Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы 11.
1.1. Морфо-функциональные изменения крови в процессе её хранения 11.
1.2. Теоретические предпосылки использования антиоксидантов как гемопротекторов в аспекте консервации донорской крови и её компонентов 24.
ГЛАВА 2. Материал и методы исследования 33.
2.1. Характеристика экспериментального материала 33.
2.2. Характеристика лабораторных методов исследования и статистическая обработка материала
ГЛАВА 3. Результаты исследования 44.
3.1. Влияние 3-оксипиридина сукцината и отрицательных аэроионов кислорода на перекисное окисление и антиоксидант-ный статус донорской крови и эритроцитной массы при их хранении 44.
3.2. Влияние 3-оксипиридина сукцината и отрицательных аэроионов кислорода на морфо-функциональное состояние эритроцитов и их мембран при хранении консервированной крови и эритроцитной массы 63.
3.3. Влияние 3-оксипиридина сукцината и отрицательных аэроионов кислорода на качество трансфузионной среды при хранении консервированной крови и эритроцитной массы 71.
ГЛАВА 4. Обсуждение результатов исследования 84.
Выводы 87.
Практические рекомендации 99.
Библиографический список 100.
- Теоретические предпосылки использования антиоксидантов как гемопротекторов в аспекте консервации донорской крови и её компонентов
- Характеристика лабораторных методов исследования и статистическая обработка материала
- Влияние 3-оксипиридина сукцината и отрицательных аэроионов кислорода на морфо-функциональное состояние эритроцитов и их мембран при хранении консервированной крови и эритроцитной массы
- Влияние 3-оксипиридина сукцината и отрицательных аэроионов кислорода на качество трансфузионной среды при хранении консервированной крови и эритроцитной массы
Теоретические предпосылки использования антиоксидантов как гемопротекторов в аспекте консервации донорской крови и её компонентов
Как только кровь покинула сосудистое русло донора и была стабилизирована и консервирована, начинаются необратимые процессы «старения» крови. Факторами повреждения выступают условия искусственной среды, неизбежные перепады температур, неконтролируемое перемешивание, влияние примесей. Закономерные изменения крови, помещенной в искусственную среду гемокон-серванта, можно отнести к категориям обратимых и необратимых (Никитин И.К., Козинец Г.И., 2002).
Необратимыми факторами повреждения являются: снижение концентрации АТФ на 80-90 % (при этом гликолиз невозможен), проникновение внутрь клетки Са++ из мембран, истощение запасов липидов в клеточной мембране, сфероцитогенез, гемолиз, а обратимыми измененими — уменьшение содержания АТФ в эритроцитах до 50 %, резкое снижение концентрации 2,3-ДФГ, выход ионов калия из клеток, появление тутовых форм эритроцитов, потеря аг-глютинабельности (Аграненко В.А., 1982 и 1983; Жибурт Е.Б., 2004).
Различные клетки периферической крови в условиях консервирования проявляют различную устойчивость к физико-химическим воздействиям окру жающей среды. Эритроциты человека можно сохранить (благодаря снижению активности обмена веществ) в течение нескольких недель в полноценном со стоянии, консервируя при температурах 2-4С. Постепенно происходит сни жение физиологической полноценности эритроцитов, и в первую очередь стра дает их кислородно-транспортная функция. В зависимости от используемого консерванта кислородно-транспортная функция эритроцитов консервированной крови сохраняется в течение 5—20 суток. После переливания консервирован ной крови длительных сроков хранения (10 суток и более) эта функция эритро цитов in vivo восстанавливается через 16—18 ч. В консервированной крови к последнему 21 дню хранения остаются жизнеспособными 70—80 % эритроцитов. В процессе стабилизации и хранения донорской крови накапливаются высвобождающийся при разрушении клеток свободный гемоглобин и калий; нарастает уровень аммиака и молочной кислоты; снижается рН крови; эритроциты изменяют свою форму, частично теряют свой электрокинетический потенциал, что способствует образованию микроагрегатов. В результате совокупных изменений до 25 % клеточных элементов консервированной крови после переливания депонируются и секвестируются в микроциркуляторном русле, что делает ее использование при острой кровопотере и анемии нецелесообразным.
