Содержание к диссертации
Введение
2 Обзор литературы 9
2.1. Жизненный цикл токсоплазм и их эпизоотическая опасность для сельскохозяйственных животных 9
2.2 Эпизоотологический и серологический мониторинг токсоплазмоза кошек 20
2.3 Семиотика токсоплазмоза кошек 26
2.4 Диагностика токсоплазмоза 28
2.4.1 Серологическая диагностика 28
2.4.2. Паразитологическая диагностика токсоплазмоза 31
2.4.3. Прямое микроскопирование 32
2.4.4 Выделение токсоплазм методом биопробы 33
2.4.5 Паразитологический дифференциальный диагноз 34
2.4.6 Полимеразная цепная реакция 36
2.4.7 Реакция флуоресцирующих антител 40
2.5 Ферментная система: гиалуроновая кислота - гиалуронидаза. 43
2.6 Лечение животных при токсоплазмозе . 47
2.7 Заключение 51
3. Собственные исследования 53
3.1. Материалы и методы исследования, штаммы возбудителей. 53
3.2 Результаты собственных исследований 63
3.2.1 Клннико-эпизоотологический мониторинг токсоплазмоза кошек 63
3.2.2. Жизненный цикл токсоплазм 64
3.2,3 Сравнительное изучение штаммов «RH», «3» 74
3.2.4 Устойчивость и восприимчивость лабораторных животных к различным дозам токсоплазм 76
3.2.5 Изучение инвазивных свойств ооцист токсоплазм 78
3.2.6. Эпизоотическая опасность ооцист токсоплазм для животных80
3.2.7. Экспериментальный токсоплазмоз кошек 82
3.2.8.Сравнительное изучение реакции флуоресцирующих антител, полимеразной цепной реакции и копрологического метода исследования на токсоплазмоз 89
3.2.9 Опыт по химиотерапии и химиопрофнлактике кошек при токсоплазмозе 90
3.2.10 Изучение токсических свойств химкокцида 92
3.2.11 Кумулятивные свойства химкокцида 96
4. Обсуждение 99
5. Выводы 105
6. Рекомендации по использованию научных выводов.. 107
7. Литература 109
8. Приложение 129
- Эпизоотологический и серологический мониторинг токсоплазмоза кошек
- Лечение животных при токсоплазмозе
- Жизненный цикл токсоплазм
- Экспериментальный токсоплазмоз кошек
Введение к работе
Актуальность темы. ФАО и ВОЗ рассматривают токсоплазмоз как важную проблему медицины и ветеринарии. Убиквитарное распространение токсоплазм за счёт наличия 3 форм развития (эндозоиты, цистозоиты, ооцисты), их устойчивость к неблагоприятным условиям среды, отсутствие у них хозяинной специфичности, инвазивность всех стадий жизненного цикла, колоссальная репродуктивная способность и многообразие путей заражения делает указанных простейших опасными для животных и человека. Это подтверждается таким фактом, что около 350 видов позвоночных являются промежуточными хозяевами указанных паразитов (Т.В.Бейер, 1989). Следует также учесть, что токсоплазмы наряду с угрозой здоровья животному, имеют и определённое социальное значение, поскольку миллионы кошек, особенно в крупных городах, находясь в непосредственной близости к человеку, представляют угрозу для здоровья населения, особенно детей.
В условиях антропургических очагов большое значение в качестве источников токсоплазм имеет домашняя кошка, которая является окончательным хозяином этих паразитов (W.Hutchison, 1965, 1967; LJacobs, 1967; J.Dubey 1968,1970; H.Scheffild, 1970; MMelton, 1969; И.Г.Галузо, 1970 и.т.д.) В частности, сообщается, что кошка, съевшая одну инвазированную мышь, выделяет с фекалиями до 20 млн ооцист токсоплазм за одну дефекацию (W.Tadrds, J.Laarman, 1982), хотя количество таких кошек в естественных условиях невелико и обычно составляет в среднем 1% (J.Dubey et al., 1977)
В естественных условиях число реагирующих на токсоплазмоз кошек в иммунологических исследованиях в различных странах неодинаково - от 1 до 96% (J.Dubey, 1968, 1973,1976, V. Svobodova et al., 1998, В.Ф.Новинская, 1966 и др.), что объясняется существованием в природе штаммов неодинаковой вирулентности (Б.А.Тимофеев, 1975; И.И.Вершинин, 1996 и др.).
