Содержание к диссертации
Введение
Глава 1 Идентификация косточковых культур на основе молекулярно-генетических маркеров
1.1 Типы молекулярно-генетических маркеров
1.2 Морфологические маркеры
1.3 Биохимические маркеры
1.4 Маркеры ДНК
1.4.1 RFLP - маркеры
1.4.2 ПЦР
1.4.3 RAPD - маркеры
1.4.4 AFLP - маркеры
1.4.5 SSR - маркеры
1.4.6 ISSR - маркеры
1.4.7 Ретротранспозоны
1.4.8 SNP - маркеры
1.5 Выделение растительной ДНК
1.6. Подбор праймеров
Глава 2 Материалы и методы
2.1 Объекты исследования
2.2 Методы исследования
2.2.1 Выделение растительной ДНК
2.2.2 Амплификация ДНК
2.2.3 Электрофорез в агарозном геле и визуализация продуктов амплификации
2.3 Обработка результатов анализа
Глава 3 Результаты исследований и их обсуждение
3.1 Модификация протокола выделения ДНК из растений косточковых культур (слива, вишня, черешня)
3.2 Выбор праймеров
3.3 Идентификация косточковых культур
3.3.1 Идентификация сортов и ценных форм косточковых культур
3.3.2 Обнаружение гибридов косточковых культур
3.3.3 Кластерный анализ родственных связей косточковых культур
3.4 Характеристика эффективности праймеров и их комбинаций
3.5 Экономические затраты на проведение анализов для сортовой идентификации
3.6 Обсуждение результатов
Выводы
Рекомендации для практического использования
Список использованной литературы
- Биохимические маркеры
- SSR - маркеры
- Выделение растительной ДНК
- Идентификация сортов и ценных форм косточковых культур
Введение к работе
Косточковые культуры, как и большинство плодовых растений, имеют очень продолжительный ювенильный период, исчисляемый годами. Для описания морфологических характеристик, таких как форма плода, его окраска, вкусовые качества, химический состав и так далее, необходимо 5-6 лет, чтобы растение вступило в период плодоношения. Только на данной фазе развития создаются условия для оценки всех морфологических характеристик, используемых впоследствии для проведения апробационных мероприятий. Кроме того, для регистрации сорта необходимо его сравнение со стандартным сортом при тех же самых условиях выращивания. А в связи с быстрым развитием селекции ежегодно появляются десятки новых сортов плодовых растений, требующих паспортизации.
Возникшие проблемы могут быть решены применением молекулярных маркеров на основе ДНК. Эти маркеры используются на очень ранних фазах развития растения. Так, применение данных маркеров для идентификации молодых сеянцев в первый год развития позволит не дожидаться начала плодоношения. Для выделения ДНК подходит любой растительный материал - кора, корневые отростки, листья, почки, цветки, пыльца, и даже гербарий. Препараты ДНК хранятся длительное время и многократно применяются для анализа.
В отличие от морфологических признаков, которые варьируют при разных погодных условиях, ДНК - маркеры не зависят от влияния окружающей среды. По сравнению с другими молекулярными маркерами (белковыми или иными биохимическими) маркеры на основе ДІЖ обладают огромным, «почти безграничным», потенциалом полиморфизма.
ДНК - маркеры позволяют ускорить селекционный процесс, так как идентификация исходного материала и анализ результатов скрещивания могут быть выполнены в достаточно короткий период времени. Таким образом, облегчается подбор родительских пар для скрещивания, поиск
родительского материала в гибридных формах и анализ интрогрессии полезных признаков от исходных форм потомкам.
Маркирование сортового материала обеспечит контроль за его однородностью и стандартностью при закладке маточных насаждений, сортовой прочистке садов и при реализации посадочного материала.
ДНК - технологии позволят оценить значительное разнообразие аборигенных и интродуцированных, дикорастущих и культурных форм растений и на основе молекулярных исследований создать коллекцию зародышевой плазмы для селекционного использования Применение молекулярных подходов в изучении филогении уточнит спорные вопросы систематики плодовых культур. Установление родственных связей прояснит происхождение многих сортов с неизвестными родословными.
Наконец, молекулярная идентификация и паспортизация сортов и ценных форм плодовых культур расширит возможности системы защиты авторских прав селекционеров.
Научная новизна. Адаптирована методика выделения ДНК из различных тканей и органов косточковых культур (сливы, алычи, вишни и черешни), модифицирован буфер для лизирования растительных тканей. Предложено использовать для экстрагирования ДНК из саженцев растений, находящихся в состоянии покоя, камбиальные ткани растений.