Лейкоциты и тромбоциты- клетки ядерные, с более сложной морфологической структурой и различными функциями – при тех же температурных условиях сохраняются полноценными лишь в течение нескольких дней. Вторые сутки знаменуются утратой физиологической полноценности лейкоцитов и тромбоцитов, разрушением антигемофильного глобулина, гранулоциты не способны к фагоцитозу через 24-48 ч. Поэтому для длительного консервирования этих клеток используют метод хранения в условиях глубокого холода, полностью подавляющего метаболизм клеток. Активность факторов свертывания уменьшается по мере увеличения сроков хранения. Так, уже через 6-7 часов хранения при комнатной температуре (180С–220С) активность факторов V и VII практически сведена к нулю (Шевченко Ю.Л. и Жибурт Е.Б., 2000; Жибурт Е.Б. и соавт., 2005; Agranenko V.A., Tibilova. N. N., 1991).
Эритроцит — высокоспециализированная клетка, основной функцией которого является перенос кислорода от легких к тканям. Поэтому полноценность качества эритроцита определяется 2 факторами: способностью связывать большое количество кислорода и способностью нормально циркулировать в кровотоке. Связывание кислорода обеспечивается за счет высокого содержания в эритроците гемоглобина. Концентрация гемоглобина в эритроците устанавливается в процессе его созревания и далее практически не изменяется (Моисеева О.И., 1986; Альбертс Б. и соавт., 1994). Эритроциты, полученные от доноров, имеют нормальное содержание гемоглобина, которое практически не меняется при хранении. В ходе хранения заметно увеличивается сродство гемоглобина к кислороду, в связи с уменьшением концентрации 2,3-ДФГ в клетках. Во время хранения крови, в эритроцитах продолжают происходить процессы обмена веществ. Для поддержания структуры эритроцита при хранении необходимо поступление основного субстрата метаболизма – глюкозы; при этом в процессе гликолиза происходит непрерывный синтез двух молекул АТФ и постоянное образование конечного продукта – молочной кислоты, что приводит к «закислению» крови – снижению рН и ухудшению биохимического статуса клеток. Однако до определенного времени эритроциты могут компенсировать этот процесс и синтезировать необходимое количество АТФ (Agranenko V.A., Tibilova. N. N., 1991). На ранних стадиях хранения в эритроцитах происходит активация гликолиза, вызванная, по-видимому накоплением в клетке ионов натрия и активацией транспортной Na, K- АТФазы. При длительном хранении по мере снижения пула аденилатов сильно уменьшаются скорость гликолиза. Изменяя величину пула аденилатов эритроцит может регулировать взаимодействие между АТФ-производящей системой (гликолизом) и системами, потребляющими АТФ, в том числе и транспортной Na, K- АТФазой. В свою очередь Na, K- АТФаза обеспечивает регуляцию концентраций внутриклеточных ионов и клеточного объема. В свете этих данных становится понятным, почему частичное, но необратимое разрушение пула аденилатов в консервированных эритроцитах приводит к потере их жизнеспособности. К 21 суткам хранения в эритроцитах содержится 70 % АТФ от её содержания на момент забора крови, что коррелирует с их 70 % приживаемостью в русле реципиента (Agranenko V.A., Tibilova. N. N., 1991. Эта величина приживаемости является международным критерием пригодности эритроцитов для трансфузий.
