Содержание к диссертации
Введение
Глава I. Обзор литературы 13
Глава II. Материалы и методы 75
Глава III. Свойства кислород- и рН-чувствительных спиновых меток и их взаимодействие с хлоропластами 86
Глава IV. Исследование интактных фотосинтетических систем 177
Глава V. Исследование влияния беталаинового пигмента амарантина на ход светозависимых реакций фотосинтеза в хлоропластах 238
Выводы 253
Список литературы 255
- Свойства кислород- и рН-чувствительных спиновых меток и их взаимодействие с хлоропластами
- Исследование интактных фотосинтетических систем
- Исследование влияния беталаинового пигмента амарантина на ход светозависимых реакций фотосинтеза в хлоропластах
Введение к работе
Открытие электронного парамагнитного резонанса (ЭПР) Евгением Константиновичем Завойским в 1944 г. (Альтшулер и др., 1944; Завойский, 1944-1945; Zavoisky, 1945-1946), дало науке новый мощный метод исследования, который благодаря пионерским работам Б. Коммонера (Commoner et al., 1954) и Л.А. Блюменфельда (Блюменфельд, 1957; Блюменфельд, Калмансон, 1957) вошел в биологию и в последние полвека является одним из основных биофизических методов исследования. Появившийся в 1960-х гг. благодаря работам А.Б. Неймана, X. Мак-Коннела, А.Л. Бучаченко, А.Н. Кузнецова, Г.И. Лихтенштейна (Лихтенштейн, 1972; Бучаченко, Вассерман, 1973; Кузнецов, 1976) метод спиновых зонодов (или спиновых меток), основанный на явлении ЭПР, сделал возможным исследование биологических сиситем на самых разных уровнях их струкурной и функциональной организации.
Одной из наиболее актуальных задач современной биофизики является измерение рН среды в микрообъемах. В биоэнергетике точное измерение рН в микроскопических везикулах митохондрий или внутрихлоропластных образований— тилакоидов— связано с разрешением двух принципиальных вопросов: а) какой механизм сопряжения — локальный или нелокальный (см. обзор Dilley, 2004)— обеспечивает синтез АТР в энергетических органеллах клетки, и б) какова относительная роль двух составляющих трансмембранного протонного потенциала в этом синтезе (см. обзор Kramer et al., 1999). Измерение рН с помощью рН-чувствительных спиновых меток уже более 20 лет используется в различных областях химии, биологии и медицины (Khramtsov & Volodarsky, 1998), однако в исследованиях процессов фотосинтеза рН-чувствительные спиновые метки до сих пор не получили должного применения (см., напр., Tikhonov & Subczynski, 2005). Измерение рН в микроскопических объемах тилакоидов, содержащих реакционноспособные компоненты электрон-транспортной цепи (ЭТЦ), требует разработки специальных методов регистрации и обработки спектров ЭПР спиновых меток и подбора подходящих условий измерений (Trubitsin & Tikhonov, 2003; Tikhonov & Subczynski, 2005). В последние годы было синтезировано большое количество новых рН-
чувствительных спиновых меток (Khramtsov et al., 2000; Kirilyuk et al., 2004, 2005; Voinov et al., 2005), обладающих широким спектром физико-химических свойств, что раскрывает широкие возможности для проведения подобных исследований. В связи с этим в настоящей работе было предпринято исследование ряда новых рН-чувствительных спиновых меток: их физико-химических свойств, особенностей их взаимодействия с хлоропластами и возможностей их применения для измерения внутритилакоидного рН в изолированных хлоропластах растений.
Большинство исследований фотосинтеза осуществляется на
изолированных фотосинтетических системах: на отдельных изолированных
фотосинтетических комплексах либо на препаратах изолированных тилакоидов
(или на хлоропластах класса Б). Исследование интактных фотосинтетических
систем позволит глубже понять регуляцию световых стадий фотосинтеза,
взаимодействие между разными биохимическими системами
фотосинтезирующей клетки. Одной из наиболее удобных интактных фотосинтетических систем оксигенного типа являются клетки цианобактерий (Stanier & Cohen-Bazire, 1977). В настоящей работе предпринято исследование процессов электронного и протонного фотосинтетического (и дыхательного) транспорта в клетках цианобактерий Synechocystis sp. РСС 6803, с использованием фотосинтетических и дыхательных мутантов, а также методов ингибиторного анализа. Примером другой интактной фотосинтетической системы оксигенного типа являются хлоропласты растений in situ, в живом листе. Исследование процессов электронного фотосинтетического транспорта в листьях древесных растений, произрастающих на территории г. Москвы, имеет также практическую ценность (для охраны окружающей среды) и было также предпринято в данной работе.