Следует учесть, что некоторые штаммы, указанных паразитов, циркулируют в природе, минуя своего окончательного хозяина, то есть существуют без прохождения кишечной фазы развития, подтверждая свою факультативную гетерогенность (И.Г. Галузо и др., 1970,1971, И.И. Вершинин, 1996).
Рассматривая симптоматику токсоплазмоза у кошек, необходимо отметить её разнообразие: общее истощение, истечения из носа и глаз, слабость, депрессию, лихорадку, диарею, различные нервные расстройства и патологию органов зрения (В.Ф.Новинская, 1966; M.Petrac, J.Carpentner, 1965, M.Lappin et al., 1993, M.Chavkin et al., 1994 . и др.), хотя существуют другие взгляды — бессимптомное носительство является обычным явлением у кошек (T.Hagivara etal., 1981, J.Dubey, 1988)
Касаясь последнего, необходимо отметить наличие ряда работ по установлению в глазной жидкости токсоплазменных IgG и IgM, выраженных хориоретинитов, увеитов (M.Chavkin et al, 1994, D.Burney et al. 1998). К сожалению, в литературе очень мало сведений по особенностям этой инвазии у кошек в условиях крупного мегаполиса, хотя паразитарные болезни собак и
коніек в мегаполисе города Москвы занимают 4-5 место среди другой патологии (М.В. Розовенко, 2002).
Как известно, для диагностики токсоплазмоза животных широко используются серологические методы: реакция связывания комплемента, метод флюресцирующих антител и другие способы, например копрологические, а в последнее время - полимеразная цепная реакция (Э.А.Кузнецова, 2001). Однако их практическая ценность не равнозначна, поэтому до установления связи патологии, наблюдаемой у животных, и положительно реагирующих на токсоплазмоз, необходимо иметь высокочувствительный и простой по технике исполнения метод, который в одинаковой степени был бы приемлем и для практических ветеринарных лабораторий. Очень скудными являются сведения по лечению животных, больных токсоплазмозом, хотя описывается применение с положительным результатом химкокцида и байкокса (А.Н. Крылов, 1982; Е.М.Кузовкин, 2000, O.Hanssn, 1996 и др.). Однако токсические свойства химкокцида и его эффективность при токсоплазмозе кошек в полной мере не изучены.
Таким образом, изучение эпизоотической ситуации и других вопросов токсоплазмоза кошек в условиях крупного мегаполиса на примере Москвы и Московской области, а также разработка мер борьбы с токсоплазмозом является актуальной проблемой.
Цель и задачи исследования. В связи с изложенным, целью наших исследований было изучить эпизоотическую ситуацию, некоторые вопросы иммунитета, диагностики, терапии и профилактики токсоплазмоза плотоядных в г. Москве и Московской области.
Для выполнения поставленной цели нашими задачами было:
изучить пути распространения токсоплазмоза кошек в условиях мегаполиса на примере г. Москвы и Московской области;
провести сравнительное изучение жизненных циклов 2-х штаммов токсоплазм — высоковирулентного «RH» и слабовирулентного «3» и их факторов патогенносте;
провести сравнительное изучение следующих методов диагностики токсоплазмоза: РСК (реакция связывания комплимента), РФА (реакция флюресцирующих антител), ПЦР (полимеразная цепная реакция), копрологический метод исследования;
изучить семиотику экспериментального токсоплазмоза кошек и пути заражения указанной инвазией;
изучить токсические и лечебные свойства химкокцида при токсоплазмозе кошек;
усовершенствовать меры борьбы с токсоплазмозом кошек в условиях мегаполиса.
Научная новизна работы. Изучена роль и место токсоплазмоза в формировании инвазионной патологии у плотоядных, контаминации внешней среды токсоплазмами, уточнена трансмиссия инвазии в современных условиях г. Москвы и Московской области. Установлены различия жизненных циклов
токсоплазм, их вирулентность, а также изучены токсические и лечебные свойства химкокцида для кошек при экспериментальном токсоплазмозе.
Практическая значимость работы. Разработаны «Методические рекомендации «Токсоплазмоз животных и цистоизоспороз собак и кошек. Профилактика и меры борьбы». Рекомендации одобрены Секцией инвазионные болезни животных и утверждены Отделением ветеринарной медицины РАСХН 04.03.2005. Разработана методика лечения кошек, заражённых и больных токсоплазмозом.
Апробация работы. Сделаны сообщения на Всероссийской научно-практической конференции (Волгоград, 2004), на ежегодных научных конференциях ветеринарного отделения аграрного факультета РУДН (2002-2006), на научной конференции «Теория и практика борьбы с паразитарными болезнями», (Москва, 2005).