Отобраны праймеры и их комбинации для проведения сортовой идентификации внутри каждого вида. Определены оптимальные температурные режимы отжига олигонуклеотидов. Выполнена идентификация сортов сливы, алычи, вишни и черешни. Впервые получены данные о сортовом полиморфизме косточковых культур на основе результатов молекулярных исследований. Выявлены праймеры и их комбинации, позволяющие получить уникальные профили ДНК каждого сорта. У ряда сортов получены уникальные фрагменты. Проведена оценка изученных праймеров и их комбинаций на пригодность для проведения
сортовой идентификации косточковых культур. Впервые продемонстрированы данные родства сортов косточковых культур на уровне анализа ДНК.
Практическая значимость. Предложена методика, включающая протокол выделения ДНК и набор необходимых праймеров, позволяющая проводить сортовую идентификацию косточковых культур. Получены результаты для создания базы данных сортов сливы, алычи, вишни и черешни, которая в дальнейшем позволит проводить сортовую идентификацию, оценивать гибридные формы и выполнять анализ родословных различных образцов растений. Уникальные наборы фрагментов ДНК сортов косточковых культур помогут осуществлять независимую экспертную оценку сортов с целью защиты прав селекционеров. Выявленное генетическое родство сортов может быть использовано для уточнения вопросов их происхождения.
Апробация работы. Материалы исследований доложены на III Московском международном конгрессе «Биотехнология: состояние и перспективы развития» (Москва, 14-18 марта 2005 г.), международной научно-практической конференции «Развитие наследия И.В. Мичурина и подготовка кадров» (Мичуринск - наукоград, 8-9 сентября 2005 г.), на I Всероссийской конференции «Биотехнология как инструмент сохранения биоразнообразия растительного мира» (Волгоград, 26-29 августа 2006 г.), на 7-ой молодежной научной конференции (Москва, 4 апреля 2007 г.), на заседаниях Ученого совета и секции ягодных культур ГНУ ВСТИСП (2004 -2007 гг.).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано шесть научных работ.
Биохимические маркеры
Наряду с морфологическими признаками на протяжении многих лет широко и успешно используется целый ряд физиолого-биохимических показателей.
На основе биохимических маркеров, в частности, на особенностях фенольного состава листьев проводилась оценка таксономического положения видов песчаной и войлочной вишни, а также принадлежность антипки к подроду Misrocerasus. Хемотаксономические исследования показали близость вишни песчаной к сливам (Острейко, 1969), подтверждая идею перевода вишни песчаной в род Prunus, которую высказал B.C. Нижников (1977). Фенольный профиль антипки, по мнению авторов, позволяет говорить о выделении ее в особый род. Основываясь на результатах хроматографического разделения фенолов, исследователи предложили свою гипотезу происхождения вишни обыкновенной. Они считают, что С. vuglaris имеет более сложное полифилетическое происхождение, которое может быть результатом спонтанной гибридизации двух форм, являющихся в свою очередь гибридами: первая - черешни и антипки, вторая - антипки и вишни степной (Острейко, Дроздовский, 1996).
Перспективы использования таких биохимических маркеров в селекции значительно увеличились с обнаружением полиморфизма изоферментов и запасных белков (Иванов, 1989). Эти маркеры обладают следующими свойствами: - аллельные варианты всегда связаны с изменением нуклеотидной последовательности в экзонах - самой консервативной части генома; - исследуемые белки традиционно имеют хорошо изученную биохимическую функцию; - изменение электрофоретической подвижности белка отражает изменение его заряда - характеристика, находящаяся под контролем факторов отбора в живой клетке (Конарев, 1983; Созинов, 1983; Календарь, Глазко, 2002).
В настоящее время изучением множественных форм ферментов методом энзим-электрофореза уточняется ряд сложных вопросов происхождения и систематики различных видов. Родственные виды должны иметь определенное сходство по полиморфизму ферментов и инвариантным формам белков, причем, чем более близкое происхождение имеют виды, тем меньше различий можно ожидать в изоферментных профилях. Полиморфные и инвариантные белковые системы играют важную роль при изучении филогенеза ныне существующих видов (Конарев, 1983; Созинов, 1983).
Метод белковых маркеров позволяет решать ряд проблем селекции, например, таких как идентификация сортов, маркирование инбредных линий и оценка их на однородность, отбор ценных генотипов по белковому фенотипу, анализ гибридов, получении информации о подлинности и сортовой чистоте сеянцев.