Свойства кислород- и рН-чувствительных спиновых меток и их взаимодействие с хлоропластами
В этой главе описаны свойства исследованных нами кислород и рН-чувствительных спиновых меток и рассмотрены возможности их применения для изучения световых стадий фотосинтеза. Раздел ПІЛ посвящен рН-чувствительным спиновым меткам. Спектры ЭПР этих меток также чувствительны к концентрации кислорода. Это обстоятельство, с одной стороны, затрудняет интерпретацию спектров ЭПР, с другой, позволяет использовать эти метки также для регистрации фотоиндуцированных изменений концентрации кислорода. Для измерений концентрации кислорода более удобно использование кислород-чувствительной спиновой метки СхТРО (раздел Ш.2).
Исследуемые нами рН-чувствительные метки относятся к нитроксильным радикалам имидазолинового и имидазолидинового ряда. Атом азота в третьем положении гетероцикла молекулы метки может протонироваться. Это приводит к изменению распределения спиновой плотности в молекуле и, следовательно, изменению константы изотропного сверхтонкого расщепления aiso (Khramtsov et al., 1982). Спектр ЭПР протонированной метки характеризуется меньшей константой изотропного сверхтонкого взаимодействия (aiso), чем депротонированной (см. разд. 1.2.1.4). В случае сравнительно медленного протонного обмена, SL + ВН+ = SLH+ + В", спектр ЭПР спиновой метки является суперпозицией двух спектров— протонированной и депротонированной форм метки. Если разница значений aiso для протонированного и депротонированного радикалов достаточно велика, то в области значений рН рКа в высокополевой области спектра ЭПР четко видно две линии. Для буферных водных растворов исследованных нами рН- чувствительных меток имеет место медленный химический обмен между протонированной и депротонированной формами метки, поэтому суммарный спектр является суперпозицией спектров обеих форм. Изменение соотношения между концентрациями протонированной и депротонированной форм метки при изменении рН проявляется в изменении спектра ЭПР. При варьировании рН наиболее заметным образом изменяется высокополевая компонента спектра, поэтому именно ее изменения мы будем рассматривать в дальнейшем. Это видно из спектров ЭПР исследуемых нами меток при значениях рН, близких к рКа, которые приведены на рис. ИІЛ.1-Ш.1.3 . В спектрах меток, обладающих относительно большим рН-зависимым изменением константы СТВ {AaisJdHp_p 0J5, где ЗНР.Р — ширина высокополевой компоненты СТС спектра ЭПР метки), наблюдается расщепление высокополевой компоненты на две линии (метки ATI, ANT-3, ANT-4, ANT-5, рис. III. 1.1, III. 1.3 ). Метки, для которых константа СТВ изменяется слабее, имеют спектры ЭПР, в которых линии, принадлежащие двум разным формам метки, не разрешаются (метки NTI, ANT-1, ANT-2, ANT-8, рис. Ш.1.2 ). Высокополевая компонента спектра таких меток представляет собой одну несимметричную линию (при рН вблизи рК), ширина и положение которой изменяются вместе с рН.
