Содержание к диссертации
Введение
Обзор литературы 12
1 Систематическое положение, биология, штаммовые особенности и распространение цистного и альвеолярного эхинококков 13
1.1 Систематическое положение E.granulosus и E.multilocularis 13
1.2 E.granulosus: штаммовые особенности, цикл развития, морфология личиночной и половозрелой стадий возбудителя 14
1.2.1 Штаммовые особенности E.granulosus 14
1.2.2 Цикл развития, морфология личиночной и половозрелой стадий E.granulosus 19
1.3 E.multilocularis: штаммовые особенности, цикл развития, морфология личиночной и половозрелой стадий возбудителя 35
1.3.1 Штаммовые особенности E.multilocularis 35
1.3.2 Цикл развития, морфология личиночной и половозрелой стадий E.multilocularis 36
1.4 Географическое распространение E.granulosus и E.multilocularis 37
2 Химиотерапия и моделирование ларвальных эхинококкозов 41
2.1 Химиотерапия ларвальных эхинококкозов 41
2.2 Лабораторные модели ларвальных эхинококкозов 50
Собственные исследования 57
1 Материалы и методы исследований 57
1.1 Материалы и объём исследований 57
1.2 Методы исследований 59
1.2.1 Метод моделирования инвазии E.multilocularis 59
1.2.2 Метод моделировании инвазии E.granulosus 60
1.2.3 Метод экспериментальной химиотерапии инвазии E.multilocularis 62
1.2.4 Методы экспериментальной химиотерапии инвазии E.granulosus 64
2 Результаты исследований и их обсуждение 70
2.1 Эффективность нокодазола при экспериментальном ларвальном альвеококкозе 70
2.2 Эффективность нокодазола при экспериментальном ларвальном цистном эхинококкозе 80
Заключение 92
Выводы 97
Практические рекомендации 98
Список литературы 100
- Систематическое положение E.granulosus и E.multilocularis
- E.multilocularis: штаммовые особенности, цикл развития, морфология личиночной и половозрелой стадий возбудителя
- Метод моделирования инвазии E.multilocularis
- Эффективность нокодазола при экспериментальном ларвальном альвеококкозе
Систематическое положение E.granulosus и E.multilocularis
Echinococcus granulosus – первый описанный представитель Echinococcus sp. В течение многих лет отмечены значительные различия между популяциями E.granulosus в разных географических регионов у хозяев разных видов. Описанные различия включали такие характерные особенности, как морфология, биохимия, физиология, патогенность, характер развития и инвазивность для человека и домашних животных [Thompson R.C.A., McManus D.P., 2002]. В течение нескольких лет неоднократно подчёркивалась важность штаммовой изменчивости возбудителя в эпидемиологии эхинококкоза. Подтверждения существования штаммов, их дифференциация и характеристика считаются неотъемлемыми для эффективного контроля над эхинококкозом [WHO/FAO/OIE, 2011]. Программы контроля, связанные с регулярным медикаментозным лечением собак, должны проводиться с учётом того факта, что штаммы E.granulosus различаются по скорости созревания и началу выделения яиц, как, например, в Швейцарии и Австралии [Kumaratilake L.M. et al., 1986; Kumaratilake L.M. et al., 1983; Thompson R.C.A. et al., 1984]. Необходимо учитывать различия в клиническом проявлении, патоген-ности и инвазионности для человека разных штаммов. В Великобритании лошадиный штамм E.granulosus не инвазивен для человека, тогда как население страны высоко восприимчиво к инвазии овечьим штаммом [Thompson R.C.A., 1977; Thompson R.C.A., 1976; Thompson R.C.A., Smyth J.D., 1976]. В Северной Америке лесной штамм эхинококка является причиной неопасной инвазии у человека [Wilson J.F. et al., 1968]. Этому можно противопоставить ситуацию в Кении и Ливии, где существует высокоинвазионный штамм Е. granulosus [Gebreel A.O. et al., 1983; French С.М et al., 1982]. Различия в антигенных характеристиках между штаммами Е. granulosus будут иметь значение для иммунодиагностики эхинокок-коза в различных странах [Lightowlers M.W. et al., 1984; Gottstein В. et al., 1983; Cameron T.W.M., 1960].