Самое большое количество исследований полиморфизма ферментов на плодовых культурах было выполнено в области определения сортов в пределах вида (Nielsen, 1985). Ферменты использовались для характеристики сортов персика (Messeguer et al., 1987; Goffreda et al., 1991; Werner, 1992), черешни (Granger et al, 1993), миндаля (Arulsekar, Parfitt, 1986; Mowrey et al., 1990), вишни и Prunus serotina Ehrh. (Beaver et al., 1995). Изменчивость спектров изоферментов пероксидазы позволила получить информацию о характере наследования генома при целенаправленных скрещиваниях и свободном опылении потомков сливы P. domart (Пономаренко, 1994). Л.В. Голышкина (1998) определила специфичность множественных форм ферментов у ряда сортов и селекционных форм вишни. К. Chung и К. Ко (1995) исследовали спектры ферментов для классификации диких и культурных корейских видов персика. Сцепление и наследование изоферментных локусов у Pyrus communis L. изучали Е. Chevreau et al.(1997).
Изоферменты использовались для подтверждения получения межвидовых гибридов Prunus (Byrne, Littleton, 1989), а также соматических гибридов между дикой грушей (Pyrus communis var. pyraster L.) и подвоем вишни Colt (Prunus avium x pseudocerasus) (Ochatt et al., 1989). Ферментный анализ применяли в некоторых селекционных программах цитрусовых для анализа потомства гибридных саженцев (Ben - Hayyim et al., 1982). A.Goldring et al. (1987) использовали ферментный анализ для определения отношений ауткроссинга в группе авокадо «Hass».
На плодовых культурах сортовая характеристика по ферментам часто объединялась с анализом родословных. Генотипы ферментов обсуждали при анализе сортов сливы и яблони (Byrne, Littleton, 1988; Weeden, 1989). Происхождение некоторых сортов ананаса настоящего, манго, банана и авокадо определяли по ферментным маркерам (Torres, Bergh, 1978; Jarret, Litz, 1986; DeWald et al., 1988; Degani et al., 1990).
Однако белковый полиморфизм позволяет исследовать только белок-кодирующие последовательности - это 1% генома у высших эукариот. Но главная трудность в использовании изоферментов для сортовой идентификации на плодовых видах состоит в том, что полиморфизма изоферментов может быть недостаточно для однозначной идентификации отдельных сортов. Эта проблема возникает из-за природы самих видов или отсутствия генетической изменчивости в группе оцениваемых сортов. Так, из 108 сортов яблони по спектрам полос пероксидазы смогли выделить только 26 фенотипических групп (VinterHalter, James, 1983). По изоферментным фенотипам идентифицировали 38% изучаемых клонов японских слив (Prunus salicina Lindl) (Byrne, Littleton, 1988).
Дополнительные ограничения на использование изоферментов для сортовой идентификации состоят в том, что ценные сорта возникли в результате почковой мутации или соматической мутации. Изоферменты не могут использоваться в идентификации подобных мутаций, как ожидалось (Menendezetal., 1986).
SSR - маркеры
Одними из первых появились методы ПЦР с произвольными праймерами, случайно выбирающими участки генома для отжига. Техника множественного случайного ампликона (Multiple Arbitrary Amplicon Profiling - МААР) базируется на основных ниже описанных методах, разработанных в разных лабораториях (Гостимский и др., 1999): - метод случайно амплифицированной полиморфной ДНК - RAPD (randomly amplified polymorphic DNA, русское название - САПД) (Williams et al., 1990); ПЦР с произвольным праймером - АР - PCR (Arbitrary Primed PCR, русское название ПП - ПЦР) (Welsh et al., 1991); - УП - ПЦР (ПЦР с универсальными праймерами) (Булат и др., 1992); - ДНК - амплифицированный фингерпринт - DAF (DNA Amplification Fingerprinting) (Caetano-Anolles et al., 1991); - ASAR (allele-specific associated reaction) (Gu et al., 1995).
Эти модификации различаются длиной праймеров, соотношением праймер/ДНК матрица и гелем для разделения продуктов амплификации. Эти отличия методов обуславливают многообразие наборов фрагментов ДНК (как по количеству, так и по спектру длин).