Изменение формы спектра ЭПР рН-чувствительных спиновых меток позволяет использовать их в качестве рН-индикаторов. В этом разделе мы опишем: 1) выбор рН-чувствительных параметров спектров ЭПР; 2) зависимости этих параметров от рН; 3) определение рКа спиновых меток. Для меток, в спектрах ЭПР которых наблюдается расщепление высокополевой компоненты, в качестве параметра, чувствительного к рН, был выбран параметр /=А/(А+В) (III. 1) (см. рис. III. 1.1 ). Величина А представляет собой амплитуду сигнала ЭПР при значении поля, соответствующем максимуму высокополевой компоненты для полностью протонированной метки; величина В соответствует минимуму высокополевой компоненты спектра депротонированной метки. При измерении величин А и В мы определяли положение соответствующих точек спектра, отсчитывая значения Hj и Н2 от центра спектра (от нуля центральной компоненты) или от максимума центральной линии спектра (определение Я/ и Н2 — см. на рис. III. 1.1 ; значения Hj и Н2, использовавшиеся нами при измерении величин А иВ для разных меток, приведены в табл. III. 1). Тем самым мы пренебрегали сравнительно малым изменением g-фактора, считая, что центральные линии совпадают по положению (и ширине) при разных рН. Такой выбор рН-чувствительного параметра оправдан тем, что при том значении поля, при котором мы измеряем величину А, вклад сигнала депротонированной формы метки в суммарный спектр ЭПР незначителен. Величина А отражает концентрацию протонированной формы метки в растворе: А [SLH ]. Аналогично, величина В пропорциональна концентрации депротонированной формы метки: В [SL]. Для спиновых меток NTI, ANT-1, ANT-2, ANT-8, в спектре которых расщепление высокополевой компоненты не наблюдалось, в качестве рН-чувствительного параметра был выбран параметр aejf — расстояние между точками пересечения с базовой линией центральной и высокополевой компонент спектра. Обратим внимание, что параметр aeff в данном случае является формальным параметром, поскольку для всех исследованных нами буферных растворов меток имеет место медленный протонный обмен, наблюдается искажение формы линии, отклонение от гауссовой, и аед- является расстоянием между точками, которые не соответствуют максимумам поглощения протонированной и депротонированной форм метки, присутствующих в растворе. На рис. III. 1.4 показаны зависимости яе -(рН) для спиновых меток ANT-1, ANT-2, ANT-8 и NTI. Как видно из рис. III. 1.4, все зависимости аге (рН) (кроме метки ANT-2) также хорошо описываются сигмоидной функцией вида (Ш.7). Центр кривой был принят нами за оценку величины рКа, полученные значения рКа приведены в табл. Ш.2 (столбец aefj). При рН « рКа значение ае// соответствует константе изотропного СТВ ais0 для протонированной формы метки; с ростом рН аед- увеличивается, достигая предельного значения aiS0(SL) = aiS0(SLH+) + Aaiso (при рН » рКа).
На графике зависимости я (рН) для метки ANT-2 видны две волны: первая, при рН 3-4, соответствует изменению аед- на величину около 0,47 Гс, вторая, при рН 5-5,5 — на 0,85 Гс. Это говорит о том, что данная метка, по-видимому, имеет два центра протонирования, рКа которых, определенные с помощью аппроксимации экспериментальной зависимости ае (рН) суперпозицией двух сигмоидных функций вида (Ш.7), также приведены в табл. Ш.2 (столбец aeJ).
Для меток ANT-2 и NTI также был формально измерен параметр /, его зависимость от рН для этих двух меток также приведена на рис. III. 1.4 . Эти зависимости также аппроксимированы функциями вида (Ш.7), полученные таким образом значения рКа приведены в табл. Ш.2 (столбец Д Как видно из табл. Ш.2, существует некоторое расхождение между величинами рКа, полученными разными способами. Это может быть связано: а) с пренебрегавшимся нами изменением g-фактора при протонировании метки; б) с формальным введением параметров / и F при частичном перекрывании линий протонированной и депротонированной форм; в) с тем, что при введении параметров aeff и АН.\ для неразрешенной линии при медленном обмене не учитывалось различие ширины линии для двух форм метки. В дальнейшем для меток, у которых наблюдалось расщепление высокополевой линии спектра ЭПР, мы будем использовать значения рКа, полученные при аппроксимации рН зависимостей параметра F (приведены в столбце "F, эксп"). Для меток, у которых такого расщепления не наблюдается, мы будем использовать оценку рН по параметру ДЯ.і, если это возможно, либо, если эта оценка дает низкую точность, по параметру аф
Исследование интактных фотосинтетических систем
Основные сведения о световых реакциях фотосинтеза получены при исследовании изолированных тилакоидов или мембранных комплексов (Кукушкин и Тихонов, 1988). Однако, в изолированных системах могут быть нарушены как физиологические функции отдельных процессов, так и их регуляция, характерные для целого организма. В связи с этим, мы предприняли изучение фотосинтетического электронного транспорта в двух интактных фотосинтетических системах: в листьях древесных растений и в цианобактериях.