Не исключена возможность того, что вакцина, созданная против одного штамма E.granulosus, может не защищать от инвазии другим штаммом [Thompson R.C.A., 1986]. Выдвинута гипотеза о том, что штаммы эхинококка могут различаться по своему ответу на одни и те же химиотерапевтиче-ские агенты [Kammerer W.S., Schantz P.M., 1984; Schantz P.M. et al., 1982; Saimot A.G. et al., 1981]. Она основана на детальной информации о биохимических различиях между штаммами. Например, показано изменение активности некоторых ферментов у разных штаммов эхинококка. Эти данные могут иметь значение при создании новых химиотерапевтических препаратов, способных ингибировать активность одного или нескольких ферментов, катализирующих энергосинтетические реакции эхинококков [McManus D.P., Smyth J.D., 1982]. Поэтому выявление новых штаммов и уточнение статуса уже существующих, их идентификация, эпидемиологическая и эпизоотологическая характеристика рассматриваются в настоящее время как предпосылка для разработки более совершенных систем борьбы с эхинококкозом. Таким образом, использование морфологии паразита в качестве единственного критерия дифференциации при изучении видообразования более не считается надёжным подходом, и теперь особое значение придаётся тому, чтобы использовать морфологические критерии совместно с более объективными: генетическими, биохимическими, особенностями развития, эпидемиологии, географического распространения, специфичности в отношении хозяина и др. Поскольку половозрелые формы всегда паразитируют у псовых, личинки (метацестоды) различных «штаммов» или генотипических популяций оказываются адаптированными к определённым домашним и диким травоядным хозяевам, включая овец, крупный рогатый скот, свиней, лошадей и диких олений. Однако у определённых вариантов популяции паразита специфичность по отношению к хозяевам чрезвычайно варьирует. Молекулярные исследования выявили, что генетическое различие следует понимать как адаптированные к хозяину штаммы E.granulosus, сохранившиеся и постоянно присущие изолятам из промежуточных хозяев разных видов во всем мире [Thompson R.C.A., McManus D.P., 2002]. Это показано для овечьего, лошадиного, коровьего, свиного и верблюжьего генотипов в молекулярных эпидемиологических исследованиях в Австралии, Европе, Иране, Африке и Южной Америке [Thompson R.C.A., McManus D.P., 2002; Eckert J. et al., 2001]. Последние данные, основанные на характеристиках генома, в основном поддерживают предыдущие характеристики, основанные на морфологических и биологических критериях (рис. 1). Существуют, по крайней мере, 10 генетически различимых популяций внутри вида E.granulosus (табл. 1).
Образцы, характеризующие митохондриальные и геномные ДНК различных популяций, обеспечивают надёжными генетическими маркерами для дифференцирования между ними. «Овечий» генотип (G1) поддерживается в жизненных циклах, включающих собак и овец; он инвазивен для человека, крупного рогатого скота, коз, буйволов, свиней, кенгуру (промежуточные хозяева), а также для лисиц и некоторых других псовых (дефинитивные хозяева). Генетическая структура этого штамма высокостабильна благодаря его космополитному географическому распространению. Второй генотип (G2), слегка отличающийся от общего овечьего штамма в митохондриальной ДНК–последовательности, идентифицирован в Тасмании. Этот изолят имеет также морфологическое отличие и значительно сокращённый препатентный период у собак по сравнению с общим овечьим штаммом. «Лошадиный» генотип (G4) адаптирован к лошадям, ослам и собакам на всей территории Великобритании, в регионах Европы, Среднего Востока, Южной Америки и Новой Зеландии. Случаи заражения людей этим генотипом не описаны. Генотип «крупного рогатого скота» (G5) встречается у коров и собак в Западной Европе и у буйволов на Шри-Ланке и в Индии. Паразитарные кисты поражают главным образом лёгкие и характеризуются повышенной плодоносностью (в отношении протосколексов). «Верблюжий» генотип (G6) выявлен в регионах Среднего Востока и Северной Африки в жизненных циклах, включающих верблюдов и собак. «Свиной» генотип (G7), адаптированный к свиньям и собакам, охарактеризован по изолятам в Восточной Европе и может быть распространён гораздо шире