В RAPD - методе используют короткие одиночные произвольные 9-Ю членные праймеры и мягкие реакционные условия (низкая температура связывания). Для обнаружения нескольких фрагментов ДНК используют агарозный электрофорез и окрашивание бромистым этидием (Williams et al., 1990; Welsh et al., 1991). Метод ПП - ПЦР предусматривает использование одиночных произвольных праймеров в 16-25 п.н., а реакция амплификации состоит из двух мягких циклов, за которыми следует серия циклов жесткой амплификации. Полученные продукты разделяют с помощью электрофореза в полиакриламидном геле (ПААГ) и обнаруживают радиоавтографически (Булат и др., 1992; Welsh et al., 1991). ДАФ - стратегия использует один или более праймеров, обычно длиной 7-8 нуклеотидов, и жесткие или мягкие реакционные условия, чтобы получить относительно сложные ДНК -профили. В этом случае продукты амплификации выявляются при ПААГ -электрофорезе и с помощью высокочувствительного окрашивания нитратом серебра (Caetano - Anolles et al., 199.1; Tingley, Tufo, 1993).
RAPD - маркеры обладают, в основном, менделевским наследованием, как правило, доминантного типа. Кодоминантное наследование встречается относительно редко - 2-3% всех RAPD - маркеров у растений (Krutovskii et al., 1998). Из-за доминантности RAPD - маркеров невозможно различить гомозиготные (АА) и гетерозиготные (Аа) организмы, что приводит к утрате части информации.
RAPD - анализ в отличие от метода RFLP состоит из немногих этапов, очень производителен по времени, не требует дорогостоящего оборудования и высококвалифицированного персонала. Кроме того, для ПЦР - реакции необходимы малые количества ДНК (10-25 нг).
Преимущества RAPD - анализа перед другими методами ДНК -маркеров состоят в том, что не нужна предварительная информация о нуклеотидной последовательности тех или иных участков генома.
Метод очень чувствителен к условиям реакции. Для обеспечения воспроизводимых результатов их необходимо оптимизировать и строго контролировать. Это относится в первую очередь к качеству и концентрации ионов Mg , характеристике используемой ДНК - полимеразы, выбору оптимальной температуры отжига и параметров амплификатора. Условия проведения электрофореза и качество агарозы также влияют на количество выявляемых продуктов амплификации и их разделение (Гостимский и др., 1999). Области применения метода RAPD разнообразны: 1) изучение генетического внутрипопуляционного полиморфизма, сегрегации и биоразнообразия; 2) история и география популяций; 3) родительсий анализ, индивидуальная идентификация; 4) поиски родства диких и домашних форм; 5) выявление сомаклональных вариантов (Гречко, 2002).
RAPD - метод является одним из распространенных подходов для выявления генетического родства между близкими видами растений. Он высоко эффективен для внутривидового сравнения разных геномов и дает возможность улавливать генетические различия между разновидностями, сортами, линиями и отдельными экземплярами одного и того же вида. Это имеет практическое значение для характеристики разных линий и создания гетерозисных форм растений. RAPD - маркеры используют для изучения природы сомаклональной изменчивости и сомаклональной гибридизации растений.
Считается, что RAPD - маркеры обладают очень высокой изменчивостью. Однако в исследовании RAPD - фингерпринтов ДІЖ нескольких видов хвойных пород показано, что наряду с изменчивыми RAPD - маркерами внутри вида обнаруживаются инвариантные, не показывающие индивидуальной и географической изменчивости, но являющиеся видоспецифичными (Алтухов, Абрамова, 2000). Такую ДНК предложено отличать от полиморфной, назвав ее RAMD - random amplified monomorphic DNA (Алтухов, Рычков, 1972).
