Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы
1.1. Строение хрусталика 10
1.1.1. Макро- и микроструктура хрусталика 10
1.1.2. Эмбриональное развитие и рост хрусталика 13
1.1.3. Современные сведения об организации и функционировании клеток хрусталика 15
1.2. Участие гистамина в жизнедеятельности организма 20
1.2.1. Распределение гистамина в организме 21
1.2.2. Источники образования гистамина 28
1.2.3. Физиологическая роль гистамина в организме 30
1.2.4. Гистамин в тканях хрусталика 32
1.3. Участие глюкокортикоидов в жизнедеятельности организма 35
1.3.1. Физиологические эффекты глюкокортикоидов 35
1.3.2. Влияние глюкокортикоидов на ткани глаза 38
Глава 2. Материал и методы исследования 41
Глава 3. Результаты собственных исследований
3.1. Гистаминсодержащие структуры хрусталика интактных животных 44
3.2. Гистаминсодержащие структуры хрусталика в условиях химического раздражения глаза парами эфира 54
3.3. Гистаминсодержащие структуры хрусталика в условиях местного введения раствора глюкокортикоида, предшествующего действию паров эфира 65
3.3.1. Морфофункциональные изменения клеток хрусталика в условиях местного введения глюкокортикоида, на 15 минут предшествующего химическому воздействию парами эфира 65
3.3.2. Морфофункциональные изменения клеток хрусталика в условиях местного введения глюкокортикоида, на 30 минут предшествующего химическому воздействию парами эфира 74
3.3.3. Морфофункциональные изменения клеток хрусталика в условиях местного введения глюкокортикоида, на 1 час предшествующего химическому воздействию парами эфира 84
3.3.4. Морфофункциональные изменения клеток хрусталика в условиях местного введения глюкокортикоида, на 2 часа предшествующего химическому воздействию парами эфира 93
Глава 4. Обсуждение результатов. Заключение 101
Выводы 116
Список литературы 117
- Эмбриональное развитие и рост хрусталика
- Физиологическая роль гистамина в организме
- Гистаминсодержащие структуры хрусталика в условиях химического раздражения глаза парами эфира
- Морфофункциональные изменения клеток хрусталика в условиях местного введения глюкокортикоида, на 15 минут предшествующего химическому воздействию парами эфира
Введение к работе
Актуальность темы. Настоящее исследование является частью комплексной темы "Гистохимия биогенных аминов в морфофункциональном состоянии органов и тканей в норме и эксперименте" и входит в Координационный план РАМН (№ госрегистрации 01.97.0007431 от 1997г.).
В последние десятилетия повсеместно отмечается значительное повышение уровня заболеваемости катарактой, которая становится одной из наиболее частых причин слепоты. Так, каждый третий из инвалидов по зрению теряет его вследствие именно этой патологии (Веселовская З.Ф., 2002). Наличие такой тенденции отягощается отсутствием эффективных консервативных методов лечения или предотвращения помутнения хрусталика, что связано с малой изученностью, как причин возникновения данной патологии, так и процессов, протекающих в хрусталике в этих условиях.
Известна определенная роль гуморальной системы в регуляции функционирования эпителиальных клеток хрусталика. В частности, показано, что как избыток, так и недостаток некоторых гормонов, например, глюкокортикоидов сопровождается помутнением хрусталика (Комаров Ф.И., 1999). Важное значение эндокринной системы в регуляции различных характеристик клеток хрусталика подтверждается еще и тем, что эти клетки экспрессируют рецепторы к глюкокортикоидам (Gupta V., 2003), а также рецепторы к гистамину (Collison DJ., 2001). Вот почему одной из возможных причин возникновения катаракты следует признать дисфункции различных эндокринных желез. Вместе с тем, возможная роль гуморальной системы в регуляции различных структурно-функциональных характеристик тканей хрусталика, в том числе и при различных воздействиях или травмах, практически не исследована.
