 2. Материалы и методы исследования 49
2.1. Методы морфологического и морфометрического исследования головного мозга 51
2.2. Методы гистохимического и биохимического исследования головного мозга 53
2.3. Метод исследования показателей ВНД 54
Глава 3. Влияние пренатального воздействия нитрата свинца на головной мозг 40-дневных крыс 57
3.1. Гравиметрические и морфометрические показатели 58
3.2. Морфологическая характеристика нейронов коры переднетеменной доли головного мозга 63
3.3. Гистохимические показатели 76
3.4. Показатели хемилюминесценции гомогенатов головного мозга 76
3.4.1. Кора больших полушарий 77
3.4.2. Белое вещество полушарий мозга 77
3.4.3. Ствол головного мозга 78
3.5. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 78
3.6. Резюме 79
Глава 4. Влияние введения беременным самкам крыс препарата «Триовит» и нитрата свинца на головной мозг их 40-дневного потомства 87
4.1. Гравиметрические и морфометрические показатели 87
4.2. Морфологическая характеристика нейронов коры переднетеменной доли-головного мозга 88
4.3. Гистохимические показатели 88
4.4. Показатели хемилюминесценции гомогенатов головного мозга 89
4.4.1. Кора больших полушарий 89
4.4.2. Белое вещество полушарий мозга 90
4.4.3. Ствол головного мозга 91
4.5. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 911
4.6. Резюме 93
Глава 5. Влияние введения беременным самкам крыс препарата «Гистохром» и нитрата свинца на головной мозг их 40-дневного потомства 100
5.1. Гравиметрические и морфометрические показатели 100
5.2. Морфологическая характеристика нейронов коры переднетеменной доли головного мозга 101'
5.3. Гистохимические показатели 102
5.4. Показатели хемилюминесценции гомогенатов головного мозга 103
5.4.1. Кора больших полушарий 103
5.4.2. Белое вещество полушарий мозга 104
5.4.3. Ствол головного мозга 104
5.5. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 105
5.6. Резюме 106
Глава 6. Влияние введения беременным самкам крыс препарата «Эпиталон» и нитрата свинца на головной мозг их 40-дневного потомства 114
6.1. Гравиметрические и морфометрические показатели 114
6.2. Морфологическая характеристика нейронов коры переднетеменнои доли головного мозга 115
6.3. Гистохимические показатели 115
6.4. Показатели хемилюминесценции гомогенатов головного мозга 116
6.4.1. Кора больших полушарий 116
6.4.2. Белое вещество полушарий мозга 117
6.4.3. Ствол головного мозга 117
6.5. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 118
6.6. Резюме 119
Глава 7. Заключение 126
Выводы 140
Список литературы
- Действие свинца на интенсивность гибели клеток
- Методы гистохимического и биохимического исследования головного мозга
- Показатели хемилюминесценции гомогенатов головного мозга
- Морфологическая характеристика нейронов коры переднетеменной доли-головного мозга
Введение к работе
Актуальность проблемы. Период эмбриогенеза представляет собой важный
период развития, когда формирующийся головной мозг особо подвержен
воздействиям различных внешних агентов. Немаловажная роль среди
последних отводится влиянию факторов неблагоприятного экологического
состояния окружающей среды, являющихся результатом техногенной
> деятельности человека (А.Н. Ильинов и др., 1997; А.А. Быков, Б.А. Ревич,
2001; О.Л. Малых, 2002; Б.Я. Рыжавский, 2002; П.Ю. Горобец и др., 2005; Н.
Ни et al., 2006). Среди главных загрязнителей среды обитания свинец
признается одним из важнейших (L.M. Chiodo et al., 2004; Р.В. Stretesky, MJ.
Lynch, 2004; W.G. Wang et al., 2005; Э.Х. Ахметзянова, А.Б. Бакиров, 2006; J.
Gasana et al., 2006; S.G. Gilbert, B. Weiss, 2006; G.C. Lalor et al., 2006; R.
Ronchetti et al., 2006). В Российской Федерации существование этой
проблемы отражается в работах многих исследователей, и прежде всего это
касается изучения воздействия низких доз токсиканта на умственное и
нейропсихическое развитие детей (В.Л. Стародумов и др., 1999; И.
