Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Материалы и методы исследований 9
1.1. Материалы 9
1.2. Методы оценки фитосанитарного состояния производственных посевов овса
1.3. Методы лабораторных исследований 11
1.3.1. Выделение в чистую культуру и культивирование возбудителя красно-бурой пятнистости овса 11
1.3.2. Получение моноконидиальной культуры и описание культурально-морфологических признаков колоний гриба P. avenae 14
1.3.3. Разработка метода дифференциации популяций P. avenae по признаку вирулентности 15
1.3.4. Разработка лабораторного метода определения устойчивости овса к красно-бурой пятнистости 23
1.3.5. Изучение внутрипопуляционной изменчивости гриба P. avenae с использованием ДНК-маркеров (методом RAPD-PCR) 23
1.4. Методы оценки устойчивости в полевых условиях 27
1.4.1. Определение устойчивости сортов овса к красно-бурой пятнистости 27
1.4.2. Определение устойчивости сортов овса к септориозу... 28
1.4.3. Определение устойчивости сортов овса к палевой некротической пятнистости 28
1.4.4. Методы создания искусственного инфекционного фона к возбудителю красно-бурой пятнистости 30
1.5. Биометрическая обработка экспериментальных данных 32
1.6. Агрометеорологические условия 35
Глава 2. Распространение листовых пятнистостеи овса в северо-западном районе из РФ 39
2.1. Обзор литературы 39
2.1.1. Красно-бурая пятнистость 39
2.1.2. Септориоз 46
2.1.3. Палевая некротическая пятнистость, миротециоз 52
2.2. Распространение листовых пятнистостей 56
2.3. Морфолого-культуральные свойства гриба P. avenae 60
2.3.1. Внутривидовая дифференциация по морфолого-культуральным признакам 60
2.3.2. Морфология конидий возбудителя красно-бурой пятнистости 69
Глава 3. Анализ структуры популяций возбудителя красно-бурой пятнистости овса 72
3.1. Обзор литературы 72
3.2. Внутривидовая дифференциация популяций по признаку вирулентности 76
3.2.1. Создание набора сортов-дифференциаторов для изучения популяций P. avenae 77
3.2.2. Сравнительная характеристика популяций P. avenae по признаку вирулентности 87
3.3. Сравнительная характеристика популяций P. avenae по ДНК-маркерам 97
3.4. Обсуждение 107
Глава 4. Устойчивость овса к листовым пятнистостям 111
4.1. Обзор литературы 111
4.2. Устойчивость районированных и перспективных сортов овса к возбудителям пятнистостей 116
4.3. Характеристика устойчивости к листовым пятнистостям образцов овса из мировой коллекции ВИР 120
4.4. Характеристика устойчивости образцов овса к красно-бурой пятнистости на искусственном инфекционном фоне 126
4.5. Обсуждение 131
Выводы 135
Список литературы 137
Приложение 152
- Методы оценки фитосанитарного состояния производственных посевов овса
- Разработка лабораторного метода определения устойчивости овса к красно-бурой пятнистости
- Внутривидовая дифференциация по морфолого-культуральным признакам
- Сравнительная характеристика популяций P. avenae по признаку вирулентности
Введение к работе
Актуальность темы. Овес — одна из наиболее важных и распространенных зерновых сельскохозяйственных культур на земном шаре, занимающая около 20 млн. га пахотных земель. Значительный ущерб урожаю и ухудшению качества семян овса наносят болезни. По данным ФАО потери овса в мире от болезней составляют 9.3 % (Баталова, 2000).
Наиболее распространенными и вредоносными болезнями овса в Нечерноземной зоне являются: корончатая ржавчина, красно-бурая пятнистость, септориоз, палевая некротическая пятнистость, а также вирус желтой карликовости ячменя. В последние годы наблюдаемая тенденция в усилении вредоносности и широкого распространения гемибиотрофных патогенов на зерновых культурах также отмечена и для культуры овса.