Кислородно-транспортная функция эритроцитов тесно коррелирует и зависит во многом от содержания 2,3-ДФГ в клетке. Количественной мерой этой функции является Р50 (показатель напряжения кислорода, при котором кровь насыщена кислородом на 50 %). По данным V. A. Agranenko и N. N. Tibilova (1991) АТФ связана с гемоглобином и оказывает некоторое влияние на процесс отдачи кислорода тканям. Однако основное значение имеет 2,3-ДФГ, который считается ответственным за кислородно-транспортную функцию эритроцитов in vitro. По мере увеличения сроков хранения крови происходит повышение сродства гемоглобина к кислороду, снижение концентрации АТФ, быстрое снижение концентрации 2,3-ДФГ и величины Р50, которая к 7–14 дню достига ет 50 % от исходного уровня, т.е. происходит снижение кислородно транспортной функции эритроцитов, в результате чего они не реализуют эту функцию на уровне микроциркуляции. При консервировании на уровень 2,3 ДФГ влияет кислотно-щелочное состояние, а именно снижение pH крови в ре зультате ее закисления. Закисление крови присходит уже изначально, когда в качестве гемоконсервантов используют смеси, содержащие кислый цитрат натрия. В последующем, при длительном хранении, дальнейшее закисление происходит за счет накопления молочной кислоты. Это приводит к уменьше нию концентрации 2,3-ДФГ в эритроцитах. Более высокий уровень pH ассоци ируется с большим содержанием 2,3-ДФГ.
Характеристика лабораторных методов исследования и статистическая обработка материала
Через семь суток хранения как в консервированной крови, так и в эритро-цитной массе наблюдали дальнейшее накопление ТБК-активных продуктов. Так, уровень МДА в плазме и эритроцитах консервированной крови возрос на 63 % (p 0,001) и на 143% (p 0,001) соответственно, а активность СРО — в 3,9 раза (p 0,001) и в 1,9 раза (p 0,001) в плазме и эритроцитах соответственно по сравнению с исходными данными. Увеличение уровней МДА на в 1,5 раза (p 0,001) и СРО на в 1,8 раза (p 0,0001) от исходных уровней в эритроцитной массе сопоставимо с таковыми изменениями данных показателей в эритроцитах консервированной крови.
Динамика уровня свободнорадикального окисления в эритроцитах, плазме консервированной крови и эритроцитной массе при хранении, % от исходного значения.
На второй неделе динамического наблюдения было выявлено дальнейшее нарастание интенсивности ПОЛ, что подтверждается достоверным увеличением уровня СРО в 4,2 раза (p 0,001) в плазме, в 2,4 раза (p 0,001) в эритроцитах консервированной крови и в 2,3 раза (p 0,001) в образцах эритроцитной массы. Регистрировался рост МДА в 0,8 раза (p 0,001) в плазме, в 2,3 раза (p 0,001) — в эритроцитах консервированной крови и в 2,5 раза (p 0,001) — в эритро-цитной массе по сравнению с исходными показателями.
На третьей неделе хранения образцов донорской крови наблюдалась некоторая стабилизация процесса ПОЛ, что проявилось в незначительном увеличении содержания МДА в плазме на лишь на 8 % (р 0,05) в плазме и эритроцитах соответственно относительно уровня 14 суток хранения на фоне продолжающейся активации свободнорадикального окисления. Уровень СРО на 21 сутки хранения в плазме возрос на 30 % (p 0,001), в эритроцитах — на 32 % (p 0,001) относительно уровня 14 суток хранения.
Динамика уровня малонового диальдегида в эритроцитах, плазме консервированной крови и эритроцитной массе при хранении, % от исходного значения.
Параллельно в образцах эритромассы установлено достоверное повышение интенсивности СРО в 2,6 раза (p 0,001) и содержания МДА — в 4,1 раза (p 0,001) от исходных. При продлении сроков хранения образцов донорской крови и ЭМ, заготовленной на гемоконсерванте «глюгицир», более 21 суток происходит многократное увеличение в плазме и эритроцитах содержания МДА (к 30 суткам - на 377% (p 0,001) и на 487% (p 0,001) от исходного уровня. Это сопровождается значительным ростом уровня СРО на 537% (p 0,001) и на 318% (p 0,001) от исходных данных.
