Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 7
1.1. Организация фотосинтетического аппарата 7
1.2. Фотосистема 2 10
1.3 Влияние факторов внешней среды на фотосинтез микроводорослей.
1.3.1. Влияние светового режима выращивания на состояние фотосинтетического аппарата водорослей
1.3.2. Влияние недостатка минерального питания на состав и активность фотосинтетического аппарата 15
1.4. Природа быстрой флуоресценции хлорофилла «о» в фотосинтетических мембранах 19
1 5. Методы и приборы измерения быстрой флуоресценции хлорофилла «а» для изучения состояния ФСА водорослей
Глава 2. Объект и методы исследования 38
Глава 3. Результаты исследования и их обсуждение 43
3.1. Исследование закономерностей изменений параметров быстрой флуоресценции хлорофилла под действием света повышенной интенсивности у культур диатомовых водорослей и на природном фитопланктоне 43
3.2. Изменение характеристик флуоресценции у водорослей в условиях разного фона минерального питания 56
3.3. Влияние загрязнений солями ртути и меди на параметры флуоресценции водорослей 63
3.3.1. Изучение токсического действия хлорида и метилртути на фотосинтетический аппарат диатомовых водорослей флуоресцентным методом 64
3.3.2. Изучение токсического действия сульфата меди (CuS04) на фотосинтетический аппарат диатомовых водорослей флуоресцентным методом 71
3.4 Изучение изменений параметров флуоресценции у природного фитопланктона в разных условиях на примере Черного и Балтийского морей с использованием проточного и погружного флуориметров
3.4.1. Исследования фитопланктона с использованием проточного флуориметра 73
3.4.2. Исследования фитопланктона с использованием погружаемого флуориметра 83
Заключение 89
Выводы 92
Литература 96
- Влияние светового режима выращивания на состояние фотосинтетического аппарата водорослей
- Природа быстрой флуоресценции хлорофилла «о» в фотосинтетических мембранах
- Изменение характеристик флуоресценции у водорослей в условиях разного фона минерального питания
- Изучение токсического действия сульфата меди (CuS04) на фотосинтетический аппарат диатомовых водорослей флуоресцентным методом
Введение к работе
Фитопланктон является базовым звеном водных экосистем, определяя их состояние и продуктивность. При действии различных экологических факторов и антропогенных загрязнений в первую очередь изменяются фотосишетическая активность и численность клеток водорослей (Федоров, 1970, 1991; Маторин, Венедиктов, 1990; Маторин и др., 1996; Ильяш и др., 2003; Falkowski, Raven, 1997). Изменения фотосинтеза фитопланктона приводят к изменениям в остальных звеньях водной экосистемы.
Для быстрой диагностики фитопланктона в природных условиях развиваются современные методы регистрации флуоресценции хлорофилла, которые позволяют получать информацию о количестве и активности фототрофных организмов, а также по характеристикам состояния фотосинтетического аппарата оценивать физиологическое состояния клеток и судить о качестве водной среды (Antal et al, 2001; Beutler et al, 2002). Важным преимуществом этих методов является их экспрессность и высокая чувствительность, что позволяет быстро диагностировать состояние фитопланктона непосредственно в среде его обитания in situ в режиме реального времени (Маторин и др., 1996). Оперативность измерений показателей флуоресценции на экспедиционных судах имеет особое значение при изучении мезо-масштабных процессов в морских экосистемах, которые отличаются большой временной изменчивостью (Fadeev et al, 1999; Ostrowska, 2001; Ильяш и др., 2004).
Основой флуоресцентных методов является то, что хлорофилл, находящийся в фотосинтетических мембранах, служит своего рода природным датчиком состояния клеток водорослей. Достижения в изучении механизмов первичных процессов фотосинтеза выявили связь показателей флуоресценции хлорофилла с характеристиками состояния фотосинтетического аппарата фотосинтезирующих организмов (Krause, Weis, 1991; Matorin et al, 2002). Энергия кванта света, поглощенного светособирающим комплексом, может бы гь превращена в энергию разделенных зарядов, которая используется в дальнейших реакциях фотосинтеза, либо потеряна путем излучения кванта флуоресценции или за счет рассеяния в тепло. Измерение соотношения интенсивности
флуоресценции хлорофилла при насыщающем фотосинтез возбуждающем свете (Fm) и условиях, не вызывающих изменений состояния фотосинтетического аппарата (Fo), позволяет определить эффективность первичных процессов фотосинтеза, которая равна (Fm-Fo)/Fm=Fv/Fm Эффективность первичных процессов фотосинтеза (Fv/Fm) представляет собой безразмерную энергетическую характеристику фотосинтеза, аналогичную коэффициенту полезного действия и не зависящую от видовой специфики организма (Krause, Weis,1991; Ficek et al, 2000). Интенсивность флуоресценции Fo с высоким коэффициентом корреляции соответствует суммарному содержанию светособирающих пигментов фотосинтетического аппарата фитопланктона, и, соответственно, коррелируют с обилием фитопланктона (Федоров, 1979; Ostrowska et al, 2000; Matorin et al, 2004).