Бёккельман, Э. Пфистер, 2001; А.И. Корбакова и др., 2001; Л.И. Привалова и
др., 2002; И.М. Трахтенберг и др., 1991-2003; Г.М. Бодиенкова и др., 2007).
Основными источниками загрязнения окружающей среды свинцом являются
промышленные предприятия и использующий этилированный бензин
автотранспорт (А.Я. Полякова, К.П. Петруничева, 2007).
Среди многочисленных исследований по изучению токсического
влияния свинца на организм человека значительная часть работ посвящена
воздействию на нервную систему. Известна возможность проникновения
токсических концентраций свинца в формирующийся организм через
плаценту и грудное молоко (S. Ettinger Adrienne et ah, 2004; J. Lafond et al.,
2004), приводящая к развитию нейропсихических нарушений и снижению
коэффициента умственного развития у детей, подвергнутых действию
токсиканта (R.L. Canfield et al., 2004; Г.М. Бодиенкова и др., 2007).
7 Установлено, что важным механизмом нейротоксического действия свинца является развитие окислительного стресса (И.М. Гнидой, 2000; И.М. Трахтенберг и др., 2002; A. Heydari et al., 2006; D.J. Hoffman et al., 2006). Кроме того, есть данные, что обусловленный свинцом окислительный стресс в мозге может принимать затяжную форму с сохранением признаков нарушения баланса между образованием и гашением свободных радикалов после прекращения введения свинца (М. Correa et al., 1999). Отмечаемые при этом морфологические, морфометрические и поведенческие сдвиги, зачастую не сопоставляются с метаболическими изменениями в нейронах. В ТО'же время, механизмы формирования отдаленных последствий в головном мозге после пренатального воздействия свинца в литературе не освящены, хотя и представляют большой интерес. Так, не установлено являются ли изменения морфологии и метаболизма нейронов следствием прямого действия токсиканта^ в остром периоде воздействия или же - следствием программирующего эффекта свинца на цито- и биохимический статус нейронов и глиальных клеток.
Вопрос о возможности предупреждения/минимизирования последствий влияния свинца на развивающийся мозг детей остается актуальным. В последнее десятилетие появились данные о антиоксидантных свойствах недавно синтезированных препаратов - «Эпиталона» и «Гистохрома». Препараты из группы антиоксидантов являются средствами патогенетической терапии больных с хронической свинцовой интоксикацией (Я.О. Лысенко, 2000). В ряде экспериментальных работ подтверждена эффективность применения препаратов с антиоксидантными свойствами, при воздействии различных доз соединений свинца (Н. Esterbauer et al., 1992; В. Frei, J.M. Gaziano, 1993; K.L. Retsky et al., 1993; Y. Ding et al., 2000; N.D. Vaziri, Y. Ding, 2001).
Изучение эффективности действия препаратов «Триовит», «Гистохром» и «Эпиталон», обладающих антиоксидантными антирадикальными свойствами (А.В. Лебедев и др., 1999; В.А. Марков и др.,
8 1999; Э.Б. Арушанян и др., 2001; В.Х. Хавинсон, 2001; СВ. Анисимов и др., 2004; В.З. Ланкин и- др., 2004), на развитие мозга, нарушенного пренатальным воздействием свинца, может помочь выяснению перспектив использования их при различных токсических поражениях. Цель работы изучить отдаленные последствия введения свинца беременным крысам на показатели гистофизиологии нейронов, процессы свободнорадикального окисления в разных отделах головного мозга их потомства, а также - возможность минимизации последствий влияния свинца препаратами с антиоксидантными свойствами («Триовит», «Гистохром» и «Эпиталон»). Задачи исследования:
Изучить морфологические, морфометрические, биохимические и физиологические показатели состояния головного мозга 40-дневных крыс - потомства самок, которым во время беременности был введен нитрат свинца.
Изучить влияние препарата «Триовит», содержащего витамины С, Е, провитамин А и селен, на выраженность отдаленных последствий воздействия свинца на головной мозг.
Изучить влияние препарата «Гистохром», биоантиоксиданта из группы полигидроксинафтахинонов, на выраженность отдаленных последствий воздействия свинца на головной мозг.
Изучить влияние препарата «Эпиталон», синтетического тетрапептида, на выраженность отдаленных последствий воздействия- свинца на головной мозг.