Положения, выносимые на защиту:
особенности эпизоотического процесса при токсоплазмозе кошек в условиях г. Москвы;
семиотика экспериментального и спонтанного токсоплазмоза кошек;
токсические и лечебные свойства химкокцида при токсоплазмозе кошек.
Объём и структура диссертации. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, материалов и методов, собственных исследований, их обсуждения, выводов, практических предложений, списка использованной литературы из 229 источников, в том числе 169 иностранных, и приложения. Работа иллюстрирована 15 таблицами, 1 графиком и 14 рисунками.
Эпизоотологический и серологический мониторинг токсоплазмоза кошек
Первое наблюдение по выявлению положительно реагирующих кошек в Австралии относят к 1959 году (Cook, Pope, 1959). Ниже приводятся данные литературы по этому вопросу. Смотри таблицу 1.
О высокой чувствительности иммуноферментного метода (ИФА-ELISA) при экспериментальном токсоплазмозе кошек сообщали M.Lappin et al. (1989, 1993). С помощью этого метода авторы установили в сыворотке заражённых кошек наличие IgG и IgM, причём, как считают авторы, определение указанных иммуноглобулинов позволяет вести речь о выявлении хронического течения токсоплазмоза, в частности IgM появляется раньше, чем IgG.
По данным В.Ф.Новинской (1966), самцы и самки старше года реагировали одинаково. Значительно меньший процент инфицированных отмечен у кошек в возрасте до года (3,4%).
Наблюдения свидетельствуют, что с возрастом число положительно реагирующих на токсоплазмоз среди беспризорных кошек увеличивается. Токсоплазмозные антитела у них выявляют чаще и титр антител выше, чем у комнатных кошек (J.Unbehauen, 1991, F.Femander, 1995). Положительно реагирующих наблюдали чаще среди кошек (20,9%), и реже у котов (15,5%), а также у животных при кормлении натуральным кормом (19,3%).
При кормлении кошек коммерческим кормом реагировало положительно 20% животных, при кормлении грызунами - 48%, при групповом содержании положительно реагировало 32%, при вольном -19,6%, при комнатном -13,7%, при нахождении в клетках - 19% (F.Femander, 1995).
По другим данным (M.De Fea et al., 2002), среди уличных кошек положительно реагировало 50% животных, среди домашних - 43%. У котов - число положительно реагирующих составляло 43% животных, у кошек - 42%.
В дальнейших исследованиях (M.Lappin et al, 1993) с помощью ELISA было показано у спонтанно больных и экспериментально заражённых токсоплазмозом кошек наличие в крови IgG и IgM (специфический иммунный комплекс), которые могут играть роль в развитии клинической картины болезни.
В опытах Y.Omate et а!., (1994) установлений, что у котят, рождённых от заражённых токсоплазмозом кошек, обнаружены токсоплазменные IgG. У этих котят после заражения их ооцистами этих паразитов установлено повышение титра антител и выделение ооцист с фекалиями. В последующем D.Burney et al. (1995) с помощью ИФА помимо IgG и IgM установили у экспериментально заражённых кошек IgA, появление которых регистрировали по времени позднее IgG и IgM. Подозревается связь IgA с патологией глаз.
E.Kimbita et al. (2001) сообщали о высокой чувствительности иммуноферментного метода (ИФА, ELISA), содержащего ген, кодирующий поверхностный антиген (SAG1, РЗО) Т. gondii, клонированного в плазмиде QEX-4T-3. Этот метод способен дифференцировать сыворотки кошек от сывороток мышей, заражённых экспериментальным токсоплазмозом. ИФА не даёт перекрёстных реакций с сыворотками мышей, заражённых неоспорозом. Из 193 сывороток кошек 40 (29,7%) давали положительную реакцию в ИФА.
В опытах D.Burney et al. (1999) полимеразная цепная реакция оказалась более чувствительной, чем метод биопроб. Вместе с тем, авторы считают, что ПЦР не может быть полезной в диагностике клинического токсоплазмоза. Как видно из приведённых данных, число положительно реагирующих на токсоплазмоз кошек неоднозначное, что по нашему мнению, объясняется неодинаковой чувствительностью используемых методик.
Информация о выделении токсоплазм из органов и тканей приведена в таблице 2.
Анализ приведённых данных свидетельствует о том, что наиболее часто выделяются токсоплазмы из головного мозга, мышц и глаз животных. Сводные данные по выделению кошками с фекалиями ооцист токсоплазм приведены в таблице 3.