Сейчас во многих лабораториях, занимающихся разработкой новых методов экологического мониторинга, направление диагностики фотосинтеза интенсивно развивается. Несомненно, ему принадлежит большое будущее, поскольку оно обеспечивает раннюю экспресс-диагностику сосюяния клеток в природных условиях.
Однако связь между изменениями различных параметров флуоресценции микроводорослей и фотосинтетического аппарата до конца не выяснены в связи со сложностью процессов. Первичные стадии фотосинтеза водорослей при действии факторов внешней среды не остаются неизменными, а активно регулируются клеткой в соответствии с ее физиологическим состоянием, что соответственно приводит к изменениям параметров флуоресценции. Выяснение этих вопросов может дать понимание как процессов фотосинтеза водорослей в природных условиях, так и позволит с большей информативностью проводить мониторинговые исследования водной среды с использованием флуоресцентных методов.
Влияние светового режима выращивания на состояние фотосинтетического аппарата водорослей
Световой режим является одним из наиболее важных природных факторов, влияющих на процессы фотосинтеза.
Данные о влиянии спектрального состава света на активность и состав фотосинтетического аппарата, в частности при адаптации водорослей к свету различной интенсивности, обсуждаются в рамках регуляторного действия фитохромной системы и акцептора (акцепторов) синего света, но во многом носят противоречивый характер (Senger and Bauer, 1987). Вместе с тем, результаты работы (Hermsmeier et al, 1991) подтверждают роль взаимодействия двух фоторецепторных систем в регуляции адаптационных изменений ФА.
В отличие от медленной (t 30 мин) адаптации, быструю (t 30 мин) адаптационную реакцию обычно рассматривают как изменение состояния ФА в ответ на резкое повышение интенсивности света (Dau, 1994). Свет, естественно необходим для фотосинтезирующих организмов, но избыточное освещение, вызывающее накопление высокоактивных промежуточных продуктов световых реакций фотосинтеза, способно инициировать окислительную деструкцию мембран хлоропластов (Barber and Anderson, 1992) В частности, при увеличении (на ярком свету) скорости электрон-транспортных реакций до уровня, превышающего способность цикла Кальвина утилизировать АТФ и НАДФН, уже за несколько секунд происходит перевосстановление электрон-транспортной цепи (Dau and Hansen, 1989; Hansen et al, 1991) и накопление неактивных РІД ФС 2 с восстановленным первичным хинонным акцептором QA (Barber and Anderson, 1992; Aro et al, 1993) В этом состоянии РЦ ФС 2 яркий свет уже через несколько минут вызывает разрушение ФС 2, которое значительно усиливается в условиях, лимитирующих метаболизм углерода, таких как: низкие (Long et al., 1983; Powles et al., 1983) и высокие (Bongi and Long, 1987) температуры, а также дефицит минерального питания (Herzig and Falkowski, 1989; Mulkey and Pearcy, 1992).
При фотоингибировании разрушению Dl белка ФС 2 (Kyle et al, 1984; Ohad et al., 1984) предшествует обратимая инактивация ФС 2 в результате потери РЦ дважды восстановленного и протонированного QAH2 (Powles, 1984). На такую последовательность событий указывают результаты исследований фотоингибирования при низкой температуре или в анаэробных условиях (Aro et al, 1990). Фотоповреждение ФС 2 затрагивает как акцепторную, так и донорную часть (Krause, 1988; Aro et al, 1993).
Тот факт, что фотоингибирование усиливает безизлучательное тушение энергии возбуждения в ФС 2 и тем самым снижает перевосстановление промежуточных переносчиков электронов (Powles, 1984), а восстановление поврежденных центров за счет высокой скорости ресинтеза D1-белка происходит довольно быстро (Kyle, 1987), позволяет считать, что фотоповреждение отдельных центров ФС 2 носит адаптационный характер и предупреждает дальнейшее развитие повреждений тилакоидной мембраны (Demmig-Adams and Adams, 1992; Buhkov et al., 2001).