Научная новизна исследования:
Описаны морфометрические, гистохимические, биохимические и физиологические особенности развития головного мозга неполовозрелых животных, подвергнутых в пренатальном периоде воздействию свинца.
Получены данные о влиянии препарата «Триовит» на морфометрические, гистохимические, биохимические и физиологические показатели развития
9 головного мозга 40-дневных крыс, подвергнутых пренатальному воздействию нитрата свинца.
Получены данные о влиянии препарата «Гистохром» на морфометрические, гистохимические, биохимические и физиологические показатели развития головного мозга 40-дневных крыс, подвергнутых пренатальному воздействию нитрата свинца.
Получены данные о влиянии препарата «Эпиталон» на морфометрические, гистохимические, биохимические и физиологические показатели развития головного мозга 40-дневных крыс, подвергнутых пренатальному воздействию нитрата1 свинца.
Научно-практическая значимость работы состоит в том, что в ней описаны отдаленные последствия введения в пренатальном периоде нитрата свинца на морфометрические, гистохимические, биохимические и физиологические показатели развития* головного мозга крыс, а также возможности рационального воздействия на отклонения развития головного1 мозга, формирующиеся на ранних этапах онтогенеза под влиянием токсических агентов. Эти' данные могут быть использованы как базовые в экспериментальных исследованиях головного мозга. Сведения о влиянии препаратов. «Триовит», «Гистохром» и «Эпиталон» представляют интерес для гистологов, неонатологов, акушеров-гинекологов, педиатров, фармакологов, разрабатывающих методы коррекции дефектов развития головного мозга, индуцированных влиянием различных повреждающих агентов, в том числе свинца. Основные положения, выносимые на1 защиту:
1. 40-дневное потомство самок, получивших во время t беременности нитрат свинца, характеризуются достоверным уменьшением числа нейронов в поле зрения II и V слоев неокортекса, увеличением количества патологически измененных/гибнущих нейронов в неокортексе, формированием кист, пролиферацией глиоцитов, выраженной активацией-процессов > СРО в коре, белом веществе полушарий и стволе мозга,.
10 снижением активности NADH-дегидрогеназы в нейронах V слоя и активности NADPH-дегидрогеназы в гиппокампе и в V слое неокортекса. Поведение подопытных крыс характеризуется увеличением двигательной активности крыс в ПКЛ.
Выявленные морфологические, гисто- и биохимические особенности мозга крыс, подвергнутых пренатальному воздействию свинца, могут объясняться как его действием в период введения, так и механизмами программирования или биохимического импринтинга.
Исследованные препараты («Триовит», «Гистохром», «Эпиталон»), обладающие антиоксидантыми свойствами, уменьшают выраженность изменений головного мозга потомства самок, получавших свинец, но не предотвращают их полностью.
Апробация диссертации. Публикации. По теме диссертации опубликованы 4 печатные работы. Материалы работы докладывались на Всероссийской научной конференции с международным участием «Структурно-функциональные и нейрохимические закономерности асимметрии и пластичности мозга — 2006» (2006, Государственный научно-исследовательский Институт Мозга РАМН, г. Москва), X краевом конкурсе молодых ученых и аспирантов (2008, ДВГМУ, г. Хабаровск).
Структура и объем диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы и 5 глав собственных исследований, заключения, выводов, списка литературы. Работа изложена на 170 страницах машинописного текста и содержит 19 таблиц, 26 рисунков. Список литературы представлен работами 142 отечественных и 106 иностранных авторов.
Действие свинца на интенсивность гибели клеток
Известно, что свинец может выступать и как апоптический, и как некротический стимул (А.В. Кудрин, А.А. Жаворонков, 1998; A. Garza et al., 2006). Развитие апоптоза может являться значимым компонентом патогенеза» дисфункции клеток.
Введение ацетата свинца в течение 14 дней (20 мг/кг) повышало количество клеток костного мозга в состоянии апоптоза и некроза, эти процессы имели достоверно более выраженный характер при увеличении дозы. Прогрессирующая деградация ядра под влиянием ацетата свинца сопровождалась неспецифическим увеличением количества ядрышек с измененным соотношением гранулярного и фибриллярного компонентов, изменением транскрипционной активности и, следовательно, функционального состояния ядерного аппарата клеток (И.А. Пашкевич и др., 2002).