В Чехии в 6 зоопарках из 2287 проб фекалий от различных представителей семейства кошачьих (амурский леопард, дикие коты и др.) установлено 12 случаев выделения ооцист токсоплазм (D.Lukevova, J.Literak, 1998). Таким образом, данные таблицы свидетельствуют о низком проценте случаев выделения ооцист токсоплазм с фекалиями у кошек.
Лечение животных при токсоплазмозе
Польские исследователи (Chrusciel et al., 1965) проверяли влияние пириметамина (дараприм), метаболитов прогванила и аналогов брома, йода, хлора и триацетилолеандомицина (антибиотик) на мышах и куриных эмбрионах, заражённых Т. gondii. Ими установленно, что прогванил, аналоги галогенов и антибиотик не активны, в то время, как дараприм эффективен против токсоплазм и задерживает развитие инвазии. Оптимальной была доза 25 мг/кг живого веса, но она, как отмечают авторы, токсична для мышей. При использовании тетрациклина (500 мг/кг) в сочетании с витамином С (1г/кг), диакциклина (300 мг/кг) в сочетании с сульфаметоксидиазином (100 мг/кг) получали удовлетворительные результаты. Значительная часть мышей выживала.
Попытки использования нерастворимого окситетрациклина при остром токсоплазмозе экспериментально заражённых белых мышей оказались неудачными. Препарат применяли в дозах 0,025; 0,05; ОД; 1; 10 и 20 мг/кг.
P.Paganini, A.Londrille (1962) испытывали на мышах действие беренила в разведении 1:1000 и 1: 50000 и равного объёма суспензии токсоплазм и перитонеального экссудата при её выдерживании в течение 30 мин. Мыши контрольные и опытные гибли через 6-8 дней. Лечение беренилом заражённых мышей в течение 1-2 дней также было безрезультатным.
С.Ж.Лутохин (1962) изучал действие биомицина, террамицина, фурациллина и саназина, сульфадимезина, норсульфазола, а также трёх препаратов из группы красок - трипансини, флавоакридина и аминоакрихина. При лечении мышей, заражённых токсоплазмозом, трипансинью, флавакридином и аминоакрихином, им получены отрицательные результаты. При применении биомицина, террамицина, фурациллина и саназина, сульфадимезина и норсульфазола, заражённые токсоплазмозом мыши погибали позднее, чем в контроле. Эффективным против токсоплазм при заражении ими куриных эмбрионов оказались хлоридин+сульдиазин. В результате применения полимиксина, хлорохина, хиноцида и препарата К-25 (В-фенилэтиловый спирт бромуксусной кислоты) 50% эмбрионов были свободными от токсоплазм.
Чешскими исследователями (J.Balan et al., 1963) из Aspergillus fumigatus был выделен антибиотик, который они называли трипацидином. Он нерастворим в воде, нефти и растворим в ацетоне, хлороформе, бензине и.т.д. В жидкой питательной среде трипацидин оказывает угнетающее действие на токсоплазм в концентрации 10-20 г/мл. Обработка этим препаратом заражённой паразитами культуры клеток Hella в дозах 40 и 50 г/мл среды приводила к её полному освобождению от токсоплазм.
Трипацидин, применённый интраперитонеально мышам, в общей дозе 75мг/кг, 25 мг/кг в первый день и 12,5 мг/кг в следующие 4 дня, оказался радикальным средством.
J.Garin et al. (1965) вводили мышам диметилхлортетрациклин в дозах 50-200 мг/кг ежедневно в течение 3-х недель. Выживаемость равнялась 50-70% (мышей заражали 500-1000 паразитами, штамм «RH»). По данным P.McBakal, NJut Veld (1965), спирамицин эффективен при даче через 24-48 часов после инъекции 100 паразитов.
Опубликованно сообщение, что спирамицин токсичен и неэффективен. М.Булава (1966); Т.В.Дука (1966) с целью изучения механизма антитоксоплазменного действия хлоридина и сульфадимезина исследовали их влияние при остром токсоплазмозе в сочетании с витаминами В] и В2. В опытах Т.В.Дука хлоридин вводили в дозе 0,02 мг на мышь, сульфадимезин - в дозе 0,2 мг на голову перорально; витамин В\ - в дозе 0,3 мг и Bj2 - в дозе 0,3 мг. Установленно, что применение химиотерапевтических препаратов в комплексе с витаминами способствует повышению выживаемости мышей по сравнению с контролем.