Еще одним мало изученным аспектом гуморальной регуляции
функционирования хрусталика является обеспеченность его биогенными
аминами. Изучение их возможной роли особенно актуально, если учесть уже
описанную роль биоаминов, например, гистамина, в регуляции транспорта
ионов кальция через клеточные мембраны, избыток которого в клетках
хрусталика, как известно, способен инициировать развитие одной из форм
катаракты (Lorand L., 1985). Поскольку биогенные амины, являясь
универсальными гормонами-медиаторами нервной, эндокринной и иммунной
систем, участвуют в огромном количестве регуляторных процессов в
организме (Белоусов Ю.Б. и др., 1992; Гордон Д.С. и др., 1982, 1985; Гущин
Г.В., 1992; Девойно Л.В., 1985; КорневаЕ.А. и др., 1978, 1982, 1988; Шиляев
Р.Р. и др., 1996; Aita М. et al., 1993; Bado A. et al., 1992; Hasko G. et al., 1995;
Kleine-Tebbe I. et al., 1990), то они, безусловно, участвуют и в регуляции
различных структурно-функциональных характеристик клеток хрусталика,
хотя механизм таких влияний практически не исследован. Несмотря на
значительное количество работ, посвященных изучению патогенеза и
лечения катаракты, морфологические аспекты ее возникновения и возможная
роль гуморальных нарушений в патогенезе этого заболевания остаются мало
изученными. - - - ----__-_
Еще одним недостаточно изученным аспектом функционирования тканей хрусталика являются вопросы его регенерации после различных воздействий. Так, в связи с ухудшением экологической ситуации, во многих странах мира отмечается рост заболеваемости катарактой, в том числе и в результате воздействия производственных токсических (Брошевский Т.И., 1977) и химических агентов (Duncan G., 2003). Последствия такого воздействия на хрусталик, в частности, морфологические аспекты процессов его регенерации и возможная роль, широко применяемых в офтальмологии глюкокортикоидов, практически не исследованы.
Структурные реакции тканей глаза на различные воздействия изучались многократно (Журавлева З.Н., 1987; Рапис Е.Г. и др., 1990; Спасский А.С.,
6 1992; Стукалов СЕ. и др., 1993). Однако эти работы являются регистрацией лишь конечной фазы процесса, так как выявляют устойчивую структурную перестройку, обеспечивающую адаптацию к действию повреждающих факторов. Начальные этапы адаптации в форме создания временной ("запускающей") функциональной системы (Меерсон Ф.З., 1981) морфологами изучены не достаточно.
Среди современных методов исследования в морфологии наиболее
адекватными для решения подобного рода задач являются методы,
выявляющие перемещения и количественные изменения нейрогуморальных
компонентов тканевых систем, в том числе нейромедиаторных биогенных
аминов: моноаминов - катехоламины и серотонин, а также диаминов -
гистамин. Большое распространение среди них получили методы с
использованием специфических флюоресциирующих или
нефлюоресциирующих антител. Однако эти методы не дают возможности количественного определения исследуемого в тканях вещества. Многие ученые до настоящего времени применяют в своих исследованиях предложенные ранее люминесцентно-гистохимические методы выявления моно- и диаминов (Cross S.A. et al., 1971; Falk В. et al., 1962), благодаря изобретению которых реализовалась потребность в измерении количества биогенных аминов (в у.е.).
Таким образом, учитывая способность клеток хрусталика к экспрессии различных рецепторов, активное участие гистамина и глюкокортикоида в функционировании клеток хрусталика, а также принимая во внимание исключительную важность широкого применения глюкокортикоидов для решения самых разнообразных проблем офтальмологии, исследование перераспределения гистамина в структурах хрусталика в условиях химического раздражения и при воздействии глюкокортикоида можно рассматривать как важную актуальную задачу для морфологии и практической офтальмологии.
Цель исследования.
Изучить гистаминсодержащие структуры хрусталика интактных крыс, а также животных, подвергшихся химическому раздражению глаза парами эфира, в том числе и в условиях предшествующего местного введения глюкокортикоида.
Задачи исследования:
Дать качественную и количественную морфологическую и люминесцентно-гистохимическую характеристику гистаминсодержащих структур интактного хрусталика.
Изучить распределение гистамина в тканях хрусталика в условиях химического раздражения глаза парами эфира.