При исследовании фотосинтетического электронного транспорта и связанных с ним реакций in vivo используют различные биофизические методы: оптическую абсорбционную спектроскопию, кинетический анализ выхода флуоресценции хлорофилла и флуоресцентных зондов, ЭПР спектроскопию. Изучение с помощью ЭПР фотоиндуцированных окислительно-восстановительных превращений (ОВП) реакционных центров ФС 1 (Р700) имеет ряд преимуществ перед применением других методов: а) в отличие от методов оптической спектроскопии, метод ЭПР позволяет избежать возможных артефактов, связанных с побочными эффектами зондирующего и действующего света; б) высокая оптическая плотность образца не препятствует регистрации сигнала ЭПР от окисленных центров Р7оо+ в нативных системах.
Как будет видно из дальнейшего описания наших экспериментов, кинетика ОВП Р700 в интактных клетках цианобактерий и в хлоропластах in situ в листьях высших растений имеют много общего, по сравнению с изолированными тилакоидами. Так, в обеих интактных системах наблюдается двухфазная кинетика фотоиндуцированного окисления P7oo обусловленная, как было показано в (Тихонов, 1985), функционированием цикла Кальвина, его темновой инактивацией и светозависимой реактивацией. Сходство этих фотосинтетических систем позволит нам сопоставить процессы электронного и протонного транспорта, протекающие в них, и сделать выводы о различных факторах, влияющих на эти процессы.
К сожалению, возможности применения спиновых меток в изучении фотосинтетических процессов в целом листе ограничены. В нашей работе, при изучении регуляции фотосинтетического электронного транспорта в хлоропластах в листе, мы сделали акцент на исследовании экологических факторов, влияющих на регуляцию фотоиндуцированных электрон-транспортных процессов. Исследование цианобактерий позволило нам использовать методы ингибиторного анализа для выяснения роли отдельных факторов внутриклеточной регуляции фотосинтетического и дыхательного электронного транспорта.
Для изучения регуляции биоэнергетических процессов в интактных системах мы предприняли исследования процессов фотосинтетического и дыхательного электронного и протонного транспорта, протекающих в тилакоидных мембранах цианобактерий. В данном разделе описаны результаты этих исследований по данным о поглощении и фотоиндуцированном выделении кислорода клетками цианобактерий и об ОВП Р70О) с использованием методов ингибиторного анализа, а также различных фотосинтетических и дыхательных мутантов.
Мы сосредоточили наше внимание, главным образом, на решении следующих вопросов. 1) Какие факторы, в первую очередь, контролируют электронный траспорт (ЭТ) в тилакоидных мембранах цианобактерий? 2) Достигается ли при нормальной работе электрон-транспортных цепей (ЭТЦ) тилакоидной мембраны цианобактерий состояние дыхательного и/или фотосинтетического контроля? Если да, то какова величина коэффициента дыхательного (фотосинтетического) контроля? 3) Какой вклад в вносят в трансмембранный протонный потенциал электическая и концентрационная составляющие? 4) Какие комплексы вносят основной вклад в суммарный ЭТ на различных участках тилакоидных ЭТЦ (дегидрогеназы, ФС 2, оксидазы, ФС 1)? Необходимо отметить, что, интересуясь, в первую очередь, процессами, протекающими в тилакоидной мембране цианобактерий, мы не всегда можем имеющимися у нас методами отделить в наблюдаемых нами эффектах те, которые обусловлены работой дыхательных цепей цитоплазматической мембраны. В дальнейшем, при описании результатов, мы будем отмечать те случаи, когда вклад цитоплазматических цепей учесть не удается, и он может влиять на интерпретацию полученных результатов.
Для наших измерений мы использовали две группы образцов клеток: а) свежие суспензии клеток, снятые с питательной среды и сконцентрированные непосредственно в день (или за несколько дней до) измерения, хранившиеся при комнатной температуре при рассеянном естественном освещении; и б) суспензии с добавлением глицерина (10%), замороженные при температуре 70 С и хранившиеся до дня измерений в течение длительного времени (до нескольких месяцев). Как показали измерения (см. разд. IV. 1.1), замороженные клетки отличает от свежих относительно низкая активность ФС 2, причем отрицательную роль здесь играет не сама заморозка, а добавление глицерина (данные не приведены). Большая часть измерений выполнена на свежих клетках; однако некоторые обнаруженные нами закономерности легче выявляются на замороженных клетках, поэтому полученные на них результаты также приведены в этом разделе.