За последние 10 лет в Ленинградской области по данным И. Г. Лоскутова (2003) произошли пять эпифитотий красно-бурой пятнистости (Pyrenophora avenae Ito et Kuribay.) и три - септориоза (Leptosphaeria avenaria G.F. Weber). Потери урожая от этих болезней могут достигать 50 % (Obst, Huber, 1988). При этом их вредоносность состоит не только в прямых потерях урожая из-за сниженного фотосинтеза растений, но и в ухудшении качества зерна, делающего его не пригодным для пищевой промышленности.
К наиболее эффективным, экологически безопасным, энсрго- и ресурсосберегающим методам защиты растений относится селекционно-генетический. Для иммунологического обоснования селекции устойчивых сортов необходимо комплексное изучение наиболее распространенных и вредоносных болезней овса. В Нечерноземной зоне РФ последние исследования, посвященные этой проблеме, были проведены в 1993 году (Ешибаев, 1993).
К числу наиболее вредоносных и распространенных болезней овса относится красно-бурая пятнистость. В литературе отсутствуют данные по биологии популяций P. avenae. Изучение устойчивости овса к этой болезни проводилось только на естественных инфекционных фонах (Sebesta et al., 2000; Лоскутов, 2003). В связи с этим, исследования, направленные на иммунологическое обоснование селекции овса на устойчивость к красно-бурой пятнистости, являются актуальными.
Цель и задачи исследования. Цель исследований — характеристика структуры популяции возбудителя красно-бурой пятнистости овса по признаку вирулентности и ДНК-маркерам и выявление источников устойчивости овса для селекции. Для достижения поставленной цели необходимо было решить следующие задачи:
РОС НАЦИОНАЛЬНА* 1ИБЛКОТСКЛ
\ OS W0 7*tfOO
Определить распространенность красно-бурой пятнистости овса в Северо-западном районе НЗ РФ в патогенном комплексе возбудителей болезней овса;
Изучить биологические особенности возбудителя красно-бурой пятнистости овса (симптоматику, морфологические и кулыуральные свойства);
Разработать методы определения вирулентности гриба, пригодные для проведения популяционных исследований, а также методы определения устойчивости сортов овса к возбудителю красно-бурой пятнистости;
Подобрать набор сортов-дифференциаторов для анализа структуры популяций гриба по признаку вирулентности;
Охарактеризовать популяции P. avenae в Северо-западном районе НЗ по признаку вирулентности и ДНК-маркерам;
На естественном и искусственном инфекционных фонах оценить устойчивость районированных и перспективных сортов овса отечественной и зарубежной селекции, а также образцов из мировой коллекции ВИР к комплексу листовых пятнистостей;
Провести скрининг образцов овса по устойчивости к красно-бурой пятнистости в лабораторных условиях, искусственном инфекционном фоне и выявить источники устойчивости.
Научная новизна исследований. Разработан лабораторный метод анализа популяций возбудителя красно-бурой пятнистости овса по признаку вирулентности. Впервые подобран набор сортов-дифференциаторов для анализа структуры популяций P. avenae, с использованием которого определена высокая гетерогенность популяций патогена по признаку вирулентности. Впервые охарактеризована популяция P. avenae по морфологическим и кулыуральным признакам, а также ДНК-маркерам. Показано сходство по комплексу признаков между группами изолятов с двух восприимчивых сортов, произрастающих на одном поле сортоучастка, что свидетельствует об отсутствии селективного влияния генотипа восприимчивого хозяина на популяцию патогена. Данные исследования являются приоритетными не только в России, но и за рубежом.
Впервые проведен скрининг коллекции овса по устойчивости к красно-бурой пятнистости. Из 500 изученных сортов и образцов овса выявлено 16 источников устойчивости к болезни.
Практическая значимость работы.
Разработан лабораторный метод определения устойчивости
сортов и образцов к возбудителю красно-бурой пятнистости овса.