Ю.В.Скавинский, В.Ф.Новинская (1966) на белых мышах и кроликах испытывали хлоридин, сульфадимезин и фолиевую кислоту в дозах соответственно ОД, 0,01 и 0,001 г/кг. Комплексное лечение давало ясно выраженный терапевтический эффект. Фолиевую кислоту к хлоридину и сульфадимезину добавляли для уменьшения их токсичности и повышения терапевтического эффекта. Дука (1966) при лечении экспериментального токсоплазмоза белых мышей получил удовлетворительные результаты от применения максимальных терапевтических доз делагила (2000-3700 мг/кг), неэффективными были малые и средние дозы этого препарата (500,750, 1000 мг/кг)
R.Sikorrski (1966) лечил белых мышей, заражённых токсопалзмами, комплексом препаратов. Так, дараприм и досульфан удлиняли переживаемость мышей на 56 дней, досульфан и орисул, досульфан и супронал, дараприм и досульфан - приблизительно на 37 дней,
Дараприм и орисул давали меньший терапевтический эффект (переживаемость увеличилась соответственно на 22-23 и 21 день), В своих опытах И.И.Шпак (1966) обрабатывал токсоплазм in vitro фитонцидами чеснока и лука, что подавляло их вирулентность. Вместе с тем попытка использования указанных фитонцидов с лечебной целью оказалась неудачной. Н.М. Лапшин и А.М,Коломацкий (1967) не получили положительного эффекта в экспериментальном заражении от применения беренила, трихомонацида, полимиксина, мицервина и тетрациклина. Хлоридин, фуразолидон и йодполивилалкоголь, вводимые в течение 10 дней с момента заражения, тормозили развитие клинических признаков заболевания.
О положительных результатах применения при токсоплазмозе животных 2-сульфамоил-4,4-диаминодифенил сульфона в дозе 10 мг/кг массы указывали Ohshima Kamada (1974), комбинации сульфонамидина и сульфадиазина с пириметамином в дозе 2 мг/кг массы тела (Sheffild, Melton, 1976).
Об успешном применении химкокцида для лечения котят, заражённых токсоплазмозом сообщал А.Н.Соколов (1982). Ежедневную дозу препарата (12 мг/кг массы) автор смешивал с мясным фаршем и давал в течение 7 суток. В результате проведённого опыта было выявлено, что применение этого медикамента одновременно с заражением и через 1 сутки после заражения ингибировало развитие половых стадий токсоплазм. Доза химкокцида 24 мг/кг - приводило к полной элиминации ооцист токсоплазм из организма котят. Большую работу по использованию толтразурила (байкокс) провёл O.Hansen (1996). Им показано, что этот препарат в дозе 5 мг/кг тела назначаемый алиментарным путём (5 раз) через каждые 2 дня угнетал выделение токсоплазмозных ооцист у кошек.
Аналогичные результаты получилЕ.М.Кузовкин (2000) при лечение котят, заражённых токсоплазмозом, указанным препаратом в дозе 7мл на 1 кг массы тела 3 раза в день двумя 3 дневными курсами с интервалом 3 дня с питьевой водой.
В последующем появились сообщения об успешном применении при токсоплазмозных увеитах хлористоводородного клиндамицина (25 мг - дважды в день перорально), в комбинации с глюкокортикоидами. (M.Chavkin et al., 1992).
Анализ литературы свидетельствует о противоречивых результатах химиотерапии, химиопрофилактики животных, больных токсоплазмозом, что даёт основание проведения дополнительных исследований в указанном направлении.
Жизненный цикл токсоплазм
Изучение жизненного цикла Toxoplasma gondii представляет большой интерес как в связи с вопросами систематики, так и для возможностей передачи токсоплазм на разных стадиях развития возбудителя.
При изучении жизненного цикла токсоплазм в наших опытах при заражении котят токсоплазмами штамма «3» (эндозоиты) было установлено, что препатентный период составлял 9-12 дней, патентный -34 дня.
Выделение ооцист с фекалиями у заражённых кошек регистрировали периодически (на 10, 12, 14 и 18 дни после заражения), (микрофотография 7)
Вместе с тем, мы не могли выделить ооцист токсоплазм у животных при введении им эндозоитов штамма «RH», а также не обнаружили кишечного цикла развития паразитов этого штамма. Указанные материалы свидетельствуют о факультативной гетероксенности токсоплазм, то есть штамм «RH» существует в природе при отсутствии кишечной фазы развития в окончательном хозяине.
При исследовании гистосрезов кишечника и мазков-отпечатков паренхиматозных органов новорожденных котят, заражённых алиментарным путём штаммом «3» удалось проследить 2 пути развития:
I - кишечный, специфически приуроченный к организму кошек;
II - внекишечный, проникновение мерозоитов из клеток кишечника в другие органы и ткани кошек.