При изучении изменений в иммунной системе при воздействии солей свинца, пестицидов, нитратов и нитритов, обнаружено, что ацетат свинца при остром и хроническом введении в организм животного повышает выход, лимфоцитов в апоптоз. Хлорорганический пестицид ДДЕ, ацетат свинца и нитрит натрия повышают уровень спонтанного апоптоза в селезенке иг тимусе крысы в среднем на 7-19% (З.С. Магомедова, 1999).
При воздействии ацетата свинца (500- мг/кг) в течение 2 недель отмечены воспалительные инфильтраты с разрывами поверхности гепатоцитов, апоптозом, стеатозом и средне выраженным фиброзом. Свинец также индуцировал пролиферацию гепатоцитов (M.G. Shalan et al., 2004).
Многочисленные источники свидетельствуют о том, что как при однократном, так и при хроническом действии различных металлов на организм в сыворотке крови увеличивается активность растворимых ферментов цитозоля: аланинаминотрансферазы, аспартатаминотрансферазы, лактатдегидрогеназы, холинэстеразы. Например, добавление ацетата свинца к питьевой воде крыс (0,5 мг/л) через 3 месяца вызывало повышение активности АсАТ и АлАТ в сыворотке крови (П.Н. Любченко, 1990; D.A. Daggett, 1998).
Свинец обладает наибольшим сродством к сульфгидрильным группам ферментов, участвующих в биосинтезе гема. В основе многих клинических проявлений — изменениях крови, нервной системы — лежат нарушения в порфириновом обмене (П.Н. Любченко, 1990).
Инактивация ферментов вследствие связывания свинцом сульфгидрильных групп активных центров энзимов наиболее существенно проявляется нарушениями биосинтеза порфиринов и гема, а также изменениями активности ряда эритроцитарных и печеночных ферментов (Н.В. Русаков и др., 1998). После однократного введения свинца в дозах от 10 до 100 мкмоль/кг происходит подавление биосинтеза гема, связанное с нарушением неспецифической оксидазной системы, приводящее к снижению уровня цитохромаР-450 (P. Scoppa et al., 1973).
Из-за высокого сродства к свинцу дегидратазы АЛК в первую очередь снижается ее активность даже при воздействии в минимальных концентрациях (А.И. Корбакова и др., 2001). Ингибирование этого фермента приводит к увеличению содержания АЛК в моче, что может служить высоко чувствительным биомаркером свинцовой интоксикации (М. Ahamed et al., 2006). Истощение дегидратазы АЛК сопровождается также увеличением активности синтазы АЛК в крови и головном мозге (G. Saxena et al., 2006).
Угнетение свинцом активности гемсинтетазы приводит к накоплению в эритроцитах неиспользуемого протопорфирина IX (предшественника гемоглобина, миоглобина, цитохрома), повышению содержания железа в сыворотке крови и снижению уровня гемоглобина (П.Н. Любченко, 1990). Тормозящее действие свинца на активность синтетазы, регулирующей соединения протопорфирина с железом, сопровождается увеличением протопорфирина эритроцитов и железа сыворотки, также возможен синтез порфиринов непосредственно из АЛК. Помимо энзимопатического действия свинец нарушает процесс утилизации железа и синтез глобина, что приводит к снижению жизнеспособности и сокращению срока жизни эритроцитов (А.И. Корбакова и др., 2001; Н.Л. Елаева и др., 2005).
Кроме того, показано, что свинец угнетает активность ряда ферментов компонентом активного центра которых являются карбоксильные группы. Так, снижается активность холинэстеразы, феррохелатазы, Na-3 К-зависимой АТФазы, пепсина (П.Н. Любченко, 1990).
Поражение печени отмечается, как правило, при выраженных формах свинцовой интоксикации. В легких формах выявляются нарушения активности ферментов, регулирующих азотистый обмен, синтез порфиринов в митохондриальном аппарате гепатоцита (А.И. Корбакова и др., 2001; Н.В. Осипова, В.П. Булатов, 2001).
Таким образом, в механизмах тоскического действия свинца важное место занимает ингибирование ферментов детоксикации ксенобиотиков с последующими-биохимическими сдвигами, приводящими к нарушению ряда функций митохондриальных и цитозольных ферментов.