Предложен для апробации набор из 12 сортов-дифференциаторов
для анализа популяций P. avenae по признаку вирулентности.
Выявлены источники устойчивости для использования в селекции предлагаются.
Изданы методические рекомендации по диагностике и методам оценки устойчивости овса к возбудителям пятнистостей листьев (Петрова, Лфанасенко, 2003).
Апробация работы и публикация результатов исследования. Материалы исследований ежегодно докладывались и обсуждались на заседании кафедры фитопатологии СПГЛУ (в виде отчетов), а также результаты работы были представлены на: I Всероссийском съезде по иммунитету растений к болезням и вредителям (Санкт-Петербург, 2002 г.); международной конференции "Современные проблемы устойчивости зерновых культур к болезням" (Санкт-Петербург, 2002 г.); Ш Съезде ВОГиС (Москва, 2004 г.).
По материалам диссертации опубликованы: одна статья и методические рекомендации.
Структура и объем работы. Диссертационная работа изложена на 174 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырёх глав, выводов, списка литературы и приложений. Работа иллюстрирована 30 таблицами и 41 рисунком. Библиография включает 160 источников, из них 60 на русском языке.
Методы оценки фитосанитарного состояния производственных посевов овса
Учет болезней овса проводили в период от начала выметывания метелки до молочной спелости: в 2002 и 2003 гг. - в Выборгском, Гатчинском и Пушкинском районах; а также в 2002 г. - в Бокситогорском и Лужском и в 2003 г. - в Тосненском районе. При этом на небольшой обследуемой площади (до 50 га) произвольно отбирали 20 проб по 10 растений в каждой. При равномерном распространении болезней пробы располагали по одной линии, обычно по диагонали; при неравномерном распространении и необходимости более тщательного осмотра - по нескольким параллельным линиям, наискось от края посева, располагая пробы в шахматном порядке (Чумаков и др. 1975). По каждому заболеванию определяли распространенность (Р) и развитие болезни (К), последнее рассчитывали на основании определения процента пораженности листьев. Для выделения гриба в чистую культуру из листьев овса с симптомами поражения болезнью вырезали сегменты размером «2x5мм таким образом, чтобы захватить край инфекционного пятна и небольшой участок здоровой ткани. Важным моментом при изоляции гриба из растительной ткани является способ стерилизации поверхности листьев, для этого использовали 2% раствор медного купороса (5-Ю минут стерилизации) или 0,5-1,0% раствор гипохлорода кальция (1 минута). После стерилизации отрезок листа промывали дважды в стерильной воде и после каждой промывки высушивали стерильной фильтровальной бумагой, после чего помещали на поверхность агаровой среды. В качестве питательного субстрата для выделения и выращивания гриба использовали картофельно-глюкозный агар с добавлением 1 % пептона (КГА+пептон) или модифицированную среду Чапека (ЧЛМ). Как правило, для освобождения от бактериальной микрофлоры в среду добавляли антибиотики широкого спектра действия (стрептомицин, биомицин). Чашки Петри помещали в светоустановку с постоянным освещением лампами дневного света интенсивностью 2500-3000 люкс и при температуре 17-20С. На 3-5 сутки на кусочке ткани появлялось обильное спороношение гриба и наблюдался мицелиальный рост на питательной среде. Гриб отсевали непосредственным переносом мицелия и конидий в стерильные чашки Петри с питательной средой. В среднем для получения обильного спороношения гриб культивировали в течение 14 дней при описанных выше условиях.