Таким образом, полученные данные позволяют сделать нам заключение, что процесс хранения консервированной крови и эритроцитной массы сопровождается индукцией ПОЛ и накоплением вторичных его продуктов (рис. 3 и рис. 4). Сравнение динамики СРО и МДА показало, что несмотря на большую интенсивность радикалообразования в плазме, видимо, из-за естественного несовершенства плазменной антирадикальной защиты, в отличие от клеточной, МДА в ней накапливался медленнее, чем в эритроцитах. В эритроцитах же, как в крови, так и в массе, наблюдали противоположную тенденцию. При этом следует отметить, что в период с 14-е по 30-е сутки хранения накопление МДА в эритроцитах эритроцитной массы идет более интенсивно, чем в эритроцитах крови (рис. 4).
Полученные результаты согласуются с данными литературы о предельно возможном сроке хранения консервированной на гемоконсерванте глюгицир донорской крови и эритроцитной массы — 21 сутки, однако оптимальным следует признать срок — 7-14 суток.
Протекание реакций свободнорадикального окисления регламентируется системами антиоксидантной защиты, ведущую роль среди которых играет пул антиокислительных ферментов (Колесова О.Е., 1984). О состоянии ферментативного звена антиоксидантной системы эритроцитов на этапе хранения консервированной донорской крови судили по динамическому изменению уровня каталазной активности (табл. 4). К концу третьих суток рост активности фермента в плазме составил 77% (p 0,001), в эритроцитах консервированной крови — 60%, в образцах эритроцитной массы — 50%. Пик каталазной активности регистрировался в образцах 14 суток хранения: на 154 % в плазме (p 0,001), на 198% в эритроцитах (p 0,001), на 155% в эритроцитной массе (p 0,001) от исходных значений, что позволяло предположить нарастание образования перекиси водорода в результате усиления ПОЛ, на протяжении первых двух недель хранения. Повышенный уровень активности каталазы, следует рассматривать как компенсаторное явление в ответ на более выраженное усиление продукции свободных радикалов и интенсификацию ПОЛ. Прогрессирование ПОЛ на поздних сроках хранения, вероятно, связано с нарастающим дефицитом анти-оксидантной защиты. Так, в эритроцитах консервированной крови на 21 и 30 сутки хранения отмечено снижение активности каталазы на 29 % (p 0,001) и на 35 % (p 0,001), а в эритроцитной массе на 21% (p 0,001) и 23% (p 0,001) относительно образцов 14 суток хранения.
Примечание: p-достоверность различий с исходными данными. Повторный рост активности каталазы в плазме крови к 21 и 30 суткам относительно образцов 14 суток хранения объясняется интенсификацией гемолитических процессов с выходом внутриклеточных ферментов в плазму и как следствие, снижением коэффициента проницаемости мембран эритроцитов (на 28% и 39 % соответственно). Указанные изменения свидетельствуют о нарастающем дисбалансе в системе ПОЛ-антиоксиданты и приводят к срыву систем детоксикации в эритроцитах. Исследование ОАА характеризовалось значительным снижением в плазме и эритроцитах уже с первых часов после донации, усугубляющимся при дальнейшем хранении.
Влияние 3-оксипиридина сукцината и отрицательных аэроионов кислорода на морфо-функциональное состояние эритроцитов и их мембран при хранении консервированной крови и эритроцитной массы
При этом очевидно, что концентрации 3-ОПС 0,5 мг/мл и 1,0 мг/мл «не работают» так эффективно, как меньшая концентрация — 0,25 мг/мл. Не исключено, что для эффективного подавления ПОЛ веществом 3-ОПС необходим за 60 пуск неизвестных промежуточных звеньев антиоксидантного механизма, которые достижимы при концентрации 3-ОПС 0,25 мг/мл, но недостижимы при больших концентрациях, т.е., видимо, 3-ОПС действует на эритроциты опосредованно.