Вместе с тем значительное усиление интенсивности света активирует ряд процессов, которые предупреждают или ослабляют развитие самого фотоингибирования (Demmig-Adams and Adams, 1992).
При значительном усилении интенсивности света за те же несколько секунд, что происходит накопление РЦ с восстановленным QA, происходит усиление транстилакоидного градиента протонов (Dau and Hansen, 1990). С увеличением внутритилакоидного рН связывают энергетическое тушение энергии возбуждения (Walters and Horton, 1993) за счет усиления безизлучательных тепловых потерь энергии в агрегированных комплексах светосборщика (Horton and Ruban, 1992) и (или) непосредственно в центральном комплексе ФС 2 (Krieger and Weis, 1992). Предполагается, что последний процесс происходит с участием цит Ъ 559 (Schreiber et al, 1987; Krieger and Weis, 1993). Диссипация поглощенной пигментами энергии света за счет процессов энергетического тушения энергии возбуждения, очевидно, носит защитный характер, ослабляя как процесс перевосстановления переносчиков электронов, так и последующее разрушение ФС 2 (Dau, 1994).
Через несколько минут после усиления интенсивности света до повреждающего уровня развитие защитных процессов связано с образованием зеаксантина (Bilger and Bjorkman, 1990), а также перераспределением энергии возбуждения между фотосистемами за счет фосфорилирования ССК2 (Dau and Canaani, 1992)
В ответ на изменение интенсивности и спектрального состава света быстрые и медленные адаптационные изменения ФА за счет изменения стехиометрии и активности его отдельных компонентов оптимизируют использование поглощенной энергии света и в то же время предупреждают его возможное деструктивное действие (Anderson et al, 1988; Dau, 1994; Long et al, 1994).
Природа быстрой флуоресценции хлорофилла «о» в фотосинтетических мембранах
Поглощение света молекулами пигментов есть первый акт запасания энергии при фотосинтезе. Главным светособирающим пигментом водорослей является хлорофилл а. После поглощения кванга света молекула пигмента переходит из основного So (невозбужденного) в возбужденное состояние (S ). Происходит переброс одного из двух / -электронов с низкой энергетической орбиты на более высокую.
Существует два наиболее вероятных для молекулы хлорофилла синглетных возбужденных уровней: более высокий (S г) при поглощении синего и более низкий (S i) при поглощении красного света (Рис. 2). Это определяет наличие в спектре поглощения хлорофилла двух главных пиков, синего и красного максимума. При этом при поглощение кванта синего света электрон попав на более высокий энергетический уровень, тотчас же падает обратно на «красную» орбиту, причем слишком быстро, чтобы совершить при этом какую-либо полезную химическую работу, разменивая энергию в тепло.
Одним из путей дезактивации возбуждения (перехода молекулы из состояния S i в основное состояние) наряду с тепловой диссипацией и использованием при фотосинтезе является испускание квантов красного света, называемое флуоресценцией. Флуоресценция испускается при переходе молекулы из возбужденного синглетного состояния в основное. Время жизни флуоресценции для большинства органических молекул, в том числе и для хлорофилла, лежит в пределах от 10"9 до I0 6 с (Рубин и др, 1987; Рубин, 2000).
Так как флуоресценция хлорофилла является следствием перехода с нижнего энергетического подуровня, то спектр флуоресценции практически не зависит от длины волны возбуждающего света и всегда смещен в более длинноволновую область по отношению к красному максимуму поглощения (Рис. 2). Рис.2. Электронные переходы молекулы хлорофилла при поглощении квантов света. Прерывистые стрелки - безызлучательные переходы. (S ,) и (S 2) -горизонтальные линии соответствуют поглощению квантов света в красной и синей области спектра. (1) - спектр поглощения; (2) - спектр флуоресценции хлорофилла в суспензии. Максимумы поглощения находятся в красной и синей области спектра, а флуоресценция испускается только в красной. На вставке (А) показаны типичные спектры поглощения и флуоресценции водорослей при комнатной температуре.