Исследование влияния беталаинового пигмента амарантина на ход светозависимых реакций фотосинтеза в хлоропластах
Амарантин принадлежит к группе беталаиновых пигментов, которые наиболее широко распространены среди растений из порядка Centrospermae (см. миографию Гудвин и Мерсер, 1986а, б). Биосинтез, физиологические и физико-химические свойства этого пигмента в настоящее время наиболее хорошо изучены у растений рода Amaranthus. Показано, в частности, что амарантин в небольшом количестве синтезируется в этиолированных проростках амаранта Amaranthus tricolor L. сорта "Валентина" (Гине, 2000), При этом, как было отмечено в работе (Гине, 2000), активный биосинтез амарантина происходит только при интенсивном освещении (30-50 ккд ср/м ) Основным предшественником амарантина является тирозин, который образуется в хлоропластах в шикиматном пути биосинтеза вторичных соединений (Гудвин и Мерсер, 1986а, с.377-378; 19865, с.147-150). Можно предположить, что пигмент амарантин может синтезироваться в хлоропластах, хотя достоверных сведений в литературе о месте его синтеза в клетке нет. Как биологически активное вещество, алкалоид амарантин может оказывать действие на фотосинтетический транспорт электронов. Так, в экспериментах in vitro показано его влияние на скорость нециклического и псевдоциклического транспорта электронов в хлоропластах. Согласно (Гине и др., 1998), при низких концентрациях (0,510 -10 7 М) амарантин стимулирует и реакцию Хилла, и реакцию Меллера; при высоких концентрациях ( 10 5 М) — ингибирует, а в диапазоне концентраций от 10"7 до 10"5 влияние амарантина на скорость этих реакций не обнаруживается. Однако механизмы взаимодействия амарантина с хлоропластами не ясны. Возможно, что амарантин взаимодействует с переносчиками ЭТЦ (Гине и др., 1998), но с какими именно— неизвестно. Кроме того, нельзя исключить, что амарантин оказывает влияние на процессы транспорта протонов в тилакоидных мембранах. Можно предположить, например, что амарантин является слабым протонофором. В этом случае протонофорное действие амарантина могло бы приводить к увеличению скорости переноса электронов в ЭТЦ благодаря частичному рассеянию трансмембранного протонного потенциала, который, как известно (Kramer et al., 1999), тормозит перенос электронов на участке цепи между двумя фотосистемами. Можно также предположить, что именно с действием на различные участки в цепи переноса электронов и протонов, а не с существованием нескольких форм пигмента (такое предположение было высказано в работе (Гине и др., 1998)), связана неодинаковая направленность действия амарантина на транспорт электронов в зависимости от его концентрации. Для выяснения механизмов влияния амарантина на процессы транспорта электронов в хлоропластах необходимо установить: а) с какими компонентами ЭТЦ взаимодействует амарантин, б) каков характер этого взаимодействия (оказывает ли амарантин ингибирующее или стимулирующее действие на компоненты ЭТЦ, участвует в окислительно-восстановительных реакциях), в) какое влияние амарантин может оказывать на тилакоидные мембраны хлоропластов. Для ответа на эти вопросы в данной работе мы изучили влияние амарантина на светозависимые окислительно-восстановительные превращения реакционного центра Р700 в изолированных хлоропластах бобов и амаранта класса Б, а также на генерацию АрН, регистрируемую по поглощению спиновой метки ТЕМПОамин тилакоидами.
Известно, что окисленные реакционные центры ФС 1 (Р7оо+) дают характерный сигнал ЭПР (так называемый сигнал ЭПР I) с параметрами g = 2,0023, АН = 8,0-9,0 Гс (Weaver, 1968; Тимофеев и Гольдфельд, 1986). Величина этого сигнала зависит от интенсивности и спектрального состава действующего света. На рис. V.2.1 показан сигнал ЭПР суспензии хлоропластов бобов, освещаемых белым светом (спектр а). На этом же рисунке показан сигнал ЭПР, записанный при тех же условиях освещения в присутствии амарантина (спектр б). Видно, что в присутствии амарантина (в концентрации 2,4 мМ) величина сигнала увеличивается по сравнению с контролем. На рис. V.2.1 приведен разностный сигнал (спектр б - спектр а). Центр этого сигнала совпадает с центром сигнала ЭПР I (g = 2,0023), но его ширина (АН = 5,5 Гс) заметно меньше по сравнению с сигналом ЭПР I (АН = 9,0 Гс). Это означает, что в присутствии амарантина в хлоропластах индуцируется дополнительный сигнал ЭПР отличный от сигнала ЭПР I, который может принадлежать семихинонной форме амарантина.