Корреляционный анализ между СРО и ОАА показал, что более высокий и длительный антиоксидантный статус крови с высоким содержанием 3-ОПС в консерванте 0,5 мг/мл (r=+0,472 и r=+0,534 для крови и эритромассы соответственно) и 1,0 мг/мл (r=+0,340 и r=+0,253 соответственно) не обеспечивал эффективной коррекции свободнорадикального окисления на поздних сроках хранения в отличие от 3-ОПС с содержанием его в глюгицире 0,25 мг/мл (r=– 0,817 (p 0,05) и r=–0,748 (p 0,05) соответственно). Это свидетельствовало о бесполезности повышения концентраций 3-ОПС выше 0,25 мг/мл.
Таким образом, применение экзогенного антиоксиданта 3-гидрокси-6-метил-2-этилпиридина сукцината в малой концентрации (0,25 мг/мл) позволяет эффективно регулировать процессы ПОЛ и уменьшать «нагрузку» на антиок-сидантные системы эритроцитов при их длительном хранении, в то время как большие его концентрации (0,5 мг/мл и 1,0 мг/мл) менее эффективны.
Проведен анализ динамики показате лей ПОЛ и АОС после барботажной аэроионизации крови. Применение барботажной аэроионизации оказывало нормализующее действие на процессы перекисного окисления липидов в эритроцитах на протяжении всего периода хранения. БАИ достоверно ингибировала образование токсичного продукта перекисного окис ления липидов — малонового диальдегида (табл. 10). В первые часы хранения уровень МДА в контрольных образцах эритроцитов консервированной крови и эритроцитной массы превышал этот показатель в образцах, подвергнутых БАИ на 13 % и 15 % соответственно, а к 21-м суткам хранения в эритроцитной массе и консервированной крови его концентрация была на 21 % (p 0,0001) соответственно меньше, чем в контроле. Угнетение генерации СРО при хранении образцов опытных серий объясняется антирадикальным эффектом БАИ. Максимальное подавление свободно-радикальных атак в эритроцитах приходится на поздние сроки хранения (21-30 сутки), тогда как в плазме достоверное снижение радикалообразования регистрировалось на протяжении всего периода хранения.
Достоверное повышение общей антиоксидантной активности плазмы во всех образцах после насыщения их отрицательными аэроионами кислорода относительно контрольных образцов, обусловлено корригирующим влиянием БАИ на антиоксидантную систему. В эритроцитах этот эффект был более выражен на третьей, четвертой неделях хранения. Исследования показали, что начальный этап традиционного хранения эритроцитов характеризуется индуктивным ростом активности ката-лазы. Повышенный уровень данного антиоксидантного фермента в эритроцитах контрольных серий следует рассматривать как ответ на более выраженное усиление продукции свободных радикалов и активацию ПОЛ относительно опытных серий (табл. 11).
В результате интенсивного расходования антиперекисного фермента ката-лазы в первые две недели хранения эритроцитов в дальнейшем развивается ее дефицит. Так, в эритроцитах консервированной крови 21 и 30 суток хранения отмечено достоверное снижение активности каталазы на 29 % (p 0,0001) и на 35 % (p 0,0001), в ЭМ на 21 % (p 0,0001) и 23 % (p 0,0001) относительно образцов 14 суток хранения.
Корригирующее влияние БАИ предупреждает развитие подобных процессов в опытной серии. Уровень каталазы в эритроцитах после БАИ в аналогичный период хранения оставался стабильным, превышая данный контрольный показатель на третьей-четвертой неделе на 20 % в эритроцитной массе и на 25 % в консервированной крови.
Изменения уровня ОАА и активности каталазы эритроцитов позволяют констатировать, что БАИК обладает незначительным антиоксидантным эффектом, который выше, чем у классического глюгицира, но значительно уступает 3-ОПС.