Кишечный путь, предшествующий образованию ооцист, протекает по схеме, принципиально сходной с жизненным циклом развития кокцидий рода Isospora, Мы обнаружили различные стадии токсоплазм на всём протяжении тонкого отдела кишечника, и особенно, в тощей и подвздошных кишках.
Проникая в эпителиальные клетки кишечника токсоплазмы (эндозоиты) начинают размножаться путём эндодиогении (стадия мерогонии) в подслизистой ткани кишечника, в результате чего образуются в большом количестве мерозоиты (расселительные стадии) (4,9x1,5 микрон) (рисунок 8,9,10).
Как известно, обычно совершается 2-3 и более генераций мерогонии, в течение которых паразит, адаптируется к внутренней среде организма хозяина. Впоследствии происходит их внекишечное размножение, и диссеминация во все паренхиматозные органы котят, где и осуществляется сначала предцистная, а затем и цистная мерогония. В дальнейшем наступает процесс гаметогонии: появляются микрогаметоциты и макрогаметоциты.
Макрогаметоциты имеют продолговато-овальную или округлую форму (10-12 микрон), в их центре находится ядро, которое не делится. Микрогаметоциты имеют округлую или продолговато-овальную форму 10-14 микрон в диаметре. В одном гаметоците иногда можно насчитать до 70-80 микрогамет, их размер составляет 3,0x1,5 микрон. Однако образующие после полового процесса в слизистой оболочке ооцисты (10-12 микрон), выпадают в просвет кишечника и выделяются из организма кошек во внешнюю среду. Все стадии шизогонии и гаметогонии могут устанавливаться одновременно без чёткой последовательности. Ооциста покрыта плотной 3-х слойной оболочкой, наружний слой которой гладкий и бесцветный. Она имеет мелкозернистую цитоплазму, которая заполняет всё внутреннее пространство ооцисты. В процессе споруляции, которая идёт во внешней среде, цитоплазма уменьшается в объёме, между ней и внутренней оболочкой появляется пространство. В дальнейшем цитоплазма ооцисты делится на 2 части, вокруг которых формируется оболочка; далее, возникают чётко контурированные овальной формы спороцисты. В последующем в них образуются спорозоиты (также расселительные стадии). Спорозоиты представляют конечную форму спорогонии, после чего ооцисты токсоплазм становятся инвазионными (рисунок 11,12).
При исследовании мазков-отпечатков паренхиматозных органов заражённых котят, окрашенных по Романовскому, были обнаружены эндозоиты (предцистные мерозоиты). Таким образом, эти паразиты могут являться первой генерацией мерогонии, либо спорозоитами, преобразовавшимися в тахизоиты без возникновения меронтов. Эндозоиты имеют форму полумесяца с более заострённым передним концом. Их величина составляет 5хЗмкм. Ядро располагается в передней части тела, оно окрашенно в красный цвет, а цитоплазма - в голубой. В наших опытах в поле зрения насчитывалось до 20-40 эндозоитов, что свидетельствовало об острой фазе токсоплазмоза.
Проведённые опыты подтверждают наличие гомоксенного пути развития, т.е, в этом случае кошка является как промежуточным хозяином, в котором осуществляется бесполый путь развития, так и окончательным, где имеет место развитие и половых стадий токсоплазм. Как правило, у заражённых штамом «RH» котят заболевание протекало в острой форме при потере аппетита, развития слабости и депрессии. Котята, заражённые эндозоитами штамма «3», болели также тяжело, с признаками кровавой диареи, угнетения и гибели.
При гистологичеком исследовании кишечника котят, заражённых штаммом «3», установлена гиперсекреция слизистой, дистрофия эпителия ворсинок - у одного котёнка в 12-ти перстной, а у остальных в тощей и подвздошных кишках. В отдельных участках встречались ворсинки в состоянии некробиоза и некроза. Соединительная ткань собственного слоя слизистой оболочки слабо отёчна и инфильтрирована лимфоидными клетками. В паренхиматозных органах отмечено наличие дистрофии (рисунок 13).
При гистологическом исследовании кишечника котят, заражённых штаммом «RH», установлено слабовыраженное набухание ворсинок и гиперемия слизистой и подслизистой 12-ти перстной кишки и чётко выраженная патология в органах и тканях этих животных, что подтверждает факт не обязательного наличия кишечной фазы развития у некоторых штаммов токсоплазм (рисунок 14).