Методы гистохимического и биохимического исследования головного мозга
Гистохимические исследования включали:
1. Определение концентрации нуклеиновых кислот в ядрышке, ядре и цитоплазме нейронов II и V слоев неокортекса переднетеменной доли. Для этого измерялась оптическая плотность этих структур в зеленом спектре ( =550 нм) на препаратах, окрашенных галлоцианином по Эйнарсону (Д. Кисели, 1962), при помощи морфометрического аппарата "МЕКОС". Исследовалось не менее 25 клеток каждого слоя.
2. Определение активности NADH- и NADPH-дегидрогеназ, отражающих преимущественно интенсивность митохондриальных и внемитохондриальных окислительных процессов соответственно, тетразолиевым методом по Lojda (3. Ллойда и др., 1982) в нейронах V слоя неокортекса и гиппокампа. Из собственно теменной доли правого полушария готовились криостатные срезы толщиной 20 мкм, которые монтировались на покровные стекла для реакции в инкубационной среде, содержащей 1,5 мл фосфатного буфера, 4 мг тетразолия синего и 2 мг NADH- или NADPH-дегидрогеназ. Инкубация проводилась в термостате при температуре 37С в течение 30 минут. Результат оценивали измерением средней оптической плотности в зеленом спектре (А,=550 нм) на аппарате «МЕКОС». Исследовалось не менее 25 клеток в каждой области.
Для проведения биохимического исследования брали навески влажной ткани коры, белого вещества левого полушария и ствола мозга.
Свободнорадикальное окисление (СРО) изучали методом хемилюминесценции (ХМЛ). Регистрацию ХМЛ в гомогенатах коры, белого вещества левого полушария и ствола мозга осуществляли на люминесцентном спектрометре LS 50В «PERKTN ELMER». Стандартизацию сигнала и математическую обработку кривых ХМЛ выполняли с помощью встроенной программы «Finlab». Спонтанную и индуцированную Fe ХМЛ исследовали по методу (Ю.А. Владимиров и др., 1991). Определяли: светосумму за 1 мин. спонтанной ХМЛ (Scn), величина которой коррелирует с интенсивностью свободнорадикальных процессов; максимум «быстрой» вспышки (h) индуцированной ХМЛ, свидетельствующий о содержании гидроперекисей липидов; светосумму (S,iiw.l) за 4 мин. после «быстрой» вспышки, отражающую скорость образования перекисных радикалов липидной природы. Кинетику ХМЛ, инициированную Н2О2 в присутствии люминола, анализировали по двум параметрам: максимуму свечения (Н), указывающему на потенциальную способность биологического объекта к перекисному окислению, и светосумме за 2 мин. ХМЛ (8ИНД2), величина которой свидетельствует об активности антиоксидантной и антирадикальной защиты. Интенсивность ХМЛ, измеренную в милливольтах, рассчитывали на 1 г влажной ткани и выражали в относительных единицах (эти исследования проведены в ЦНИЛе ДВГМУ, консультировались доктором медицинских наук О.А. Лебедько).
Показатели высшей нервной деятельности оценивались по параметрам регистрации поведения крысят в 30-дневном возрасте в приподнятом крестообразном лабиринте (ПКЛ) в оригинальной компьютерной программе Rat Test Version 1.0. Во время тестирования регистрировали суммарное время и число элементарных поведенческих актов: выходов в открытый и закрытый рукав лабиринта, свешиваний, стоек, груминга, движения, бездействия, исследовательской активности и уровня тревожности (Ю.А. Сапожников и др., 2002). Время наблюдения каждого животного составляло 3 минуты.
Статистическая обработка данных проведена на ПК с использованием программы Statistika 6.
При анализе показателей, характеризующих развитие головного мозга 40-дневных крыс, было установлено, что, во-первых, гравиметрические, морфометрические, гисто- и биохимические показатели не имели половых различий и поэтому были объединены. Во-вторых, полученные количественные показатели, характеризующие мозг интактных животных, согласуются с результатами, полученными другими исследователями (F.A. Stephenson, 1998; Т.В. Соколова, 2001; В.А. Чепракова, 2001; С.Н. Баранова, 2007).