Представленные выше результаты могут свидетельствовать о прогрессиро-вании оксидантного стресса по мере увеличения срока хранения гемотрансфу-зионной среды. О повреждении клеточных мембран при хранении крови и эритроцитной массы свидетельствует повышение сорбционной способности эритроцитов (ССЭ), являющейся ключевым показателем функционального состояния мембран эритроцитов и отражающей их поглотительную способность. Достоверные её отличия стали появляться уже на 3-и сутки хранения и к 21-м суткам она возросла на 50% (p 0,001) и к 30-м — на 63% (p 0,001) (табл. 12). При этом КМП не претерпевала существенных изменений вплоть до 30-х суток.
Снижение функциональной активности клеток крови в условиях хранения приводит к их качественным изменениям, о чем свидетельствует появление в мазках крови клеток с признаками дегенерации и разрушения. На третьей-четвертой неделях хранения выявлен рост числа недискоидных клеток и гемо-лизирующихся форм (до 8-10 % от общего количества). Увеличение объема эритроцитов и их микровезикуляция в процессе хранения консервированной крови приводит к снижению их эритроцитов (Мовшев Б.И., Витвицкий И.Л. и др. 2001).
Влияние 3-оксипиридина сукцината и отрицательных аэроионов кислорода на качество трансфузионной среды при хранении консервированной крови и эритроцитной массы
Меньший уровень МДА по сравнению с контролем был в консервированной крови и эритромассе в присутствии 3-ОПС на всем протяжении хранения. Причем концентрации 0,5 мг/мл и 1,0 мг/мл не обеспечивают достаточного предупреждения радикалообразования в отличие от меньшей концентрации 3-ОПС (0,25 мг/мл).
К концу третьих суток рост активности каталазы в плазме составил 77 % (p 0,001), в эритроцитах консервированной крови — 60 %, в образцах эритро-массы — 50 %. Пик каталазной активности регистрировался в образцах к 14-м суткам хранения (рост в 1,5 раза (p 0,001) в плазме и в 2 раза (p 0,001) в эритроцитах, в 1,6 раза (p 0,001) в эритроцитной массе от исходных значений), что позволяет судить о нарастании образования перекиси водорода вследствие ПОЛ на протяжении первых двух недель хранения. В эритроцитах консервированной крови при добавлении 3-ОПС во всех изученных концентрациях до 3 суток хранения активность каталазы превышала контрольный уровень, а к 7–14 суткам сравнивалась с контролем.
Прогрессирование ПОЛ на поздних сроках хранения, вероятно, связано с нарастающим дефицитом факторов антиоксидантной защиты. Так, в эритроцитах консервированной крови на 21 и 30 сутки хранения отмечено снижение активности каталазы на 29 % (p 0,001) и на 35 % (p 0,001), в эритроцитной массе — на 21 % (p 0,001) и 23 % (p 0,001) относительно соответствующих показателей на 14-е сутки хранения соответственно. При использовании 3-ОПС в концентрации 0,5 мг/мл на 21 и 30 сутки активность каталазы была выше контрольного уровня. В плазме крови при этом она возрастала до 3 суток, а затем стабилизировалась, в отличие от контроля, где наблюдался прогрессивный рост активности каталазы в плазме, свидетельствующий о развитии гемолиза.
В эритроцитной массе на фоне добавления 3-ОПС в гемоконсервант наблюдалась сходная динамика показателя, но к 30 суткам более высокие уровни сохранялись при использовании 3-ОПС в концентрации 0,25 мг/мл и 0,5 мг/мл. В то же время, это свидтельствовало о том, что 3-ОПС в концентрации 0,25 мг/мл предотвращал появление большого количества перекиси водорода, в то время как в иных случаях этого не происходило.
Это подтверждается корреляционным анализом, показавшим соотношение динамик интенсивности СРО и активности КТ в эритроцитах крови и свиде-тельствовшем о преимуществах концентрации 3-ОПС 0,25 мг/мл в консерванте на поздних сроках хранения (r=–0,707; p 0,001) против контроля (r=–0,449) и концентраций 3-ОПС 0,5 мг/мл (r=+0,186) и 1,0 мг/мл (r=+0,156), при этом на ранних сроках корреляция была обратной.