Для подбора оптимальной среды для культивирования гриба P. avenae использовали следующие питательные среды: картофельно-глюкозный агар (КГА) — 200 г очищенного и мелко нарезанного картофеля кипятили віл воды на медленном огне 40 минут, отвар сливали, доводили до первоначального объема (1 литр), добавляя 20 г глюкозы и Для получения сравнимых данных одинаковую по площади часть (диаметром 5 мм) колонии гриба отсевали в 6 кратной повторности для каждого из 3 моноконидиальных изолятов и культивировали при одинаковых условиях, описанных выше. Колонии гриба характеризовали по скорости линейного роста, характеру строения и окраски, интенсивности сиороношения, наличию и расположению снопообразных (хлопьевидных) выростов мицелия и прототециев. Размер колоний определяли на 3, 6, 9 и 12 сутки, а интенсивность споруляции - на 12 сутки. Для этого цилиндром (диаметр 0,5 см) брали участки колонии и помещали в пробирки, заливая точно отмеренным количеством воды. В связи с тем, что споруляция P. avenae имеет неравномерный характер по площади колонии3 брали по 3 пробы (с центральной, средней и периферической зоны колонии). Концентрацию суспензии определяли подсчетом количества конидий в капле известного объема, для этого использовали автоматическую микропипетку на 0,005 мл. Подсчет конидий осуществляли под микроскопом в 4-х кратной повторности. Исходным материалом для получения моноконидиальной культуры служили спорулирующие изоляты возбудителя красно-бурой пятнистости овса. Получение моноконидиальных изолятов проводили на среде ЧЛМ с использованием в качестве ограничителя роста Triton X 100 (Михайлова и др., 1982). Для этого суспензию, отфильтрованную через стерильную марлю, рассевали на среду ЧЛМ с добавлением ограничителя роста Triton X 100 (ОД6 мл на литр среды). Чашки помещали в термостат при температуре 20-24С и через 10-14 дней отдельные колонии (моноспоровые изоляты) отсевали на среду ЧЛМ для размножения. При контаминации первичных изолятов грибами других видов моноконидиальные изоляты получали путем переноса единичных спор под бинокуляром на свежую питательную среду. Клоновые коллекции для анализа популяций формировали не более, чем на 1 год, то есть на период изучения вирулентности популяций и устойчивости сортообразцов овса. Для сохранения коллекции моноконидиальных изолятов использовали метод хранения сухих спор в стерильной фильтровальной бумаге. Культурально-морфологические свойства колоний моноспоровых изолятов изучали на среде ЧЛМ. Культуру высевали в десятикратной повторности (10 чашек Петри) и культивировали в светоустановке при температуре 17-20С в течение двух недель. Колонии гриба характеризовали по интенсивности спороношения, цвету, топографии, наличию и расположению снопообразных (хлопьевидных) выростов мицелия и прототециев.
Разработка лабораторного метода определения устойчивости овса к красно-бурой пятнистости
Для выделения ДНК использовали мицелий моноконидиапьных штаммов гриба, выращенных на плотной питательной среде ЧЛМ. Молодой мицелий гриба (7-10 дней) переносили в стерильную пластиковую пробирку Эппендорфа на 1,5 мл и растирали металлическим стержнем до гомогенного состояния; К полученному кашицеобразному материалу добавляли 600 мкл лизирующего буфера следующего состава: 50 мМ Tris-HCl (рН=7,8), 50 мМ EDTA, 150 мМ NaCl, 2,5 % саркозил (N-layroyl sarcosine), 500 мМ 2-меркаптоэтанол, 600 мкг/мл протеиназы К. Смесь инкубировали при 65С в течение часа (можно до 4 часов), периодически перемешивая; На следующем этапе в клеточный