E.multilocularis: штаммовые особенности, цикл развития, морфология личиночной и половозрелой стадий возбудителя
Процесс вылупления включает две стадии: 1) пассивное распадение эмбриофора на блоки под действием протеолитических ферментов; 2) активацию онкосферы и её освобождение от онкосферной мембраны [Lethbridge R.C., 1980]. Условия вылупления онкосфер неспецифичны и не зависят от физиологических особенностей кишечника. Сформировавшаяся онкосфера билатерально симметрична, несёт три пары крючьев, мышечные волокна и железы, которые помогают ей в проникновении и продвижении внутри промежуточного хозяина (рис. 6). Он-косферы распространяются циркуляторными системами в разные места тела хозяина, где и претерпевают постонкосферное развитие до стадии зрелой ларвоцисты. В течение нескольких дней после того, как онкосферы достигнут окончательного места локализации, начинается развитие ларвоцисты. Идентифицированы 4 основных типа онкосферных клеток: 1) 2-ядерный медуллярный центр; 2) 8-ядерные железистые участки, разделённые на 3 типа онкосферных желёз: железу проникновения, секреторные клетки и малые железистые клетки; 3) 10 герминативных клеток; 4) 34 мышечные клетки, из которых 16 являются соматическими и 18 - мышцами крючьев (рис. 7). Активированная онкосфера характеризуется двигательной активностью тела и крючьев. Мышцы каждого из 6 крючьев организованы функционально в 3 следующие системы: 1) систему разгибания для вытягивания крючьев; 2) отводящую систему для сведения крючьев вместе к срединной плоскости билатеральной симметрии; 3) систему ретракции для втягивания крючьев в тело он-косферы. Движения онкосферы становятся координированными после полного развития комплексной мышечной системы [Swiderski Z., 1983] (рис. 8). Трансформация онкосферы в метацестоду сопровождается ростом и делением первичных герминативных клеток [Slais J., 1973].
Диаграмма инвазионной онкосферы E.granulosus (вид сверху), показывающая основное расположение пяти пар герминативных клеток в задней части тела онкосферы. [Swiderski Z., 1983] ПП - передний полюс, ЗП - задний полюс, ГК – герминативные клетки. Схематический вид онкосферы сверху, показывающий расположение и прикрепление основной мускулатуры крючьев [Swiderski Z., 1983]
Мышцы латеральных крючьев: 1 - протрактор, 2 - тензор, 3 - леватор, 4 - короткий аддуктор, 5 - длинный аддуктор, 6 - ретрактор и межкрючная мышца.
Мышцы срединных крючьев: 7 - протрактор, 8 - короткий аддуктор, 9 - медиальный аддуктор, 10 - тензор, 11 - леватор, 12 - короткий аддуктор, 13 - длинный аддуктор, 14 - ретракто-ры. ОБС - ось билатеральной симметрии, ПП - передний полюс, ЗП - задний полюс.
ra1970 a; Sakamoto Т., Sigimura M., 1970 b; Raush R.L., 1956] и in vitro [Heath D.D., Lawrence S.B., 1976] показали, что онкосфера эхинококка быстро подвергается ряду превращений в течение первых 10-14 дней, включая клеточную пролиферацию, дегенерацию онкосферных крючьев, мышечную атрофию, везикуляцию с формированием центральной полости, а также развитие герминативной и кутику-лярной (слоистой или хитиновой) оболочек (рис. 9). Этот процесс включает дегенерацию онкосферной стадии и наступление стадии везикулярной метацестоды, которая растёт экспансивно путём концентрического роста. Гидатидные цисты увеличиваются в диаметре со скоростью 1-5 см в год в зависимости от ещё неизвестных факторов. Формирование протосколексов в ларвоцистах у белых мышей происходит не ранее 4 мес. после заражения и может занимать у овец и других промежуточных хозяев более 1 года (рис.10). Полностью развитая метацестода E.granulosus (гидатида, гидатидная циста, ларвоциста) представляет собой заполненную жидкостью однокамерную кисту (рис. 9). Однако могут быть и многокамерные кисты. Заполняющая полость эхинококковой кисты жидкость (гидатидная жидкость) является продуктом секреции клеток герминативной оболочки и содержит необходимые для паразита питательные вещества и продукты его метаболизма. Она представляет собой смесь продуктов обмена паразита в транссудате крови хозяина. Состав гидатидной жидкости не является строго постоянным. В ней содержатся аминокислоты (лейцин, изолейцин, тирозин, метионин, глицин, аланин, аргинин, валин, пролин, триптофан, треонин, фенилаланин, серин, глута-миновая кислота), белки и продукты их обмена (количество белка варьирует от 7,5 до 227 мг%), ферменты (гликолитические и протеолитические), мочевина, мочевая кислота, креатинин, липиды и продукты их обмена (муравьиная, уксусная, пропионовая, валерьяновая и высшие жирные кислоты: холестерин, инозит, лети-цин, холин, бетаин), углеводы и продукты их обмена (гликоген, глюкоза; янтарная, молочная и пировиноградная кислоты), витамины, неорганические соединения (хлористый натрий в концентрации 5,96 %), калий, кальций, аммонийные соли) [Кротов А.И., Коваленко Ф.П., 1974]. Структурно ларвоциста эхинококка состоит из внутреннего герминативного (зародышевого) слоя синцитиальных кле 142793 Рисунок 9 – Схема строения зрелой ларвоцисты цистного эхинококка [Коваленко Ф.П., 1998]
Метод моделирования инвазии E.multilocularis
Во втором опыте, определяли эффективность внутрибрюшинных инъекций нокодазола на терминальной стадии инвазии (с выраженным вздутием брюшка за счёт растущих ларвоцист E.granulosus). 7 мышей начинали лечить через 11,5 мес. после заражения. Препарат вводили 2 раза в неделю с интервалом между инъекциями в 3-4 дня; продолжительность курсов лечения составляла 4-32 дня. Всего животные получили по 2–8 инъекций нокодазола в суммарной дозе на курс 14– 126 мг/кг. Режим дозирования нокодазола у каждого животного был индивидуальный. Дозы и сроки введения препарата зависели от индивидуальной динамики коллапса ларвоцист у каждой леченой мыши, что чётко отражалось в динамике снижения веса тела каждого животного в процессе лечения. При выраженном снижении веса тела животного инъекции не проводили и возобновляли после стабилизации веса его тела. Каждое животное, меченное индивидуальной меткой, взвешивали ежедневно 1 раз в день в течение 11–81 дней после начала лечения. Мышей вскрывали через 12–14 мес. после заражения (33–81 день после начала лечения) и определяли у каждой общую массу выявленных ларвоцист эхинококка (МЛ), показатель коллапса ларвоцист (ПКЛ), количество, максимальный диаметр, жизнеспособность и показатели зрелости всех ларвоцист. Жизнеспособность ларвоцист эхинококка оценивали при микроскопическом исследовании свежих нативных препаратов на наличие и выраженность деструктивных изменений зародышевых элементов. [Коваленко Ф.П., 1998]. Параметры индивидуального режима лечения нокода-золом гиперинвазии E.granulosus на терминальной стадии представлены на рисунках (рис. 29, 30, 31, 32, 33, 34, приложение; рис. 46).
После окончания обоих опытов у леченых мышей определяли визуально наличие субстанции нокодазола в подкожной клетчатке после сепарирования участков кожи в местах инъекций ВСН на дорзальной и вентральной поверхностях тела, а также на серозных поверхностях брюшной полости животных.
Для определения статистической достоверности различий между полученными количественными показателями в исследовании эффективности лечении использовали таблицы сопряжённости с вычислением значения критерия 2. Расчёты проводили с помощью статистического критерия Стьюдента.
Эффективность парентеральных инъекций нокодазола изучали на патогенетически разных моделях ларвального альвеококкоза – у золотистых хомяков, джунгарских хомячков, хлопковых и белых крыс на поздней стадии инвазии.