К концу первой недели отмечено незначительное снижение ОАА, которое могло явиться следствием интенсивной активации антиоксидантов для подавления ПОЛ. Так, 3-ОПС в дозах 0,5 мг/мл и 1,0 мг/мл способен активировать ОАА в течение всего периода хранения консервированной крови и эритроцит-ной массы, в то время как в дозе 0,25 мг/мл — эффективность антиоксидантного воздействия до 14 суток была меньше. После этого срока в образцах с концентрацией 3-ОПС в 0,25 мг/мл ОАА превышала контрольные значения, но была ниже данных других серий опытных образцов. В то же время, ОАА в консервированной крови и эритроцитной массе к 30 суткам хранения была выше, чем в контрольных образцах. При этом 3-ОПС высоких концентраций после 7 суток хранения, хотя и вызывал рост ОАА, но не снижал уровень СРО в эритроцитах. Корреляционный анализ между СРО и ОАА показал, что более высокий и длительный антиоксидантный статус, крови и эритромассы с высоким содержанием 3-ОПС в консерванте 0,5 мг/мл (r=+0,472 и r=+0,534 для крови и эритромассы соответственно) и 1,0 мг/мл (r=+0,340 и r=+0,253 соответственно) не обеспечивал эффективной коррекции свободнорадикального окисления на поздних сроках хранения в отличие от 3-ОПС с содержанием его в глюгицире 0,25 мг/мл (r=–0,817 (p 0,05) и r=–0,748 (p 0,05) соответственно). Это свидетельствовало о бесполезности повышения концентраций 3-ОПС выше 0,25 мг/мл.
О повреждении клеточных мембран при хранении крови и эритроцитной массы свидетельствует повышение ССЭ, являющейся ключевым показателем функционального состояния мембран эритроцитов и отражающей их поглотительную способность. К 21 суткам хранения ССЭ увеличилась на 50 % (p 0,001), к 30-м — на 63 % (p 0,001) относительно исходного уровня. При этом наблюдали также снижение коэффициента проницаемости мембран эритроцитов консервированной крови. КПМ эритроцитов к 21 и 30 суткам снизился на 28 % (p 0,001) и 39 % (p 0,001) в крови и эритромассе соответственно относительно его значений на 14-е сутки, что объясняется дестабилизацией клеточных мембран в эти сроки. Это находит подтверждение в литературе, данные которой свидетельствуют, что накапливающиеся в избыточном количестве гидроперекиси, образующиеся в процессе ПОЛ (Синицина Н.Г., 1992; Попов А.П., 1994), обладают цитотоксическим эффектом (Жуков Н.А.,1989; Дубанский Н.В., 1991; Филлипенко П.С., 1992).
Процесс хранения донорской крови и ее компонентов всегда сопровождался увеличением проницаемости клеточной мембраны и сорбционной способности эритроцитов, что, вероятно, является следствием аккумулирования в клетках скрытых структурных повреждений.
По мере увеличения сроков хранения гемотрансфузионной среды эритроциты теряют способность противостоять осмотическим нагрузкам. Уже в первые 6 часов хранения, число осмотически неустойчивых эритроцитов достоверно многократно превышало исходные показатели. К третьим суткам хранения число осмотически неустойчивых эритроцитов возростало в 3 раза (p 0,0001) относительно первых суток.Нарастание доли осмотически неустойчивых эритроцитов в образцах консервированной крови на последующих этапах хранения свидетельствует о снижении резистентности эритроцитов к осмотическим нагрузкам. В образцах эритроцитной массы уже с первых часов происходит нарастание количества осмотически неустойчивых эритроцитов более чем в 22 раза. К концу срока хранения доля осмотически неустойчивых эритроцитов возрастает в более чем в 47 раз. Снижение резистентности клеток в гипо-осмотической среде свидетельствует о наличии поврежденных и функционально неполноценных форм со сниженной способностью приживаемости к цирку 94 ляции в кровеносном русле реципиента и склонности к возникновению гемолиза.