У микроводорослей свет поглощается пигментами, входящими в крупные пигмент-белковые комплексы: светособирающий комплекс (ССК) и комплексы фотосистем 2 и 1 (ФС 2, ФС 1). Основная функция ССК - «светосбор» и передача поглощенной энергии на комплексы ФС 2 и ФС 1. Последние наряду с
функцией светосбора за счет набора пигментов в антенной части комплекса обеспечиваю і с участием соответствующих реакционных ценгров Р680 и Р7оо первичный акт разделения заряда, являющегося начальным этапом трансформации световой энергии в энергию химических связей продуктов фотосинтеза. Поглощенная светособирающим комплексом и антеннами ФС2 и ФС1 световая энергия распределяется по трем основным каналам: температурная дезактивация, быстрая флуоресценция и фотохимические реакции световых процессов фотосинтеза (Маторин, Венедиктов, 1990; Рубин и др, 1987; Рубин, 2000).
Высокая скорость фотохимических реакций при малом числе реакционных цетров (1—3 % от общего хлорофилла а) обеспечивается системой „фокусировки" (внутри - и межкомплексная миграция энергии), за счет которой поглощенный свет концентрируется в реакционные центры ФС2 и ФС1. Строго направленный поток энергии от пигментов-сборщиков в реакционные центры осуществляется главным образом за передачи энергии от коротковолновых форм пигментов к длинноволновым.
При комнатной температуре в спектре флуоресценции водорослей наблюдается преимущественно полоса при 685 нм, принадлежащая антенному хлорофиллу а ФС2. При понижении температуры разгораются длинноволновые полосы флуоресценции при 710-730 нм, связанные с хлорофилл-белковым комплексом ФС1, а также полоса при 695 нм, принадлежащая хлорофилл-белковым комплексом ФС2 (Van Kooten, Snel, 1990). У разных классов фотосинтезирующих организмов существует некоторая специфичность в пигментном составе светособирающих комплексов. У зеленых водорослей светособирающий комплекс (ССК) включает помимо хлорофилла а - хлорофилл Ъ и каротиноиды; у диатомовых водорослей — хлорофилл-я/с белковый комплекс, водорастворимый фукоксантин; у сине-зеленых цианобактерий (водорослей) — фикобилипротеины (фикоэритрин, фикоцианин, аллофикоцианин). Высокая эффективность миграции энергии, структура энергетических уровней дополнительных пигментов и каротиноидов приводят к тому, что при обычных условиях эти пишеш ы в естественных системах не флуоресцируют. Исключение составляют фикобилипротеины и цианобактерий (Гольд и др., 1984). Возбуждение флуоресценции в полосах характерных дополнительных пигментов используется для оценки количественного соотношения разных групп водорослей в смешанной популяции фитопланктона с использованием флуоресценции (Beutler et ai, 2002).
Основная часть флуоресценции у микроводорослей высвечивается в ФС2. Вследствие высокой эффективности дезактивации возбужденного состояния Р680 и разделения зарядов в РЦ, флуоресценция ФС2 характеризуется низкими значениями квантового выхода (1-3%) и времени затухания (100-200 пс) (Шувалов, 1990; Krause, 1991). Вклад ФС1 при комнатной температуре во флуоресценцию крайне мал.
Реакционный центр ФС 2 состоит из специальной молекулы хлорофилла Р680, которая в возбужденном состоянии является первичным донором электрона для хинонного акцептора QA (Рис. 1). Восстановление Р680+ происходит очень быстро, менее чем за 1 мкс, а скорость окисления QA" значительно меньше и лимитируется темновыми реакциями. Состояние реакционного центра ФС2 в котором Р680 восстановлен и QA окислен, называется открытым. Через время порядка 1 мкс после разделения зарядов и появления первичной пары Р680+ QA происходит восстановление Р680+ от вторичных доноров. В результате РЦ оказывается в состоянии P680QA", которое называется закрытым (Шувалов, 1990; Рубин, 2000) (Рис. 1). Кванты света, поглощенные в ФС2, могут быть превращены в энергию разделенных зарядов P680+QA", которая используется в дальнейших реакциях фотосинтеза, либо потеряна путем излучения кванта флуоресценции или рассеяния в тепло. Эти три процесса характеризуются константами скорости Кр, Kf и Kd, соответственно (Рис. 3).