Экспериментальный альвеококкоз золотистых хомяков характеризовался медленным, доброкачественным ростом ларвоцист по типу однокамерного эхинококка, без экзогенной пролиферации клеток герминативной оболочки паразита и формированием выраженной соединительнотканной капсулы хозяина (рис. 35 А, Б, приложение). У золотистых хомяков к началу лечения СИМЛ составляла 2,08 г (3,9 % от СВТХ) (табл. 5). Результаты вскрытия леченых животных показали, что после однократного внутрибрюшинного введения нокодазола хомякам в суточных дозах 0,5 и 0,25 г/кг все ларвоцисты альвеококка у леченых животных погибали через 8-11 дней после инъекции препарата, тогда как мебендазол в дозе 0,25 г/кг был неэффективным. У двух животных (хомяки № 1 и 6), получивших нокодазол в дозах 0,50 и 0,25 г/кг и вскрытых соответственно через 7 и 10 дней после введения препарата, все выявленные ларвоцисты альвеококка были погибшими (рис. 36). При вскрытии остальных леченых хомяков в более поздние сроки выявлена полная деструкция паразитарных ларвоцист у всех леченых животных. У двух хомяков (№№ 6 и 9), получивших нокодазол в дозе 0,25 г/кг и вскрытых через 10 и 25 дней после введения препарата, под кожей выявлены конгломераты погибших зрелых ларвоцист альвеококка (рис. 36). СМЛ у животных, леченых нокодазолом, составила 1,67 г (3,0 % от СВТХ). Под влиянием нокодазола ИТРПЛ достигал 100 % (табл. 5). Из 5 хомяков, получивших мебендазол в дозе 0,25 г/кг, лишь у одного животного (хомяк № 16) в брюшной полости выявлены погибшие ларвоцисты альвеококка массой 0,52 г, однако у того же животного под кожей был обнаружен конгломерат живых зрелых паразитарных ларвоцист массой 1,81 г (рис. 36). СМЛ у золотистых хомяков, леченных мебендазолом, составила 2,15 г (4,0 % от СВТХ) (табл. 6, приложение). У контрольных хомяков, вскрытых к
Обозначения: доза инвазионного материала (ИМ) при заражении, число микроскопических ацефалоцист альвеококка на 1 животное; - исходная продолжительность инвазии (до начала лечения) - ИПИ; животных заражали внутрибрюшинно ацефалоцистами E.multilocularis; доза инвазионного материала составляла 500 ацефалоцист на 1 хомяка; животных вскрывали в разные сроки в течение 1 мес. после введения препаратов; препараты вводили внут-рибрюшинно, однократно через 64 дня после заражения; день вскрытия животных после введения препарата; исходная масса паразитарных ларвоцист; масса живых ларвоцист; масса погибших ларвоцист; индивидуальный номер золотистого хомяка; показатель коллапса ларвоцист. концу 3 мес. после заражения, все ларвоцисты были живыми, зрелыми; СМЛ у них составляла 2,24 г и достигала 4,6 % от СВТХ (табл. 5). Полученные данные свидетельствуют о гораздо более высокой биодоступности нокодазола в сравнении с мебендазолом при парентеральном применении в одинаковых условиях эксперимента. Как видно из рисунка 36, введённый в брюшную полость нокода-зол вызвал резкий коллапс ларвоцист альвеококка и быструю гибель зародышевых элементов паразита (микроскопических ацефалоцист и протосколексов). Значения ПКЛ у животных, получивших нокодазол в дозе 0,5 г/кг, варьировало от 23,7 % (хомяк № 4) до 30,0 % (хомяк № 2) (среднее значение ПКЛ 26,5 %), а у хомяков, получивших нокодазол в дозе 0,25 г/кг, ПКЛ колебалось в пределах 24,0 % (хомяк № 8) - 31,5 % (хомяк № 6) (среднее значение ПКЛ 27,4 %) (рис. 36). Полученные данные показали, что гибель ларвоцист под влиянием нокодазола у животных с интенсивной инвазией сопровождалась высоким значением показателя коллапса, величина которого не зависела от дозы препарата.
Экспериментальный альвеококкоз джунгарских хомячков характеризовался медленным, но злокачественным течением инвазии с экзогенной пролиферацией клеток герминативной оболочки и формированием слабовыраженной соединительнотканной капсулы хозяина. У всех животных с гиперинвазией однократная внутрибрюшинная инъекция нокодазола в дозе 0,25 г/кг была губительной почти для всех выявленных при вскрытии паразитарных ларвоцист (рис. 37, приложение). У джунгарских хомячков к началу лечения СИМЛ составила 4,91 г (21,7 % от СВТХ) (табл. 5). При вскрытии через 27 дней после инъекции нокода-зола у хомячка № 4 в 2 из 5 выявленных в брюшной полости конгломератов погибших ларвоцист альвеококка общей массой 2,36 г обнаружены две микроскопические выводковые капсулы с 200-300 живыми зрелыми ввёрнутыми про-тосколексами. У хомячков №№ 1 и 2 в выявленных в брюшной полости ларво-цистах общей массой 6,38 г удалось найти по 1 живому ввёрнутому протоско-лексу на каждое животное.