Проследить динамику морфофункциональных изменений клеток хрусталика в условиях предшествующего химическому воздействию местного введения дексаметазона (через 15 мин., 30 мин., 1 час, 2 часа).
Научная новизна работы.
Впервые дана развернутая качественная и количественная характеристика гистаминсодержащих структур как интактного хрусталика, так и хрусталика, находящегося в условиях химического раздражения и местного введения глюкокортикоида:
—в клетках интактного хрусталика описаны два функциональных типа ядер: ядра, характеризующиеся значительным уровнем гистамина и высокой степенью конденсации ядерного хроматина; а также ядра, содержащие незначительные концентрации гистамина и имеющие низкую степень конденсации хроматина;
-в результате воздействия химического раздражителя (пары эфира) в клетках хрусталика зарегистрировано увеличение концентрации гистамина, повышение степени конденсации ядерного хроматина;
-в результате местного введения глюкокортикоида (0,1% раствор дексаметазона) в клетках хрусталика обнаружено уменьшение уровня гистамина, снижение степени конденсации ядерного хроматина, причем
степень выраженности указанных изменений зависит от времени экспериментального воздействия.
Научно-практическая значимость работы.
Результаты проведенного исследования существенно расширяют наши представления о различных структурно-функциональных характеристиках хрусталика, в том числе и при различных воздействиях. Выявленные колебания концентрации гистамина в различных структурах хрусталика в условиях нормы и эксперимента, несомненно, должны быть использованы для дальнейшей разработки комплексной темы РАМН "Гистохимия биогенных аминов в морфофункциональном состоянии органов и тканей в норме и эксперименте" (№ государственной регистрации 01.97.0007431 от 1997г.). Безусловно, важными как для морфологии, так и для офтальмологии, окажутся полученные сведения о функционировании в клетках хрусталика двух типов ядер с высоким и низким уровнем содержания гистамина. Фотоматериалы и результаты настоящего диссертационного исследования внедрены и используются в учебном процессе на кафедре гистологии, цитологии и эмбриологии Чувашского государственного университета, на кафедре- патологической - физиологии Чувашского государственного университета, а также на кафедре гистологии, цитологии и эмбриологии Московской медицинской академии имени И.М. Сеченова.
Основные положения, выносимые на защиту:
Эпителиальные клетки хрусталика являются гистаминсодержащими и имеют два функциональных типа ядер: ядра, характеризующиеся высоким уровнем гистамина и высокой степенью конденсации ядерного хроматина; а также ядра, содержащие незначительные концентрации гистамина и имеющие низкую степень конденсации ядерного хроматина.
Влияние паров эфира, как химического раздражителя, и дексаметазона, как гуморального фактора, оказывают значительное влияние
на морфофункциональную характеристику клеток хрусталика, которое проявляется изменением в них концентрации гистамина, степени конденсации ядерного хроматина, а также изменением митотической активности в зоне роста хрусталика.
Апробация работы.
Основные результаты диссертации доложены на: IV Международной конференции по функциональной нейроморфологии (Санкт-Петербург, 2002); V Общероссийском съезде анатомов, гистологов и эмбриологов с международным участием (Казань, 2004); XIX Съезде физиологического общества имени И.П. Павлова с международным участием (Екатеринбург, 2004); научно-практической конференции Приволжского федерального округа (Чебоксары, 2004); итоговых научных конференциях молодых ученых и специалистов Чувашского государственного университета (Чебоксары, 2000-2004).
Публикации.
По теме диссертации опубликовано 6 работ, в том числе в материалах международных, Всероссийских и республиканских научных конференций (из них 4 в центральной печати).
Оформлено рационализаторское предложение (№ 1075 от 22.03.2004г.).
Структура и объем диссертации.
Диссертация изложена на 138 страницах машинописного текста (собственно текста 75 страниц), состоит из введения, обзора литературы, описания материала и методик, трех разделов собственных исследований, обсуждения результатов и заключения, выводов, списка литературы. Работа иллюстрирована 14 таблицами, 34 рисунками. Список литературы включает 215 источников, в том числе 124 зарубежных.