Действительно, сигнал ЭПР, подобный разностному сигналу (рис. V.2.1 , спектр в) можно получить в растворе амарантина без хлоропластов. Как видно из рис. V.2.2 , амарантин, растворенный в щелочном растворе (рН 10), содержащем 100 мМ ферроцианид калия (восстановительные условия), дает сигнал ЭПР, который по своим параметрам (АН = 5,5 Гс, g = 2,0023) совпадает с разностным сигналом, приведенным на рис. V.2.1 . В окислительных условиях (в присутствии 50-100 мМ феррицианида калия) наблюдается гораздо более слабый сигнал ЭПР раствора амарантина (рис. V.2.2 ). Эти результаты указывают на то, что узкий (АН = 5,5 Гс) сигнал ЭПР обусловлен свободными радикалами амарантина (А "), образующегося при его восстановлении ионами ферроцианида (А + е" - А"). При нейтральных рН величина сигнала ЭПР заметно уменьшается (рис. V.2.2 ), что может быть обусловлено реакцией диспропорционирования протонированных семихинонов амарантина (2АН - А + АН2). Известно, что скорость диспропорционирования протонированных электронейтральных радикалов АН выше, чем заряженных анион-радикалов А , существующих при щелочных рН. Таким образом, можно предположить, что рост величины фотоиндуцированного сигнала ЭПР хлоропластов в присутствии амарантина (рис. V.2.1 ) обусловлен появлением сигнала от семихинонной формы амарантина.
Еще одним доводом в пользу того, что в присутствии амарантина в суспензии хлоропластов появляется дополнительный сигнал ЭПР, не принадлежащий Р7оо+ является различие зависимостей величин сигнала ЭПР от мощности СВЧ для контрольных и опытных образцов (рис. V.2.3 ). Таким образом, сигнал ЭПР хлоропластов (при освещении белым светом) в присутствии амарантина является суперпозицией двух сигналов, один из которых является сигналом ЭПР I, а другой, видимо, принадлежит амарантину в восстановленной форме. Это свидетельствует о том, что при освещении хлоропластов амарантин восстанавливается за счет взаимодействия с ЭТЦ.
Величина дополнительного сигнала ЭПР в суспензии хлоропластов, принадлежащего амарантину, зависит от источника хлоропластов и условий их освещения. На рис. V.3.1 приведены гистограммы, показывающие величины сигналов ЭПР хлоропластов бобов, индуцированных светом различного спектрального состава и интенсивности. Видно, что при освещении хлоропластов бобов светом, который возбуждает обе фотосистемы (свет 65о и белый свет), величина сигнала ЭПР в присутствии амарантина оказывается выше, чем в контроле. Этот эффект наблюдается при действии белого света разных интенсивностей. Рост сигнала в опыте по отношению к контролю, однако, не наблюдается при освещении хлоропластов светом А,7о7 , который возбуждает только ФС 1. Таким образом, возникновение сигнала ЭПР амарантина зависит от активности ФС 2. Это говорит о том, что амарантин восстанавливается при его взаимодействии с ФС 2 или какими-либо другими компонентами ЭТЦ, расположенными между двумя фотосистемами.
Чтобы установить, на каком участке ЭТЦ происходит восстановление амарантина, мы изучили кинетику светозависимых изменений величины сигнала ЭПР хлоропластов в присутствии ингибитора ФС 2 DCMU (рис. V.3.2 ). Как известно, DCMU необратимо связывается с ФС 2, препятствуя восстановлению пластохинона. Величина сигнала ЭПР в контрольном образце при любом освещении практически не зависит от интенсивности и спектрального состава освещения. В присутствии амарантина (в концентрации 0,024 - 2,4 мМ) включение белого света после света Х701 приводит к появлению дополнительного сигнала ЭПР, который принадлежит восстановленной форме амарантина. Это означает, что амарантин взаимодействует на акцепторном участке ФС 2, расположенном до места действия DCMU.