Эффективность нокодазола при экспериментальном ларвальном альвеококкозе
Однако радом авторов установлена большая чувствительность ларвального эхинококка к мебендазолу, чем к албендазолу [Xiao S.H. et al., 2002; Xiao S.H. et al., 1994; Xiao S.H. et al., 1991; Xiao S.H. et al., 1990]. Анализ результатов химиотерапии цистного эхинококкоза албендазолом и мебендазолом в 6 клинических центрах 5 европейских стран (Италия, Болгария, Румыния, Греция, Турция) за последние 30 лет показал, что оценка эффективности этих препаратов оказалась существенно завышенной; так, 40 % всех паразитарных ларвоцист, считавшихся погибшими, через 2 года после лечения вновь становились активными [Stojkovic M. et al., 2009]. Попытки повысить биодоступность препаратов группы карбаматбен-зимидазолов путём создания экспериментальных лекарственных форм не дали ожидаемых результатов [Chiba Y. et al., 1991; Daniel-Mwambete K. et al., 2004, Daniel-Mwambete K. et al., 2003] Отсутствие же более эффективных специфических средств диктует необходимость изыскания новых противоэхинококковых препаратов и совершенствованию лекарственных форм известных карбаматбен-зимидазолов [Щербаков А.А., 1993].
Учитывая актуальность этой проблемы, нами проведены исследования по дальнейшему изучению противоэхинококковой активности известного противоопухолевого препарата группы карбаматбензимидазолов - нокодазола на экспериментальных моделях цистного эхинококкоза у белых мышей и альвеолярного эхинококкоза у золотистых хомяков, джунгарских хомячков, белых и хлопковых крыс на поздней стадии инвазии.
Терапевтическую активность нокодазола при подкожном и внутрибрюшин-ном введении изучали на модели цистного эхинококкоза у белых мышей. Препарат в виде водной суспензии вводили на поздней стадии инвазии E.granulosus. В первом опыте лечение начинали через 7,5 мес. после внутрибрюшинного заражения протосколексами. Нокодазол вводили подкожно сериями 10-15 инъекций в день 2 раза в неделю в течение 4 мес. в постепенно повышаемых суточных дозах 5–20 мг/кг (всего 32 серии инъекции в суммарной дозе 0,4 г/кг). С целью выявления возможного рецидива инвазии срок вскрытия животных был отдалён на 3 мес. после окончания лечения. Во 2 опыте мышей начинали лечить нокодазолом внут 94 рибрюшинными инъекциями через 11,5 мес. после заражения. Препарат вводили в течение 4–32 дней (всего животные получили 2–8 инъекций нокодазола в суммарной дозе 14–126 мг/кг). Животных вскрывали через 12–14 мес. после заражения. Максимальное отдаление срока вскрытия животных после окончания лечения достигало 2,5 мес. Результаты вскрытия мышей, леченных подкожными инъекциями нокодазола, показали, что среди 24 леченых мышей у 17 (70,8 %) животных все или подавляющие большинство ларвоцист были погибшими. Среди полностью излеченных мышей были животные с массой погибших ларвоцист составлявшей 36,9 % от массы тела хозяина. Во втором опыте результаты вскрытия белых мышей, получавших внутрибрюшинные инъекции нокодазола в суточных дозах 10,9–15,7 мг/кг (средняя суточная доза – 13,1 мг/кг) показали, что у мышей, получивших ВСН в суммарной дозе ДВ 87–126 мг/кг и вскрытых через 33–81 день после начала лечения, все выявленные ларвоцисты эхинококка были погибшими и представляли собой аморфные спаянные с окружающими тканями хозяина образования состоявшие из полностью спавшихся паразитарных ларвоцист, содержавших разрушенные герминативный слой и зародышевые элементы (про-тосколексы и дочерние ацефалоцисты) массой 8,1–10,4 г и составлявших 22,7– 31,0 % от веса тела животного. Губительное действие нокодазола сопровождалось выраженным коллапсом ларвоцист (показатель коллапса ларвоцист у всех излеченных животных составлял 57,5–75,9 %). У 3 (42,8 %) мышей коллапс ларвоцист после 4–8 дней лечения (ПКЛ = 44,1–51,0 %) оказался несовместимым с жизнью животных, павших от анафилактического шока.