лизат добавляли NaCl, дов одя до конечной концентрации 1 М, и равный объем смеси хлороформа с октиловым спиртом (24:1), смесь плавно перемешивали в течение 15 мин до получения стойкой эмульсии, затем центрифугировали 2 мин при 12000 об/мин и температуре 20С; Верхнюю водную фазу (без интерфазы) осторожно переносили в новую пробирку (если верхняя фаза непрозрачна, процедуру повторяли при тех же условиях). Добавляли 0,6 объёма изопропидового спирта, перемешивали и через несколько минут преципитат (ДНК-белок-полисахарид-РНК) кратко (10 сек) центрифугировали в режиме 5000-8000 об/мин. Полученный осадок (часто невидимый) дважды промывали от солей 70 % этанолом (700 мкл), подсушивали и растворяли в 50 мкл ТЕ-буфера. Состав ТЕ-буфера (рН=7,8): 10 мМ Tris-HCl (рН=7,8), 0,1 мМ EDTA (рН=7,8). Условия проведения ПЦР со случайными праймерами (RAPD анализ) Для ПЦР амплификации ДНК были использованы праймеры со случайной нуклеотидной последовательностью (длиной 10 нуклеотидов) фирмы Operon Technologies, Inc. (Alameda, СА). Амплификацию проводили в пластиковых пробирках Эппендорфа на 0,5 мл в 20 мкл реакционной смеси: 10 мМ Tris-HCl (р№=8,8), 50 мМ КС1, ОД % Triton X-100, ОД мМ каждого дНТФ, 10 пикомолей праймеров, 0,5 единиц ДНК полимеразы Dynazyme Polymerase II, 10-50 нг геномной ДНК. Для RAPD-PCR был использован термоциклер типа РТС-150 MiniCycler (MJ Research, Watertown, Mass.) с платой для пробирок на 0,5 мл. Условия проведения ПНР (45 циклов) были следующие (включая время рэмнинга): первая денатурация ДНК при температуре 95С в течение 5 мин; последующая денатурация ДНК 45 сек при температуре 93С; отжиг праймеров 45 сек при температуре 37,5С и синтез ДНК 1,5 мин при температуре 72С. Последний цикл амплификации включал дополнительные 10 мин при 72С для достройки продуктов амплификации. Разделение продуктов амплификации проводили методом электрофореза в 2 % агарозном геле при напряженности 100 V в течение 3 часов в ІхТБЕ буфере. Гели окрашивали бромистым этидием.
В качестве маркеров молекулярных весов использовали GeneRulerTM lkb DNA Ladder фирмы «Fermentas». Продукты амплификации анализировали с помощью трансиллюминаторной лампы при ультрафиолетовом освещении (310 нм), изображения передавались на компьютер с помощью фотографического цифрового устройства. Присутствие "1" или отсутствие "0" фрагмента определенного молекулярного веса оценивали как две аллели одного локуса. Мономорфные и полиморфные продукты амплификации были использованы для построения бинарных матриц анализируемых популяций. Для установления степени различия образцов из ряда статистических процедур был выбран метод кластерного анализа UPGMA, который дает оценку длин ветвей по методу наименьших квадратов. Для расчета генетических расстояний и кластерного анализа использовали программы Neigbour-Joining филогенетического пакета программ Phyllip v. 3.6 (Felsenstein, 1993). Стандартные индексы разнообразия рассчитывали с помощью компьютерной программы AMOVA т (analysis of molecular variance) (Excoffier et а1.Д992) пакета Arlequin v. 2.0.1.1 (Schneider et al., 1997). Всего тестировали 30 случайных праймеров из различных наборов (А, В, С, F, G, I, Е, Н, К, Р, V) производства Operon Technologies, Inc. (Alameda, СА). Для тестирования праймеров на способность амплифицировать ДНК P. avenae использовали 4 изолята (по одному из каждой популяции). ДНК каждого изолята тестировали в двух концентрациях. Нуклеотидные последо-вательности праймеров, использованных в работе, приведены в табл. 1.3.5.1.