Изменение характеристик флуоресценции у водорослей в условиях разного фона минерального питания
В природных условиях по мере развития водорослей и изъятия ими ресурсов из среды клетки часто испытывают дефицит тех или иных биогенов, в частности, азота. Недостаток минерального азота в культуральной среде может не только тормозить рост водорослей, но и вызывать целый ряд адаптивных перестроек, обеспечивающих выживание в неблагоприятных условиях. Ранее отмечалось (Falkowski et ai, 1989; Kolber el al., 1990), что одной из реакций фотосинтетического аппарата на недостаток минерального питания в культурах микроводорослей является снижение активности ФС 2. В работе (Чемерис и др., 1989; 1990) на зеленых пресноводных водорослях обнаружено, что инактивация ФС 2, измеренная по уменьшению Fv/Fm, связана с увеличением выхода Fo и обусловлена ингибированием переноса электронов от Фео на хинон QA в РЦ ФС 2 (см. рис. 1).
Нами был смоделирован процесс азотного голодания и последующего восстановления фотосинтетической активности при добавлении различных форм азот содержащих веществ (мочевина, глицин, нитраты и аммоний). Регистрировали параметры флуоресценции хлорофилла. В опытах использовались культуры Tweissflogii и Р delicathsima, испытывающих дефицит клеточного азота Перед опытами азот исключался из питательной среды, что приводило к снижению средних значений эффективности первичных процессов фотосинтеза (Fv/Fm) Накопление биомассы шло за счет внутриклеточных запасов азота. По мере исчерпания запасов, клеточный дефицит азота возрастает. На стационарной фазе росга, когда смертность равна скорости популяционного роста, и на начальных этапах снижения численное і и, когда смертность превышает скорость роста и степень азотного дефицита максимальна, вносились добавки неорганического и органического азота в концентрации 0.18 - 0.89 ммоль. Приводимые в литературе величины максимальной скорости потребления минерального азота водорослью Tweissflogii (Flynn, Butler, 1986; Glibert, 1988; Barber, 1992), а также расчеты количества азота, необходимого для обеспечения наблюдаемого прироста клеток, на основании как минимального, так максимального содержания этого элемента в клетках водорослей, показывают, что вносимые добавки нитратного азота в этих концентрациях могут потребляться уже за несколько суток роста культур. Соответственно, с увеличением биомассы водорослей в накопительных культурах может возрастать степень их азотного лимитирования.
На рис. 17 представлены изменения параметров флуоресценции и численности клеток в зависимости от времени роста азотдефицитной культуры Tweissflogii при пересеве на среду f/Ю. Клетки в начальный момент времени в результате азотного голодания имели низкое значение фотосинтетической активности Fv/Fm. При добавлении в среду азота в прописи f/Ю (разбавленная в 5 раз нормальная среда f/2) у клеток наблюдалось увеличение активности Fv/Fm. Однако в первые сутки численность клеток мало изменялась. При достижении клетками фотоситетической активности Fv/Fm = 0,4 и выше наблюдается рост количества клеток. Значение Fo и Fm также увеличиваются, в связи с тем, что увеличивается плотность культур. Важно отметить, что росту клеток и увеличению параметров флуоресцентции, предшествует увеличение переменной флуоресценции Fv/Fm. Подобная картина увеличения активности РЦ ФС2 по Fv/Fm отмечалась нами и другими авторами (Antal etal, 2001) для природного фитопланктона в период предшествующему цветению водорослей. Анализ изменения флуоресцентных параметров показал, что увеличение Fv/Fm в первые сутки происходило за счет уменьшения величины Fo, тогда как Fm не менялось в течении первых 3-4 суток. С уменьшением Fo падало в первые сутки значение Fo на клетку - рассчитанной как Fo/N, где N количество клеток. В последующие дни это отношение мало изменялось, что свидетельствует об положительной корреляции между параметром Fo и количеством клеток в процессе роста
Изучение токсического действия сульфата меди (CuS04) на фотосинтетический аппарат диатомовых водорослей флуоресцентным методом
Феномен усиления токсического действия солей тяжелых металлов на свету был нами также подтвержден и в опытах с сульфатом меди. В оптимальных для культивирования T.weissflogii условиях роста (освещенность 30 мкЕ/м с, температура 20С) величина Fv/Fm была равной 0,65,. Добавление меди в сублетальных концентрациях 10 -10"5 М приводило к остановке роста культуры и инактивации ФС 2. Fv/Fm уже через 3 часа уменьшалась до низких значений (рис. 24). Добавление Tweissflogii в этих концентраций меди в темноте существенно не изменяла Fv/Fm. Анализ кривых восстановления Fv/Fm после ФИ светом с солями металлов, показал, что восстановление полностью ингибировано. Это подтверждает, что при зі их концентрациях меди водоросли теряли способность восстанавливать повреждённый фотосинтетический аппарат. Снижение Fv/Fm могли быть связаны как с отмиранием части водорослей в культуре, так и с инактивацией фотосинтетического аппарата у живых водорослей при токсическом стрессе. Но вклад каждого из процессов в уменьшение Fv/Fm был различным. Гибель всех клеток в культуре наблюдалась лишь через несколько часов после полного ингибирования выхода переменной флуоресценции. Таким образом, снижение Fv/Fm при действии меди было связано, преимущественно, с инактивацией фотосинтетического аппарата у живых клеток водорослей.