Эмбриональное развитие и рост хрусталика
Первая ступень развития хрусталика (хрусталиковая плакода) состоит в утолщении эктодермы, лежащей над глазным пузырьком. Затем утолщенная эктодерма (плакода) образует впячивание (хрусталиковая ямка), которое превращается в хрусталиковый пузырек. После этого пузырек отшнуровывается от поверхности эктодермы и становится полой структурой, его задняя стенка (состоящая из высоких цилиндрических клеток) гораздо толще передней. Полость пузырька по форме походит на полумесяц и постепенно облитерируется (Bron A.J. et al., 1997). Отделившись от эктодермы, пузырек движется внутрь и постепенно становится двояковыпуклым (Хэм А. и соавт., 1983).
Хрусталик становится прозрачным потому, что эпителиальные клетки, из которых он состоит, дифференцируются в образования, называемые волокнами хрусталика. В течение этого процесса ядра исчезают. Первыми дифференцируются эпителиальные клетки заднего слоя пузырька — они становятся первичными волокнами хрусталика. Между тем эпителиальные клетки передней стенки первичного пузырька остаются интактными.
На экваторе в цилиндрических эпителиальных клетках хрусталика обнаруживается аппозиционный рост. Однако на экваторе покрытие хрусталика эпителиальными клетками заканчивается. Рост хрусталика происходит здесь благодаря тому, что последние (самые задние) клетки эпителия удлиняются и превращаются в хрусталиковые клетки-волокна; их называют вторичными волокнами в отличие от первичных, которые образуются из заднего эпителия (Хэм А. и соавт., 1983).
Хрусталик растет потому, что передние эпителиальные клетки в экваториальной области продолжают дифференцироваться в хрусталиковые клетки-волокна, которые добавляются (под капсулой) к периферии хрусталика непосредственно позади экватора. Эпителиальные клетки хрусталика, пролиферируя и двигаясь к экватору, служат для образования новых клеток-волокон. Данный факт подтверждается результатами современных иммуногистохимических исследований хрусталика. При помощи моноклональных антител изучено интрацеллюлярное распределение хрусталикового эпителиального фактора роста (Collison DJ. et al., 2001). Иммунопозитивность максимально проявлялась в ядрах центральных эпителиальных клеток и уменьшалась в клетках экваториальной области. В меньших концентрациях этот фактор роста присутствует также в цитоплазме хрусталиковых эпителиальных клеток и поверхностных клеток-волокон хрусталика. Убывание эпителиального фактора роста хрусталика в его ядре автор склонен связывать с процессом терминальной дифференциации, который имеет определенное сходство с биохимическими механизмами апоптоза (Collison DJ. et al., 2001).
Хрусталиковые волокна, а также все эпителиальные клетки, принимающие участие в его образовании, сохраняются в течение всей жизни. Хрусталик не теряет волокон, следовательно, смены клеток не происходит.
До того как стать волокном, эпителиальная клетка обладает ядром и большей частью обычных цитоплазматических органелл. При трансформации клетки-волокна в хрусталиковое волокно ее ядерный хроматин и ядрышки исчезают, ядерная оболочка образует пузыри, а затем, очевидно, растворяется. Из всех цитоплазматических органелл сохраняются только скопления свободных рибосом и несколько продольно расположенных микротрубочек. Остальное волокно на электронной микрофотографии выглядит гранулярным и содержит характерные для волокон хрусталика белки — кристаллины. "Впрочем, синтез белка, по-видимому, продолжается в новообразованных хрусталиковых волокнах. Поскольку ядро исчезло, продолжение белкового синтеза связывается с наличием долгоживущей информационной РНК" (Хэм А. и соавт., 1983).
В настоящее время у исследователей возрос интерес и появились новые технические возможности, позволяющие изучать иммуногистохимические процессы глаза в норме и при различных патологических состояниях на качественно новом, более высоком уровне.
Знание ранних этапов формирования патологического процесса очень важно, так как в это время складываются ситуации, определяющие характер дальнейшего пути развития этого процесса и позволяющие с учетом накопленных знаний проводить необходимую его коррекцию.