Так, у 40-дневных интактных крыс масса мозга колеблется от 1579±18 мг до 1546±22 мг, масса полушария - от 580+16 мг до 527,7±10 мг (Т.В. Соколова, 2003; С.Н. Баранова, 2007). Нами установлено, что абсолютная масса головного мозга интактных крыс в 40-дневном возрасте равна в среднем 1522+11,5 мг, масса полушария - 524+7,6 мг. Полученные результаты согласовались с вышеперечисленными результатами.
Толщина неокортекса ПТД мозга 40-дневных крыс из группы интактного контроля составляет 1568+38,9 мкм, ее I слоя - 150±10,7 мкм. Число нейронов в стандартном поле зрения во II слое неокортекса равно 20,3+1,5, в V слое - 11,2+0,7 (С.Н. Баранова, 2007). Сходные величины были опубликованы Т.В. Соколовой (2003), F.A. Stephenson (1998). По нашим данным толщина неокортекса (рис. 3.1) равна 1536+25,9 мкм, ее I слоя -133+2,7 мкм, число нейронов в поле зрения II слоя неокортекса- 18,5+0,3; V слоя-10,8±0,3.
Результаты наших морфометрических измерений соответствовали данным Т.В. Соколовой (2003): площадь ядер нейронов ПТД во II слое неокортекса составляла от 50 до 66 мкм , в V слое - от 81 до 100 мкм, площадь сечения цитоплазмы нейронов II слоя равна от 56 до 68 мкм , V слоя — от 95 до 127 мкм .
Показатели хемилюминесценции гомогенатов головного мозга
Активность NADH-дегидрогеназы в цитоплазме нейронов гиппокампа СТД подопытных крыс равна 0,617+0,029 усл. ед., что достоверно не отличается от показателей интактных животных (0,693±0,041 усл. ед.). В нейронах V слоя неокортекса активность фермента достоверно снизилась и составила 0,571±0,025 усл. ед. против 0,655+0,033 усл. ед. в норме (табл. 3).
Измерение активности NADPH-дегидрогеназы показывает достоверное ее снижение по сравнению с контролем как в гиппокампе (0,783±0,023 усл. ед. против 0,860±0,024 усл. ед.), так и в V слое неокортекса (0,666±0,025 усл. ед. против 0,750±0,029 усл. ед.) (табл. 3).
Концентрация нуклеиновых кислот в ядрышках, ядрах и цитоплазме нейронов II слоя неокортекса составляет 0,701+0,022 усл. ед., 0,426±0,022 усл. ед. и 0,481±0,022 усл. ед. соответственно. Указанные показатели достоверно (Р 0,05) выше таковых в контроле: концентрация нуклеиновых кислот в ядрышках - 0,577±0,028 усл. ед., в ядрах - 0,320±0,026 усл. ед. и в цитоплазме — 0,364+0,026 усл. ед. (табл. 3).
В V слое коры достоверное повышение показателя отмечается в ядрышках - 0,747±0,025 усл. ед. против 0,662+0,023 усл. ед., и в цитоплазме -0,516±0,025 усл. ед. против 0,439±0,026 усл. ед. (табл. 3).
Введение нитрата свинца самкам крыс во время беременности вызвало резкую активацию процессов свободнорадикального окисления в головном мозге их потомства. Анализ показателей ХМЛ гомогенатов коры, белого вещества полушарий и ствола головного мозга животных показал достоверное значительное увеличение всех параметров, характеризующих усиление СРО и развитие окислительного стресса (табл. 4).
Светосумма спонтанной ХМЛ (Scn.) за 1 минуту составила 0,264+0,009 усл. ед., что в сравнении с интактным контролем, равным 0,083+0,005 усл. ед., отражает интенсификацию СРО в 3,2 раза.
Максимум «быстрой» вспышки (h), индуцированной Fe2+ ХМЛ, равен 2,647+0,091 усл. ед., а в норме - 0,654±0,028 усл. ед. Увеличение показателя свидетельствует о повышении содержания гидроперекисей липидов в 4 раза.
Величина светосуммы за 4 мин. после «быстрой» вспышки (S,iag.l), равная 2,723±0,121 усл. ед., достоверно (Р 0,05) выше таковой интактных крыс - 0,787±0,040 усл. ед. Возрастание параметра в 3,4 раза характеризует резкое ускорение образования перекисных радикалов липидной природы.