Представленные данные указывают на роль света, как активного повреждающего фактора, вызывающего инактивацию ФС2 у обработанных токсикантом микроводорослей. Восстановление Fv/Fm после отключения света свидетельствует о существовании процессов репарации повреждений в ФС2, вызванных светом. На свету процессы фотодеструкции и репарации протекают одновременно, и степень ингибирования фотосинтетического аппарата зависит от соотношения их скоростей (Green, 1988). Очевидно, что действие меди вызывает сдвиг баланса скоростей в сторону фотодеструкционных процессов, что приводит к снижению величины Fv/Fm. 0.7 п Фотосинтетическая активность водорослей оцениваемая по Fv/Fm, является более экспрессным параметром, чем относительная численность клеток, так как позволяет достоверно обнаруживать присутствие токсических агентов на более ранних стадиях интоксикации. Поскольку снижение Fv/Fm приводит к замедлению скорости роста водорослей, это обусловливает все большее отставание водорослей по численности в опытах по сравнению с контролем в ходе инкубирования Обнаруженное нами резкое усиление токсикологического эффекта на свету может служить предупреждением: в случае загрязнения поверхностных вод тяжёлыми металлами даже на уровне узаконенных ПДК даже обычный дневной свет может стать активным повреждающим фактором, снижающим активность фотосинтеза фитопланктона. Как следствие снизится первичная продукция экосистемы водоемов; это неизбежно «ударит» по следующим уровням пищевой пирамиды.
Для работы с природным фитопланктоном был использован комплекс флуоресцентной аппаратуры, включающий в себя бортовой флуорометр для исследования флуоресцентных показателей в пробах воды, погружной зонд-флуорометр для определения обилия и состояния ФСА фитопланктона во всем эвфотическом слое и разработанный проточный флуориметр, предназначеный для измерения параметров быстрой флуоресценции хлорофилла фитопланктона поверхностных вод. Проведены исследования состояния фитопланктонного сообщества прибрежных и открытых районов северо-восточного сектора Черного моря и в Балтийском море. Обследование больших морских акваторий невозможно без информации о распределении вод по обилию водорослей и их фотосинтетической активности. Особенно важно получать такие данные по ходу судна с целью обнаружения градиентных зон и выбора станций для проведения детальных обследований фитопланктона. Это позволяет определить пространственную структуру фитопланктонного сообщества и оценить его функциональное состояние. Большой массив данных, получаемых по ходу судна, позволяет сопоставить их со спутниковыми картами распределения хлорофилла в море. Сопоставление этих данных может способствовать уточнению алгоритмов расчетов содержания хлорофилла по показателям спектральной яркости, получаемой со спутников.
Для этих целей был разработан проточный импульсный флуорометр (Рис. 25). Он предназначен для измерения параметров флуоресценции хлорофилла фитопланктона приповерхностных вод по ходу судна. Этот прибор также, как и бортовой флуорометр, выполняет в автоматическом режиме измерение интенсивности флуоресценции Fo, которая соответствует обилию фитопланктона, и безразмерную величину Fv/Fm, показывающую эффективность утилизации света в фотосинтетическом аппарате водорослей. По характеристикам и параметрам флуорометрического блока измерения и регистрации данный прибор аналогичен бортовому флуорометру, описанному в методике. Fo регистрируется в режиме при котором слабые повторяющиеся импульсы возбуждающего света от светодиодов не влияют на состояние фотосинтетического аппарата, длительность импульсов выбирают 5 мке, интервал между импульсами - 50 - 100 мс. Fm -максимальный уровень флуоресценции достигается через 10-20 мс при облучении дополнительным светом в конце 200-1000 мс и при мощности облучения не менее 3000 мкЕ/м2с (Рис. 26).