В последние годы многие исследования были направлены на изучение вопроса рецепторной обеспеченности клеток хрусталика. Доказано наличие на поверхности эпителиальных клеток хрусталика следующих рецепторов: Ні-гистамино — (Collison DJ. et al., 2001; Riach RA. et al., 1995), Мі-холино -(Duncan G. et al., 2003), РгІІ-пурино - и ш-адрено - (Churchill GC. et al., 1997), а также минералокортикоидных (Mirshahi M. et al., 2003) и глюкокортикоидных рецепторов (Gupta V. et al., 2003).
Клинически подтверждено, что в постменопаузальном периоде у женщин значительно возрастает риск развития катаракты. Экспериментально доказана способность 17а- и 17Р-эстрадиола сохранять нормальный уровень АТФ, функцию митохондрий и жизнеспособность хрусталиковых клеток, даже в условиях кислородного повреждения хрусталика (Wang X. et al., 2003). Иммуногистохимически эстрогенные рецепторы на поверхности клеток хрусталика пока не обнаружены, но это представляется делом не столь уж отдаленного будущего.
Физиологическая роль гистамина в организме
На протяжении всей истории развития представлений о роли гистамина в жизнедеятельности организма наиболее спорным оставался вопрос о его физиологическом значении в противоположность признанного участия в возникновении и развитии патологических процессов. Гистамин может, оказывать свое физиологическое действие, регулируя местные или общие сосудистые реакции, изменяя скорость кровотока, тонус сосудистой стенки или кровяное давление. К местному действию гистамина относится также его способность сокращать гладкие мышечные волокна и увеличивать проницаемость капилляров. Гистамин в больших разведениях вызывает сокращение гладких мышц бронхов, кишечника, желудка, желчного пузыря и матки (Feldberg W., Schilf Е., 1930; Kowalewski Н., 1971; Kowalewski К. et al., 1974). Внутривенное и подкожное введение гистамина вызывает у животных, а также у человека повышение тонуса желудка и усиление перистальтики кишечника (Feldberg W., Schilf Е., 1930).
Действие гистамина на сердечно-сосудистую систему зависит от дозы, скорости и места его введения, исходного состояния сосудистого тонуса, а также от вида животного (Mannaioni P.F., 1972). Гистамин вызывает сужение артериально-венозного русла и расширение капилляров. Действие гистамина на сердце проявляется в снижении минутного объема, повышении давления в обоих предсердиях.
Гистамин резко расширяет капилляры и артериолы, а это приводит к перенаполнению их кровью и возникновению стаза. В отличие от других сосудорасширяющих веществ гистамин вызывает одновременно значительное повышение проницаемости капилляров (Мчедлишвили Г.И., 1957; Beck L., 1964). Гистамин обладает специфическим свойством активировать эндотелий капилляров, увеличивая способность адсорбировать некоторые вещества.
Известно много факторов, которые вызывают увеличение активности гистидиндекарбоксилазы и тем самым оказывают влияние на синтез гистамина. К таковым относится действие холода (Schayer R.W., 1960), мышечной нагрузки, введение катехоламинов (Novelli G.P. et al., 1974), воспаление, инфекции, шок (Schayer R.W., 1974), введение эндотоксина (Schayer R.W., 1960), рост некоторых злокачественных опухолей (Kahlson G., 1962; Kahlson G. et al., 1967), кратковременная иммобилизация (Горизонтова М.П., Чернух A.M., 1967).
На основании экспериментальных данных выдвинута гипотеза о физиологическом значении эндогенного гистамина в росте клеток и тканей при развитии эмбрионов, а также в регенерации тканей, заживлении ран и росте некоторых опухолей (Hakanson R., 1964). Эндогенный гистамин, образующийся в быстрорастущих тканях, действует внутриклеточно и быстро переходит во внеклеточное пространство. Применяя изотопный метод определения гистамина, авторы установили, что в некоторые периоды беременности крысы вырабатывают избыточное количество гистамина (Kahlson G. et al., 1959; Kahlson С, I960,-1962). При хирургическом удалении эмбриона высокое образование и выделение гистамина прекращаются. В течение эмбрионального развития была обнаружена повышенная гистаминобразующая способность различных тканей эмбрионов крыс, причем наибольшая в печени и селезенке, т. е. в органах с высокой митотической активностью.