Внутривидовая дифференциация по морфолого-культуральным признакам
В чистой культуре гриб P. avenae хорошо растет на искусственных и естественных питательных средах (Muller, 1963b; Хасанов, 1990), но для изучения популяций патогена по признаку вирулентности необходимо иметь быстро растущую и обильно спорулирующую культуру, поэтому в задачу наших исследований входило подобрать оптимальную питательную среду для культивирования гриба P. avenae. Для подбора оптимальной питательной среды один изолят гриба высевали на б различных сред. Изучение культуральных свойств гриба P. avenae показало, что гриб растет и спороносит на всех испытанных питательных средах (рис. 2.3.1.1-2.3.1.6). В таблице 2.3.1.1 приведены материалы культурального изучения P. avenae и выявления наиболее благоприятной среды для быстрого роста и обильного спороношения. Колонии гриба P. avenae, выращенные на испытуемых питательных средах, имели такие общие признаки, как: округлую форму колоний с ровными краями, характеризующихся быстрым ростом (до 12 мм в сутки) и субстратный мицелий часто мощный в виде тяжей темно-оливково-бурого цвета. Но в целом, морфология колоний была различна на изучаемых средах. Они могли быть рыхлыми, стелящимися, светлоокрашенными от беловато-светло-серого до темно-оливкового. На поверхности среды могли образовываться беловатые, крупные, снопообразные (хлопьевидные) выросты высотой до 1 см. По всей площади колонии часто наблюдались округлые, темные склероциеподобные тела, но сумчатая стадия патогена в культуре не отмечена. Скорость линейного роста колоний патогена, культивируемых на разных питательных средах, была различна (рис. 2.3.1,7).
Наибольшей скоростью роста на 3 сутки характеризовались колонии на КГА+пептон (45,7 мм), достоверно отличаясь по этому признаку на других средах. Наименьшая скорость роста отмечена у колоний, культивируемых на минимальной питательной среде (11,3 мм). Рост колоний на полной питательной среде, агаре Чапека, КГА и ЧЛМ был в пределах 30,6-35,8 мм и разница в росте была не значительной. На 12 сутки наибольшая скорость роста колоний наблюдалась на агаре Чапека (99,9 мм при диаметре чашки Петри около 100 мм) и существенно отличалась от остальных сред. Наименьшая скорость роста отмечена для колоний на полной и минимальной питательных средах (69,6 и 66,1 мм, соответственно). Эти показатели были достоверно ниже, чем на остальных питательных средах. Рост колоний на остальных питательных средах характеризовался незначительными различиями и находился в диапазоне 82,7-88,8 мм. Анализируя данные по спорообразованию гриба отмечено, что на всех питательных средах патоген образовывал конидии, но уровень споруляции был различен. Так наиболее благоприятной средой для споруляции является КГА+пептон и ЧЛМ, на которых интенсивность споруляции составила 23,3±5,1 и 40Д±8,3 тыс. конидий/см2, соответственно. Таким образом, установлена оптимальная питательная среда (ЧЛМ и КГА+пептон), на которой гриб быстро растет и обильно спороносит. Эти среды могут быть использованы для культивирования гриба P. avenae, с целью получения обильного спороношения. При культивировании P. avenae на среде ЧЛМ среди природных моноспоровых изолятов наблюдался широкий спектр изменчивости морфолого-культуральных свойств. В результате систематизации данных о внешних признаках колоний P. avenae были условно определены 3 морфологических типа, наиболее часто встречающихся и контрастно различающихся по цвету и топографии воздушного мицелия, а также по спорулирующей способности (табл. 2.3.1.2, рис. 2.3.1.8). Во всех исследованных популяциях с различной частотой встречались все морфологические типы. В основном преобладали изоляты, выделяющие в среду темный пигмент, однако встречались и другие - не обладающие свойством выделять пигмент в среду. Колонии, отнесенные к Ш морфологическому типу, превалировала в популяции Rb01 и составляла 70±10,3 %, тогда как в популяциях: Rb02 - 31±5,2 %, Ra02 - 26±4,6 %, La02 - 43±5Д %. Наибольшая доля колоний гриба, относящихся к II морфологическому