Максимум свечения (Н) люминол-зависимой ХМЛ, инициированной Н2Ог, указывающий на потенциальную способность к развитию перекисного окисления, усилился в 3,2 раза: 4,087+0,119 усл. ед. в потомстве самок, затравленных нитратом свинца, и 1,275+0,043 усл. ед. в потомстве интактных крыс.
Светосумма за 2 мин. ХМЛ (8ИВД2) составляет 6,847+0,292 усл. ед., в норме - 2,437+0,085 усл. ед. Увеличение показателя в 2,8 раза свидетельствует об ослаблении активности антиоксидантной и антирадикальной защиты.
Светосумма спонтанной ХМЛ (Scn.) за 1 минуту в гомогенатах белого вещества мозга равна 0,306+0,008 усл. ед., в гомогенатах интактных животных - 0,108+0,006 усл. ед. Увеличение Scn. в 2,8 раза свидетельствует о значительной интенсификации процессов СРО. Максимум «быстрой» вспышки (h), индуцированной Fe ХМЛ, составил 2,328±0,053 усл. ед. против 0,667+0,036 усл. ед. в норме, характеризуя повышение уровня гидроперекисей липидов в 3,5 раза.
Величина светосуммы за 4 мин. после «быстрой» вспышки (Smw.l) равна 2,695±0,079 усл. ед., по сравнению с интактным контролем, равным 0,987+0,062 усл. ед., увеличена в 2.7 раза.
Максимум свечения (Н) инициированной Н202 в присутствии люминола, возрос в 2,2 раза-3,507±0,092 усл. ед. против 1,587±0,043 усл. ед. в норме соответственно.
Светосумма за 2 мин. (SH№2), отражающая состояние антирадикальной и антиоксидантной защиты, увеличилась в 2,2 раза - 6,520±0,223 усл. ед. в пренатально затравленном потомстве и 2,944+0,090 усл. ед. в потомстве интактных крыс.
Светосумма спонтанной ХМЛ (Scn.) за 1 минуту - 0,275+0,009 усл. ед. против 0,093+0,005 усл. ед. в норме - показывает увеличение показателя почти в 3 раза.
Показатель «быстрой» вспышки h, индуцированной Fe ХМЛ, возрос в 3,6 раза и равен 2,726+0,087 усл. ед. против 0,751±0,037 усл. ед. нормы.
Величина светосуммы за 4 мин. после «быстрой» вспышки (8ИНД.1) составила 3,513+0,091 усл. ед. - в 2,8 раза больше, чем у интактных крыс (1,229+0,067 усл. ед.). Максимум свечения (Н), инициированной Н202 в присутствии люминола, — 3,405+0,069 усл. ед. — отражает снижение резистентности к перекисному окислению у пренатально затравленных нитратом свинца крыс в 2,4 раза по отношению к 1,394±0,043 усл. ед. нормы.
Светосумма за 2 мин. (SHHa.2) характеризует ослабление антиоксидантной защиты в 2,4 раза- 6,191+0,270 усл. ед. и 2,654+0,083 усл. ед. соответственно.
Морфологическая характеристика нейронов коры переднетеменной доли-головного мозга
Активность NADH-дегидрогеназы в клетках гиппокампа и неокортекса составляет 0,696+0,036 усл. ед. и 0,606+0,035 усл. ед. соответственно и не отличается от показателей, имевшихся у интактных крыс (табл. 11). Активность NADPH-дегидрогеназы равна 0,837+0,031 усл. ед. в нейронах гиппокампа и 0,643±0,024 усл. ед. в нейронах неокортекса. Указанный показатель в нейронах гиппокампа повысился до уровня, характерного для интактных животных, равного 0,860+0,024 усл. ед., тогда как в нейронах V слоя неокортекса сохраняется достоверное (Р 0,05) снижение активности фермента, характерное для животных опытного контроля (0,666±0,025 усл. ед.) (табл. 11).