Развивая эти исследования, Kahlson G. и сотрудники обнаружили резкое увеличение гистаминобразующей способности в печени крыс во время ее регенерации после частичной гепатоэктомии. При этом, когда регенеративный рост заканчивается, биосинтез гистамина снижается.
В отношении механизма влияния гистамина на рост, т. е. его участия в процессах митоза и синтеза белков или в обоих процессах одновременно, поиски продолжаются. Здесь следует упомянуть о весьма важных исследованиях (Szego СМ., Lawson D.A., 1964; Szego СМ., 1965), в которых было установлено значение гистамина как стимулятора процессов синтеза белков, нуклеиновых кислот и липидов в тканях матки крысы. Эти данные могут служить дополнительным доказательством участия гистамина в процессах роста.
Связь гистамина с системой гипофиз — кора надпочечников выявлена многими исследователями (Марукян Т.Х. и др., 1973; Hirose Т. et al., 1976; Ельский В.Н., 1976). Установлен факт уменьшения содержания АКТГ в гипофизе у крыс при введении большой дозы гистамина. Одновременно выявлено снижение содержания аскорбиновой кислоты и холестерина в коре надпочечников. Очевидно, гистамин принимает непосредственное участие в стимуляции гипофизом секреции гормонов коры надпочечников.
Гистаминсодержащие структуры хрусталика в условиях химического раздражения глаза парами эфира
В качестве внешнего химического раздражающего глаз агента нами выбран эфир для наркоза, который позволяет производить разностороннее химическое воздействие на ткани хрусталика: во-первых, через дыхательные пути и кровеносную систему с одной стороны, во-вторых, посредством местного воздействия на роговицу — либо проникая во влагу передней камеры глаза методом диффузии, в-третьих, предполагается рефлекторный путь воздействия (Duncan G. et al., 2003) через центральную нервную систему.
Животное помещается в стандартную эфирную камеру и в течение трех минут подвергается воздействию паров 5,0 ml эфира для наркоза. В среднем через три минуты наступает глубокий эфирный наркоз, сразу после наступления которого производится энуклеация глазного яблока.
Результатом описанного контрольного воздействия являются следующие одномоментные изменения в различных отделах хрусталика (Табл.2; Рис.9а,б,в).
В области центрального и экваториального эпителия хрусталика происходит заметное увеличение количества клеточных ядер А-типа (на 38% и 46%, соответственно), в которых выявляется более выраженная конденсация ядерного хроматина и почти не остается ядерного сока; ядрышки полностью замаскированы высоко конденсированным хроматином (Рис.11а,б). Этот процесс более выражен в экваториальной области. Отмечено повышение интенсивности митоза в 2,63 раза (Табл.2; Рис.10).
В области хрусталиковых клеток-волокон происходит изменение соотношения между присутствующими типами клеточных ядер — увеличение числа ядер А-типа на 21,8% и уменьшение количества ядер Б-типа на 17,5% (Рис.12а,б). Однако эти изменения не сопровождаются заметным изменением общей численности всех типов ядер в данном слое по сравнению с интактными животными (45,24±0,11). Увеличение общего числа клеточных ядер составляет лишь 1,03%.
Во всех отделах хрусталика отмечено одномоментное увеличение размеров и площади клеточных ядер (Табл.2). При этом на срезах, окрашенных гематоксилин-эозином, регистрируется увеличение площади клеточных ядер центрального эпителия — в 1,7 раза, экваториального эпителия - в 1,73 раза, ядер А-типа клеток-волокон - в 2,8 раза, ядер Б-типа клеток-волокон - в 2,3 раза. Очевидно, что наиболее чувствительными к данному виду воздействия оказываются ядра хрусталиковых клеток-волокон.