типу, отмечена у изолятов из популяций Rb02 (63±7,7 %) и Ra02 (56±5,8 %), а из популяций Rb01 и La - 27±4Д и 35±5,5 %, соответственно. I морфологический тип встречался гораздо реже: в Rb01 - 3±1,5 %, Rb02 - 6±3,5 %, Ra02 - 18±4,5 %, La02-22±3,9%. Результаты измерения конидий, полученных при выращивании изолятов гриба из различных популяций и образовавшихся непосредственно на поверхности пораженного листа, приведены в табл. 2.3.2.1. Данные таблицы показывают, что при сравнении средних значений длины и ширины конидий моноконидиальных изолятов из различных популяций гриба обнаружено, что популяция La характеризовалась самыми крупными конидиями. Среднее значение длины конидий в этой популяции достоверно отличалось от остальных популяций и составляло 85,97 мкм, по ширине конидий достоверное различие обнаружено лишь с популяцией Rb02. Популяции Rb01, Rb и Ra существенно не отличались между собой по изучаемому признаку. Внутри популяций значительного разброса среднего показателя длины и ширины не наблюдалось. Размер конидий с поверхности пораженного листа, 55,2 х 13,0 мкм, был также значительно меньше, чем размер конидий из чистой культуры изолятов популяции La02. Существенно больше оказались конидии с поверхности пораженного листа, нежели конидии моноспоровых изолятов популяции Rb . Интересно отметить, что конидии в популяции Rb02 отличались значительным количеством одноклеточных конидий, которые редко встречались в остальных популяциях патогена и никогда не присутствовали на поверхности пораженного листа. На поверхности пораженного листа встречались не только самые крупные конидии (до 130 мкм), но и конидии с большим числом перегородок (до 7). В чистой культуре наибольший процент конидий был 3-х и 4-х клеточных, 50 и 20 %, соответственно. При сравнении наших результатов с данными литературы (табл. 2.3.2.2, табл. 2.3.2.1) оказалось, что максимальное и минимальное значение длины и ширины конидий, полученных в культуре и с поверхности пораженного листа, попадает в диапазон изменчивости этого признаки, описанного разными авторами. Однако, нами в чистой культуре отмечены конидии
Сравнительная характеристика популяций P. avenae по признаку вирулентности
Провели изучение популяций возбудителя красно-бурой пятнистости овса из Северо-Западного района Нечерноземной зоны РФ по признаку вирулентности на подобранном нами наборе сортов-дифференциаторов. Сравнивали популяции гриба, обитающие на восприимчивом сорте Боррус на сортоучастке в п. Рождестве но (Гатчинский район, Ленинградской области) в 2001 (Rb01) и 2002 (Rb02) годах, а так же популяции с двух различных восприимчивых сортов Боррус (Rb ) и Астор (Ra ), произрастающих на одном поле (п. Рождествено). В 2002 году популяции из п. Рождествено (Rb02 и Ra ) сравнивали с популяцией гриба из Лужского района Ленинградской области, собранной с производственного посева сорта Аргамак (La02) (обозначения см. табл. 1.1.1). Количество изолятов в популяциях Rb02, Ra02 и La составляло 30, а в Rb — 35. При проведении сравнительного анализа популяций P. avenae использовали такие признаки как число вирулентных изолятов к отдельным сортам-дифференциаторам и частоту встречаемости фенотипов вирулентности. При характеристике сходства или различий популяций использовали следующие показатели: средняя вирулентность популяции (Мартене, 1968), ранговый коэффициент корреляции (Плохинский, 1969), фенотипическое разнообразие по индексу Шеннона (Long et al., 1998) и индекс сходства популяций (Животовский, 1979). Сравнительная характеристика популяций P. avenae по числу вирулентных изолятов к отдельным сортам-дифференциаторам приведена в таблице 3.2.2.1. Данные таблицы свидетельствуют, что число вирулентных изолятов в изучаемых популяциях находилось в диапазоне от 3,3 до 45,9 %. Наиболее существенными являются различия по концентрации вирулентных изолятов к образцу к-10263 при сравнении популяций Rb01 и La , Rb и La , Ra и La , к образцу к-12102 - при сравнении популяций Ra02 и La02, а также к образцу к-13 846 - при сравнении популяций Rb и Rb .