Экспериментальный токсоплазмоз кошек
Широкое распространение положительно реагирующих на токсоплазмоз кошек и относительно редкие случаи регистрации этого заболевания в спонтанных условиях ставит вопрос о необходимости изучения клинической картины болезни, воспроизведённой в «чистом виде», т.е. в условиях эксперимента.
Опыты в указанном направлении проводились многими исследователями K.Sato et al. (1993), M.Lappin et al. (1989), J.Dubey, P.Thullier (1989), D.Burney ct al. (1999) и др., которые сообщали о разнообразно выраженной патологии- от ярко заметной (угнетение, анорексия, гибель - (J.Dubey, P.Thullier, 1995 ) до субклиничекого течения (M.Lappin et al. 1989; J.Dubey, P.Thullier 1989; D.Bumey et al. 1999). В собственных исседованиях с целью установления наиболее эффективных путей проникновения инвазии, подопытным кошкам вводили токсоплазмы штамма «RH» и получили следующие результаты.
Воздушно-капельный путь заражения (ингаляция). Под опытом находилось 3 беспородные кошки в возрасте 1-2 года. На морду кошкам под наркозом надевали маску с нанесённым на вату перитонеальным экссудатом белых мышей, содержащим токсоплазмы. Экспозиция составляла 5 минут. За животным наблюдали 30 дней. Признаков заболевания не отметили, результаты исследования сыворотки крови с помощью РСК и РФА на наличие токсоплазменных антител были отрицательными.
Полученные нами отрицательные результаты заражения кошек воздушно-капельным путём совпадают с данными Б.А.Тимофеева (1975). Однако в литературе имеются данные о положительных опытах на зайцах (Ycroud et al., 1953), морских свинках (Kunert, Schmidtke, 1954) и др. животных.
Алиментарный путь заражения. Под опытом находилось 3 беспородные кошки в возрасте 2-8 лет, которым было введено перорально по 30-40 тыс. токсоплазм (0,1 мл) штамма «RH». В течение 30 дней состояние животных было в пределах физиологической нормы. Токсоплазмозных антител в сыворотке крови не установлено. Выделение ооцист с фекалиями не наблюдали.
Другим 3 кошкам в возрасте 1-2 лет было введено перорально по 100-150 тыс токсоплазм (0,2 мл) штамм «RH». Состояние животных в течение 30 дней находилось в пределах физиологической нормы. Антитела в сыворотке крови были обнаружены через 18-20 дней в РФА в титре 1:10 (Міг), РСК была отрицательной.
В третьем опыте 2 беспородные кошки в возрасте 1-2-х лет заразили токсоплазмами штамм «RH». Для этой цели на скарифицированную поверхность ротовой полости нанесли токсоплазмы в количестве 30-40 тыс. Через 10-15 дней у животных отмечали повышенную температуру (39,9-40,2С), перемежающий понос, угнетённое состояние. Через 30 дней состояние нормализовалось, титр антител в сыворотке крови составлял в РФА 1:20-1:40 (пи), в РСК 1:10.
Выделение ооцист с фекалиями не наблюдали.
В четвёртом опыте 2 кошкам в возрасте 2-х лет (беспородные) в мясной фарш добавляли 2 мл перитонеального экссудата белых мышей (около 400 тыс. паразитов штамма «RH»). За животными наблюдали в течение 30-36 дней. Через 7-Ю дней у животных отмечали повышение температуры тела (40,0-40,8), увеличение поверхностных лимфаузлов, потерю аппетита, диарею, депрессию. Болезнь прогрессировала и кошки пали через 30-35 дней. Выделение ооцист не отмечали.
В пятом опыте 3 беспородным кошкам в возрасте 2-3 лет скармливали головной мозг белых мышей содержащий цисты токсоплазм (брадизоиты) маловирулентного штамма «3». Выделение ооцист токсоплазм отмечали у 1 кошки на 25-30-е дни. Состояние животных было удовлетворительным. Титр антител через 20-25 дней составлял в РФА 1:40-1:80(44++), в РСК 1:20(++++),
Из приведённых данных видно, что есть прямая зависимость от введённой дозы: чем она выше, тем вероятнее факт заражения кошек. Необходимо также подчеркнуть, что скарификация слизистой оболочки ротовой полости способствует инвазированию, в то время как её нормальное состояние препятствует этому при заражении одной и той же дозы токсоплазм. Заражение кошек отмечается также и при скармливании мозга белых мышей с цистами маловирулентных токсоплазм. Вместе с тем следует заметить, что наличие протеолитических ферментов в желудочном соке объясняет факт неудачного алиментарного заражения у животных из-за гибели этих паразитов. Однако у новорожденных котят активность желудочного сока значительно ниже, чем у взрослых, в связи с чем они более восприимчивы к токсоплазмозу (E.Petterson, 1984) Необходимо подчеркнуть, что, по данным T.Hagiwara et al. (1981) токсоплазмы очень чувствительны к трипсину и перевариваются в течение 10 дней. Но потом у них появляется устойчивость к этим ферментам и они попадают в тонкий отдел и диссеминируют в органы и ткани животных.