Раздражающее действие на глаз паров эфира изменяет также и гистаминный профиль хрусталика. Выявлено различное по степени выраженности, но одномоментно происходящее во всех отделах и структурах хрусталика, повышение концентрации гистамина (Табл.3; Рис.13). Все описанные у интактных животных гистаминсодержащие структуры хрусталика в ответ на воздействие паров эфира приобретают более интенсивное, яркое, желто-зеленое свечение (Рис.14). Максимальное увеличение выраженности люминесценции происходит в области ядра хрусталика. Интенсивность его свечения возрастает по сравнению с интактными животными в 1,53 раза.
Цитоплазма хрусталикового эпителия сохраняет самую слабую на срезе люминесценцию, однако она гораздо более выраженная, чем у интактных животных. К примеру, уровень цитоплазматического гистамина в области хрусталиковых клеток-волокон возрастает в 1,22 раза.
Свечение ядер эпителиальных клеток хрусталика можно поставить на второе, по интенсивности, место после свечения хрусталикового ядра (Рис.13). Среди ядер переднего эпителия максимально выраженная люминесценция вновь принадлежит ядрам экваториальных эпителиальных клеток (546,44±3,72 у.е.). Повышение содержания гистамина в них, по сравнению с интактными животными, происходит на 36%. В ядрах центральных эпителиальных клеток также возрастает концентрация гистамина (на 26,4%), однако принадлежащее им свечение остается менее выраженным в сравнении с ядрами экваториальных клеток (Табл.3). В ядрах хрусталиковых клеток-волокон регистрируется увеличение концентрации гистамина на 22,5%.
Область хрусталиковых клеток-волокон сохраняет неоднородность своего состава. По сравнению с интактными животными выявлено увеличение количества ядер А-типа на 20,9%, при одновременном уменьшении числа ядер Б-типа на 17,3%. Графически выявленные изменения представлены на соответствующих круговых диаграммах (Рис.15а,б). Визуально оцененная площадь люминесцирующих ядер одномоментно и значительно возрастает во всех отделах хрусталика.
Морфофункциональные изменения клеток хрусталика в условиях местного введения глюкокортикоида, на 15 минут предшествующего химическому воздействию парами эфира
Экспериментальное применение инстилляции 0,1%-го раствора дексаметазона в конъюнктивальный мешок глазного яблока крысы, на 15 минут предшествующей помещению подопытного животного в эфирную камеру, вызывает следующие морфофункциональные изменения хрусталика (Табл.4; Рис.16а,б,в).
Наиболее ранние и выраженные изменения происходят в области центральных эпителиальных клеток (Рис.18а,б). Здесь отмечено максимальное уменьшение количества клеточных ядер (от 14,74±0,1 - в условиях химического раздражения; до 10,55±0,08 - на данном сроке глюкокортикоидного воздействия). Кратность этого уменьшения составляет 1,4 раза или 39,7%. Едва заметная тенденция к снижению числа клеточных ядер выявляется в области экваториального эпителия — на 1,14%. Зона роста хрусталика характеризуется снижением митотической активности клеток в 4,58 раза.
Область хрусталиковых клеток-волокон характеризуется изменением процентного соотношения типов клеточных ядер (Рис.19а,б). Это происходит в связи с тем, что через 15 минут после инстилляции 0,1%-го раствора дексаметазона в данной области, по сравнению с хрусталиком, подвергшимся действию химического раздражителя, обнаруживается умеренное возрастание числа ядер Б-типа (на 18,5%) и уменьшение количества ядер А-типа (на 16%). Но общее число ядер всех типов остается неизменным (45,41±0,11).
Ядра центральных эпителиальных клеток в 2,46 раза (на 146%) сокращают свои размеры. Их площадь уменьшается от 24,48±0,32 мкм2 - в условиях химического раздражения; до 9,97±0,36 мкм2 - на 15-минутном сроке глюкокортикоидного воздействия. Хроматин клеточных ядер центрального эпителия становится менее конденсированным - вновь появляется возможность также как у интактных животных различать отдельные более мелкие глыбки хроматина, небольшое количество ядерного сока, а в отдельных случаях, становятся видны даже небольшие округлые ядрышки.