При попарном сравнении остальных популяций не выявлено существенного различия по изучаемому признаку. Популяция Rb отличалась от всех изученных низкой концентрацией (3,33 %) вирулентных изолятов к двенадцатому сорту-дифференциатору (к-13846), также низкие значения изучаемого признака выявлены в популяции Ra02 ко второму сорту-дифференциатору (к-12102) и популяции La02 к первому сорту-дифференциатору (к-10263). Высокая концентрация вирулентных изолятов (более 40 %) выявлена в популяциях Rb01, Rb02 и Ra02 к первому сорту-дифференциатору (к-10263), в популяциях Rb01 и La02 - к шестому (к-14607), в популяции Rb01 - к седьмому (13579), в популяциях Rb01 и Ra02 — к девятому (к-14433), в популяции La02 - к десятому (к-13562) и в популяции Rb01 - к двенадцатому сорту-дифференциатору (к-13846). Изучаемые популяции фактически не отличалась между собой по числу вирулентных изолятов на образцах к-12103, к-13996, к-13997, к-14253ик-13718. Ранговые коэффициенты корреляции при попарном сравнении популяций в большинстве случаев оказались недостоверными (табл. 3.2.2.2). Это означает, что изученные популяции имели значительные различия по изучаемому признаку, который выражался в отсутствие совпадения рангов сортов по числу вирулентных изолятов.
Сходство в рангах сортов-дифференциаторов по числу вирулентных к ним изолятов выявлено только при сравнении популяций Rb0L и Ra02. Данные таблицы 3.2.2.2 свидетельствуют, что при попарном сравнении популяций по изучаемому признаку, во многих комбинациях обнаруживаются достоверные отличия. Однако, на наш взгляд, заключение о сходстве или различии популяций по данному признаку следует проводить с осторожностью, так как статистически достоверные отличия в отношении состава популяций из-за большой выборки исследованных особей получить довольно легко. Например, в популяциях Rb02 и Ra02 число вирулентных изолятов ко второму дифференциатору (к-12102) составило 23,3 и 3,3 %, соответственно, и по критерию Стьюдента различия в таком случае будут достоверны (Р 0,95), о чем и свидетельствуют данные таблицы 3.2.2.2. Однако, такие различия, при увеличении выборки исследуемых изолятов, могут измениться, как в ту, так и в другую сторону. Поэтому, за критерий достоверности разности в сравнительном изучении популяций мы принимали второй порог вероятности (Р 0,99). Средняя вирулентность анализируемых популяций приведена в виде диаграммы на рисунке 3.2,2.1, из которого видно, что популяция Rb01 (2001 г.) значительно отличается от остальных популяций по данному показателю, который составляет 4,34, что свидетельствует о том, что изоляты представляющие данную популяцию почти в два раза более вирулентны к данному набору сортов. В то же время популяции гриба 2002 года имели равные значения данного признака, не зависимо от места сбора и сорта. В изучавшихся популяциях при одинаковом числе исследованных изолятов, выявлено разное количество фенотипов вирулентности в популяциях: Rb01 - 15, Rb02 - 23, Ra02 - 20 и La02 - 21 (табл. 3.2.2.3). Нами установлено, что из общего числа обнаруженных фенотипов вирулентности для всех популяций (67), только 10 присутствовали в 2-х и более популяциях, причем с низкой частотой встречаемости (максимально до 16,67 %). Следовательно, в каждой исследованной популяции выявлены фенотипы вирулентности не обнаруженные в других популяциях, чаще всего они представлены единичными изолятами, но имеются и исключения. Фенотип вирулентности 0030, обнаруженный в популяции Rb02 с частотой 10,0 % отсутствовал в других популяциях; фенотипы вирулентности 1400 и 4136, обнаруженные в популяции Rb01 с частотой 11,43 %, также отсутствовал в других популяциях.