Терапевтическую активность нокодазола при внутрибрюшинном, подкожном и внутримышечном введении изучали на 4 патогенетически разных моделях ларвального альвеококкоза: у золотистых хомяков (Mesocricetus auratus), джун-гарских хомячков (Phodopus sungorus campbelli Thomas), белых крыс (Rattus rattus albus) и хлопковых крыс (Sigmodon hispidus) на поздней стадии инвазии E.multilocularis. Нокодазол вводили внутрибрюшинно, внутримышечно или подкожно в суточных дозах 0,125–0,5 г/кг при 1–8-кратных инъекциях. Препаратом сравнения служил мебендазол. У золотистых хомяков 1-кратное внутрибрюшинное введение нокодазола в суточных дозах 250 и 500 мг/кг вызвало гибель всех ларвоцист альвеококка, тогда как мебендазол в дозе 500 мг/кг оказался неэффективным. У джунгарских хомячков 1-кратная внутрибрюшинная инъекция нокода-зола в дозе 250 мг/кг была губительной для ларвоцист альвеококка у 3 (75,0 %) из 4 животных. У белых крыс нокодазол, введённый внутрибрюшинно однократно в дозе 125 мг/кг, не вызывал гибели всех ларвоцист альвеококка, но угнетал их рост на 94,4 %. В группах хлопковых крыс, получивших нокодазол внутримышечно и подкожно 8-кратно в суточных дозах 125 и 200 мг/кг соответственно, у всех леченых животных выявленные ларвоцисты альвеококка были погибшими. Гибель ларвоцист под влиянием нокодазола у животных, с интенсивной инвазией сопровождалась высоким показателем коллапса, который не зависел от дозы препарата.
Выявленная высокая эффективность подкожных серийных противоопухолевого препарата нокодазола обосновывает целесообразность испытания этого препарата на лабораторных моделях других паразитозов и злокачественных опухолей, в аспекте его применения в клинических условиях методом мезотерапии.
Выявленная высокая терапевтическая активность повторных подкожных инъекций противоопухолевого препарата нокодазола в низких суточных дозах при экспериментальных инвазиях E.granulosus и E.multilocularis на поздней стадии инвазии и способность субстанции нокодазола подвергаться полной резорбции из места инъекции (истощение возобновляемых микродепо нокодазола) до формирования соединительнотканной капсулы вокруг препарата открывают перспективу подкожного применения нокодазола в клинических условиях для лечения паразитарных заболеваний и злокачественных опухолей путём множественных точечных инъекций больному с интервалом в 3–4 дня с количеством вводимой субстанцией нокодазола на одну инъекцию 1–2 мг. Такому решению проблемы полностью соответствует принятый в настоящее время в косметологии и разрешённый к клиническому применению в Российской Федерации метод мезоте-рапии (приказ министра здравоохранения РФ № 113 от 10.04.2001 г. О введении в действие отраслевого классификатора «Простые медицинские услуги»). Суть метода мезотерапии раскрывает нижеследующее. Инъекция как один из способов введения препаратов имеет огромное значение в практической медицине, поскольку далеко не все вещества способны пройти через барьерные системы нашего организма. С помощью иглы лекарство может быть доставлено: в кровь, мышцы, суставы, в толщу кожи или подкожно. Последний вариант, подразумевает инъекционное введение лекарственных средств на глубину 4–10 мм (дерма, подкожная жировая клетчатка). В 50-х годах XIX века немецкий учёный Альберт Флекенштейн, изучавший механизм передачи нервного импульса и электрического потенциала клеточных мембран, применил технику мезотерапии для лечения боли. Возможности лечения других патологий с помощью этого метода показал французский врач Мишель Пистор [Деев А.И. и др., 2007; Озерская О.С., 2011], который предложил название и обосновал успешность применения этого метода: «Действие на ткани, происходящие из мезодермы, настолько значительно, что всем этим способом лечения следовало бы дать общее наименование – мезотера-пия (от греческого - mesos – cредний и therapia - лечение). Концепцию мезотера-пии он постулировал следующими критериями: «мало, редко и в нужное место».