Площадь и морфологические характеристики клеточных ядер других областей хрусталика (экваториальный эпителий, область клеток-волокон), по сравнению со 2-й экспериментальной группой (химическое раздражение), не изменены (Табл.4).
Уровень гистамина в области центральных эпителиальных клеток хрусталика также подвергнут значительным изменениям (Табл.5; Рис.17).
Концентрация гистамина в клеточных ядрах центрального эпителия, по сравнению со 2-й экспериментальной группой, снижается от 133,36±0,56 до 108,62±0,47 у.е. (на 23%). Аналогичные изменения наблюдаются и со стороны фонового свечения центрального эпителия — его интенсивность понижается в 2,17 раза (от 108,4±0,37 у.е. - в условиях действия химического раздражителя; до 49,9±0,72 у.е. - на данном сроке местного введения раствора глюкокортикоида). В остальных структурах хрусталика выявлено даже некоторое увеличение содержания гистамина (Рис. 17).
Размеры клеточных ядер в области экваториального эпителия также подвергнуты значительным изменениям - площадь их сокращается от 18,41±0,59 мкм2 - в условиях химического раздражения; до 8,45±0,42 мкм2 — на 30-минутном сроке глюкокортикоидного воздействия. Следовательно, уменьшение площади клеточного ядра происходит в 2,18 раза. Ядра приобретают менее интенсивную окраску, так как ядерный хроматин уменьшает степень выраженности своей конденсации. Становятся различимы - ядрышко, околоядрышковый и периферический хроматин, отдельные не очень крупные глыбки хроматина. Количество ядерного сока заметно возрастает (Рис.22а,б).
Изменениям подвергнуты и клеточные ядра других слоев. Ядра центральных эпителиальных клеток хрусталика на сроке глюкокортикоидного воздействия 30 минут все еще сохраняют свои уменьшенные размеры (от 25,73±1,19 мкм2 - в условиях химического раздражения; до 12,49±0,3 мкм2 — в условиях описываемого эксперимента) и численность (химическое раздражение - 14,45±0,09; через 30 минут после введения глюкокортикоида - 12,25±0,09), но изменения эти выражены менее существенно (на 106% и 18%, соответственно).
Во всех типах клеточных ядер, принадлежащих области клеток-волокон, выявлено некоторое уменьшение площади ядер (в 1,32 раза - для ядер А-типа, в 1,21 раза - для ядер Б-типа). Количественные изменения ядер данной области разнонаправленны - число ядер А-типа имеет тенденцию к снижению (на 30,5%), а количество ядер Б-типа возрастает (на 32,6%), что приводит к изменению показателя их процентного соотношения (Рис.23а,б). При этом общая численность клеточных ядер обоих типов вновь остается без существенных изменений (44,98±0,1).
Люминесцентно-гистохимическое исследование ядер экваториальных эпителиальных клеток демонстрирует значительное снижение интенсивности их свечения (Табл.7). Люминесценция ядер экваториальных эпителиальных клеток становится менее яркой, но сохраняет желто-зеленый оттенок свечения. Визуализируются отдельные глыбки хроматина и возросшее количество ядерного сока. Уровень гистамина в данных ядрах значительно (на 30%) снижен: от 520,03±0,72 у.е. - в условиях химического раздражения; до 400,45±1,96 у.е. - на данном сроке глюкокортикоидного воздействия. Кратность этого снижения равна 1,3 раза (Рис.20 г).
Фоновое свечение экваториальных клеток также значительно (на 77,6%) снижает свою интенсивность: от 366,25±1,91 у.е— в условиях химического раздражения; до 206,23±2,02 у.е. - через 30 минут после местного введения глюкокортикоида. В собственно ядре хрусталика, а также в области залегания клеток-волокон интенсивность фонового свечения остается даже несколько повышенной (в 1,03 и 1,02 раза, соответственно). В клетках центрального эпителия хрусталика отмечено некоторое (на 3,8%) снижение концентрации цитоплазматического гистамина. Но уровень его превышает значения, выявленные на предыдущем сроке глюкокортикоидного воздействия (15 минут), на 48%.