Выделение растительной ДНК
Протокол проведения электрофореза ПЦР-продуктов: 1. Приготовление рабочего раствора буфера для электрофореза. Содержимое пакета "Буфер для электрофореза" растворяли в 200-300 мл дистиллированной воды, доводили объем до 1 л дистиллированной водой. 2. Подготавливали прибор для горизонтального электрофореза (устанавливали прибор в строго горизонтальное положение с помощью регулируемых ножек, собирали столик для заливки геля, устанавливали гребенки). 3. Приготовление агарозного геля. Содержимое пакета "Агароза" переносили в стеклянную колбу до 250 мл, добавляли 150 мл готового раствора Буфера для электрофореза. Суспензию агарозы в колбе доводили до кипения в микроволновой печи до совершенно прозрачного состояния. Добавляли 10 мкл бромистого этидия. 4. Расплав охлаждали при комнатной температуре до 55-60С, затем наливали в плашку от прибора для электрофореза. 5. Заливали в камеру для электрофореза готовый раствор Буфера для электрофореза (жидкость должна покрывать гелевую пластину слоем 2-3 мм). 6. После остывания агарозы разбирали столик для заливки геля, и готовый агарозный гель переносили в электрофорезную камеру прибора. Под буфером осторожным движением извлекали гребенки из агарозного геля. 7. 10 мкл продуктов ПНР отбирали из-под слоя минерального масла и переносили в карман гелевой пластины (порядок - пробы анализируемых образцов, затем отрицательный контроль). В один из карманов вносили ДНК маркер. 8. Закрывали крышку прибора для электрофореза и подключали к источнику постоянного напряжения, соблюдая полярность электродов. 9. Включали электропитание и устанавливали рабочее напряжение 120В (время электрофореза 20-40 минут). 10. По окончании электрофореза отключали источник напряжения, снимали крышку с прибора для электрофореза. Агарозный гель извлекали из плашки и помещали в "кабинет" видеосистемы на фильтр трансиллюминатора (избегать контакта геля и буфера с кожей, использовать перчатки). Проводили регистрацию полученных результатов в памяти компьютера.
Все этапы ПЦР - анализа выполнялись с учетом рекомендаций производителя коммерческих наборов (ООО «Компания Биоком»). 2.3 Обработка результатов анализа На полученных профилях ДНК подсчитывали процент полиморфных фрагментов по формуле А- Зр+Эпр, где ар - количество полиморфных фрагментов, апр - количество мономорфных фрагментов. В выборках изученных сортов выявляли , уникальные профили ДНК и уникальные фрагменты ДНК, свойственные только отдельным сортам. Значения рассчитанных показателей усредняли.
Для количественной оценки полиморфизма ретротранспозонов семейства R 173 и определения степени родства между изученными образцами растений ДНК - профили анализировали на наличие (1) или отсутствие (0) одинаковых по размеру полос на геле, соответствующих определенным фрагментам. Результаты были представлены в виде матрицы состояний бинарных признаков, на основе которых были рассчитаны матрицы различий, используя коэффициенты Ней и Ли (Nei, Li, 1979).
Дендрограммы, определяющие степень родства между образцами растений, строили при помощи кластерного анализа (UPGMA) на основе компьютерной программы STATISTICA 6.0.
Выделение ДНК с помощью набора реагентов SILICA BOOM. Первоначально изучали возможность экстракции ДІЖ из листьев разных видов Prunus, используя 2 системы лизирующих буферов (см. Материалы и методы) набором SILICA BOOM. Согласно полученным данным более эффективной оказалась следующая система лизирующего буфера: 250 мкл 1% СТАВ (гексадецилтриметиламмониум бромид) и 250 мкл ЛБ (лизирующий буфер из набора реагентов SILICA BOOM), так как получаемые профили фрагментов ДНК на ее основе были более четкими и воспроизводимыми (рис. 1).
Однако анализ разных биологических повторностей, полученных при выделении ДНК из листьев одного сорта показал, что воспроизводимость результатов очень низкая (рис. 2). Это свидетельствует о низком качестве выделяемой ДНК при использовании выбранной системы буфера.
На основе анализа литературных данных об экстракции ДНК из растительного материала Prunus были определены следующие буферы: - буфер №1 (2,5% СТАВ, 0,7 М NaCl, 5 mM EDTA, 125 тМ sorbitol, 0,2 М Tris-HCl, рН 8,5) (Stockinger et al., 1996); - буфер №2 (2% СТАВ, 1,4 М NaCl, 20 тМ EDTA, 1% PVP-40,100 тМ Tris-HCl, рН 8) (Oliveira et al., 1999); - буфер №3 (2% СТАВ, 1,4 М NaCl, 20 тМ EDTA, 1% PEG 6000, 100 тМ Tris-HCl (рН 9,5) (Ortiz et al., 1997); - буфер №4 (2% СТАВ, 1,4 М NaCl, 20 тМ EDTA, 0,1% NaHS03,10 тМ Tris-HCl, рН 8) (Hormaza et al., 1999).
Мы изучили качество выделения ДНК выбранными системами буферов с помощью универсального праймера 18S рРНК (рис. 3). Анализ полученных данных показал, что наиболее эффективными для экстракции ДНК оказались системы буферов №2 и №3.
Идентификация сортов и ценных форм косточковых культур
В настоящее время эффективность применения ПЦР - анализа очень сильно зависит от методики выделения. Именно качество выделяемой ДНК определяет получаемые результаты.