Концентрация нуклеиновых кислот в ядрышках (0,634±0,029 усл. ед.), ядрах (0,348±0,021 усл. ед.) и цитоплазме (0,415+0,022 усл. ед.) нейронов II слоя неокортекса 4-й группы не отличаются от таковых интактного контроля, составляющих 0,577±0,028 усл. ед.; 0,320+0,026 усл. ед. и 0,364+0,026 усл. ед. соответственно (табл. 11). При этом по сравнению с опытным контролем отмечается достоверное (Р 0,05) снижение концентрации нуклеиновых кислот в ядре (0,384+0,021 усл. ед.) и цитоплазме (0,415±0,022 усл. ед.) нейронов II слоя, увеличивающейся под воздействием нитрата свинца до 0,426±0,022 усл. ед. и 0,481±0,022 усл. ед. соответственно. Данный показатель в структурах клеток V слоя равен 0,710±0,034 усл. ед. в ядрышках, 0,362±0,025 усл. ед. в ядрах и 0,492±0,028 усл. ед. в цитоплазме ганглионарных нейронов и не отличается от таковых в интактной группе (табл. 11). В то же время, относительно параметров опытного контроля, характеризующихся увеличением концентрации нуклеиновых кислот в ядрышках и цитоплазме клеток, различия также не достоверны (табл. 11).
Показатели ХМЛ гомогенатов коры, белого вещества полушарий и ствола головного мозга беременных самок, получивших нитрат свинца в сочетании с введением препарата «Гистохром» (4-я группа, табл. 12) достоверно отличались от данных, полученных при изучении потомства интактных (1-я группа, табл. 12), а также от потомства пренатально затравленных нитратом свинца контрольных животных (2-я группа, табл. 12). Большинство исследованных показателей ХМЛ имели достоверные отличия от нормы, характеризуясь «промежуточными» значениями между имевшимися в интактном и опытном контроле. По сравнению с группой, пренатально затравленной токсикантом, показатели ХМЛ гомогенатов коры, белого вещества полушарий и ствола головного мозга имели достоверные отличия всех исследованных параметров (табл. 12).
Кора больших полушарий
В гомогенатах коры величина Scn., равная 0,093+0,008 усл. ед., не отличалась от таковой в норме (0,083±0,005 усл. ед.) и по сравнению с показателем опытного контроля, характеризующим интенсификацию СРО под влиянием свинца в 3,2 раза (0,264±0,009 усл. ед.), уменьшилась в 2,8 раза.
Концентрация гидроперекисей (h) и скорость образования перекисных радикалов (SHa!I.l), составляют 1,316±0,066 усл. ед. и 1,373±0,070 усл. ед. соответственно и относительно контрольной группы снизились в 2 раза. По сравнению с интактным потомством показатель h (0,654±0,028 усл. ед.) остался увеличенным в 2 раза, показатель 8ИНД.1 (0,787+0,040 усл. ед.) - в 1,7 раза.
Амплитуда Н (2,133±0,122 усл. ед.), возрастающая до 4,087+0,119 усл. ед. под действием нитрата свинца, уменьшилась на 48%, но осталась выше, чем в норме (1,275±0,043 усл. ед.).
Величина $инд2, в опытном контроле увеличенная до 6,847+0,292 усл. ед., под влиянием «Гистохрома» уменьшилась на 49% и составляет 3,479+0,277 усл. ед., отражая усиление антиоксидантнои антирадикальной защиты почти в 2 раза.
Светосумма спонтанной ХМЛ (Scn.) составляет 0,188+0,014 усл. ед. и относительно таковой опытного контроля (0,306+0,008 усл. ед.) уменьшилась на 38,5%, но при этом осталась значительно больше (на 74%) показателя нормы (0,108+0,006 усл. ед.). Величина максимальной амплитуды «быстрой» вспышки (h), Or индуцированной FeZT ХМЛ, равна 1,168+0,057 усл. ед. По сравнению с показателем пренатально затравленных нитратом свинца крыс (2,328+0,053 усл. ед.) концентрация гидроперекисей липидов достоверно уменьшилась, оставаясь больше нормы на 75% (0,667±0,036 усл. ед.).
Светосумма после «быстрой» вспышки (S11I№1) равняется 1,732±0,153 усл. ед. и достоверно отличается от величин интактного и опытного контроля. Так, по сравнению с показателем опытного контроля, равным 2,695+0,079 усл. ед., величина уменьшилась на 35,7 %. От цифр интактных животных (0,987+0,062 усл. ед.) SHRnl увеличен на 75%.
Показатель Н, составляющий 2,895+0,074 усл. ед., меньше на 17,4% такового пренатально затравленных крыс (3,507±0,092 усл. ед.) и на 82,4% больше нормы (1,587+0,043 усл. ед.).