Анализируя данные необходимо подчеркнуть, что они подтверждают материалы J.Dubeyetal. (1995, 1996), C.Powell etaL (2001) о возможности заражения алиментарным путём животных.
Инстилляция на скарифицированную кожу. Под опытом находилось 3 кошки в возрасте 3-4 лет (беспородные), которым на скарифицированную поверхность в область средней трети шеи нанесли 0,1 мл взвеси токсоплазм (30 тыс.) штамм «RH». В течение 30 дней клиническое состояние кошек было удовлетворительным. Титр антител в сыворотке крови через 15-20 дней составлял в РФА 1:10-1:20 (4 111), в РСК 1:10(+++).
Подкожный путь заражения. Под опытом находилось 3 кошки в возрасте 2-3 лет, которым ввели под кожу в область правого предплечья 1 мл перитонеального экссудата белых мышей (около 20 тыс. паразитов, штамм «RH»), У животных через 4-6 дней повысилась температура тела (40,2 -40,9С), снизился аппетит, появилась депрессия с перемежающей диареей, кашель, слезотечение, увеличение регионарного лимфатического узла. Через 15 дней у 2 кошек состояние улучшилось, 3 кошка пала через 20 дней после заражения. Выделение ооцист токсоплазм с фекалиями не отмечено.
Заражение инстиляцией токсоплазм на конъюнктиву. Трём беспородным клинически здоровым кошкам в возрасте 1-2 лет наносили на конъюнктиву глаз перитонеальный экссудат больных токсоплазмозом мышей. Первой кошке инсталлировали на конъюнктиву правого глаза, 0,1 мл перитонеального экссудата, содержащего около 20-40 тыс. токсоплазм штамм «RH». Двум другим кошкам нанесено на слизистую оболочку правого глаза 0,2 мл перитонеального экссудата (около 70-80 тыс. паразитов) штамм «RH». У первой кошки через 3 дня температура тела повысилась до 40,8С и держалась 3 дня. В тоже время отмечено гнойное истечение из глаз, воспаление радужной оболочки. Через 7 дней состояние животных улучшилось, но к 30 дню кошка потеряла зрение на этот глаз.
Титр антител в сыворотке крови на 20 день после заражения состовлял в РФА 1:20 МП, в РСК 1:10 +++ . У двух других кошек через 3 дня температура тела повысилась до 41С, имело место потеря аппетита, слабость, диарея, депрессия; конъюнктивит, кератит, блефарит, иридоциклит, ретинит, увеличение правого подчелюстного лимфаузла. В дальнейшем процесс прогрессировал и животные ослепли на правый глаз.
Через 30-40 дней состояние животных заметно улучшилось. Титр антител на 15-25 дни составил в РФА 1:40; в РСК 1:20 +++.
Передача токсоплазм колостральным путём. Под опытом находились 2 кошки в возрасте 3-х лет, которые родили по 6 котят. Кошкам через 3 дня после родов подкожно ввели 0,2 мл перитонеального экссудата белых мышей с содержанием 30 тыс. паразитов (маловирулентный штамм «3»). Титр антител у них после заражения составил в РФА 1:80 ++++, в РСК 1:40 +++. Котят сосунов, питавшихся молоком своих матерей, убивали по 2 гловы через 10; 15; 20 дней. Из паренхиматозных органов, в том числе и мозга готовили суспензию с добавлением 100 тыс. ед. пенициллина и стрептомицина и вводили её внутрибрюшинно белым мышам (слепые пассажи). Через 7 суток белых мышей убивали, готовили мазки-отпечатки внутренних органов, которые фиксировали и окрашивали по Романовскому. При этом выполняли 2-3 пассажа. Было выявлено наличие токсоплазм в органах белых мышей, заражённых материалом от котят, получавших молоко в течение 10; 15; 20 дней после заражения кошек.
Наши данные подтверждают материалы Y.Omata et al. (1994), J.Dubey et al. (1995, 1996), C.Powell et al. (2001) о возможности заражения новорожденных котят через молоко.