Для проведения своих исследований нами были выбраны коммерческие наборы для выделения ДНК. Эти наборы имеют ряд преимуществ. В методике на стадии гомогенизации не используется жидкий азот. И вся стадия гомогенизации достаточно упрощена: измельчение происходит механически в высококонцентрированном лизирующем буфере. В данные наборы входят сорбенты на основе оксида кремния (IV) БіОг. Сорбентный метод выделения ДНК позволяет избежать многоступенчатой очистки с использованием хлороформа, изопропанола и других органических растворителей. Преимуществом данных наборов является их простота использования и оперативность в применении. Время выделения ДНК составляет 2,5 часа.
Набор SILICA BOOM не позволил получить профили ампликонов сортов косточковых культур достаточно высокого качества. Данная проблема связана с высоким содержанием полисахаридов и фенольных соединений в тканях анализируемых косточковых культур. Следствием этого являлось ингибирование полимеразной цепной реакции.
На данном этапе был использован другой коммерческий набор - Diatom DNA Prep 200. Он отличается от выше описанного набора SILICA BOOM более высокой концентрацией кремниевого сорбента, что позволяет сорбировать большие количества ДНК при экстракции и повысить качество ее очистки.
Для получения препаратов растительной ДНК более высокого качества были внесены изменения в методику. Был модифицирован состав лизирующего буфера. Из пяти изученных вариантов буферов нами был выбран тот, который содержал сорбитол. Использование именно данной модификации буфера в дальнейших исследованиях позволило получить профили фрагментов ДНК высокого качества.
Предложенная методика позволяет выделять ДНК из разных источников, что позволяет проводить характеристику растительного материала в любое время года независимо от физиологического состояния растения.
Кроме того, стабильность и быстрота получения результатов связана и с использованием коммерческого набора для приведения амплификации -«PCR core». Набор содержит уже готовые смеси для ПНР, содержащие фермент Tag-полимеразу, компоненты буфера и нуклеотиды для достройки цепи ДНК. Применение данного набора позволяет существенно экономить время за счет использования готовых компонентов для амплификации.
Таким образом, выбранная система анализа с применением коммерческих наборов является простой, эффективной и доступной.
Проведение идентификации косточковых культур является актуальной задачей, поскольку необходимо создание базы данных сортов этих культур. Подобный каталог позволит решить ряд важных проблем, таких как различение сортов саженцев вегетативно размножаемых культур, определение доли родительского материала в полученных гибридах, регистрация новых сортов и защита прав селекционеров, решение спорных вопросов в филогении плодовых культур.
С выбранными праймерами и их комбинациями идентификация была проведена успешно для сортов вишни и черешни, хотя сорта сливы могут быть полностью идентифицированы, если в анализе используется 2 комбинации праймеров.
Для идентификации сортов можно применять фрагменты, являющиеся уникальными для отдельного сорта. Как правило, с увеличением объема выборки исследуемых сортов количество выявляемых уникальных фрагментов уменьшается. Количество определяемых сортоспецифичных фрагментов также зависит от типа анализируемых сортов. Чем больше сортов с близким происхождением, тем меньше уникальных фрагментов будет определено в анализе. Также не было обнаружено никаких связей между количеством выявляемых сортоспецифичных фрагментов и количеством сортоспецифичных профилей ДНК.
Наряду с сортовой идентификацией применяемые комбинации праймеров позволяют выявлять гибриды и обнаруживать родительский генетический материал в гибридных растениях.
Кроме сортовой идентификации, изученные маркерные системы позволили провести идентификацию культур. Отличить сливу и алычу от вишни или черешни позволяют мономорфные фрагменты ДНК, в основном, яркой интенсивности. Различия между сортами вишни и сортами черешни обнаружить сложнее, поскольку мономорфные фрагменты определенной молекулярной массы, обнаруженные у сортов одной культуры, часто встречаются в профилях ДНК у большинства сортов другой культуры. То есть, возможны ситуации, когда мономорфные фрагменты, выявляемые у разных культур, имеют одинаковую молекулярную массу.
Используемые системы праймеров позволили провести кластеризацию сортов сливы, алычи, вишни и черешни. Данные расстояний сцепления свидетельствуют о достаточно высокой генетической изменчивости изученных сортов, особенно, сортов вишни и черешни. Это означает, что при создании данных сортов использовался исходный материал с широкой генетической основой.
