Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы 7
1.1. Этиология кетоза 7
1.2. Патогенез 11
1.3. Клинические признаки 20
1.4. Диагностика кетоза 27
1.5. Лечение 30
1.6. Профилактика 35
2. Собственные исследования 40
2.1. Материалы и методы исследований 40
2.2. Результаты исследований 48
2.2.1. Клинико-физиологический статус коров 48
2.2.2. Лечение субклинического кетоза коров 58
2.2.3. Профилактика субклинического кетоза коров 85
2.2.4. Экономическая эффективность применения оптимизированного рациона 108
2.2.5. Математическое моделирование концентрации кетоновых тел 113
3. Обсуждение результатов 119
Выводы 141
Практические предложения 143
Список литературы 144
Приложения... : 165
- Патогенез
- Диагностика кетоза
- Клинико-физиологический статус коров
- Профилактика субклинического кетоза коров
Введение к работе
В условиях промышленной технологии ведения животноводства отмечается чрезмерное функциональное напряжение организма животного, его различных органов и тканей, в ряде случаев функционирующих «на грани патологии», что приводит к эволюции старых и появлению новых болезней (А. В. Жаров, И. П. Кондрахин, 1983).
На этом фоне существенно обостряются имеющие место во второй половине XX столетия резкие изменения в условиях кормления и содержания скота, что приводит к развитию нарушения общего обмена веществ, появлению патогенетически взаимосвязанных болезней (И. П. Кондрахин, 1998), которые в современных условиях ведения молочного скотоводства чаще протекают в латентной, атипичной форме. Экономический ущерб, наносимый ими, во много раз превышает потери причиняемые болезнями с клинически выраженными признаками (А. Е. Подшибякин, 1990).
Одним из таких заболеваний, представляющим большое препятствие в увеличение молочной продуктивности животных, является кетоз молочных коров (А. В. Жаров, И. П. Кондрахин, 1983; С. И. Смирнов, 1983; 1984; И. П. Кондрахин, 1998).
Результаты исследований ряда авторов (И. П. Кондрахин, 1980; Ю. А. Кумарь и соавт., 1989) указывают на то, что кетоз отмечается у 23-38 %, а по некоторым данным до 80 % (И. П. Кондрахин, 1981) высокопродуктивных коров. Молочная продуктивность при этом снижается на 10-15 %, причем, даже после проведения комплекса лечебных мероприятий, первоначальная продуктивность животного так и не восстанавливается в полном объеме (Д. Я. Луцкий и соавт, 1978).
Данная патология чаще регистрируется в период глубокой стельности и в начале лактации, как в клинической, так и субклинической формах (С. И. Смирнов, 1984). К основным причинам кетоза относятся: кормление коров кормами содержащими большое количество белков, при одновременном недостатке углеводов, несбалансированность рационов, ожирение животных, кормление не доброкачественными кормами, нарушения функции желез внутренней секреции, гиподинамия и т.д. (В. М Коропов и соавт., 1961; В. Т. Самохин, 1981; А. А. Алиев, 1986; И. П. Кондрахин, 1989; А. В. Иванов и соавт., 2000).
Таким образом, кетоз являясь полиэтиологическим заболеванием, в процессе своего развития приводит к нарушению всех видов обмена веществ в организме животного, что в свою очередь формирует клиническую картину заболевания.
Несмотря на многочисленные исследования основных механизмов развития данного заболевания и его патогенеза в целом, многие вопросы, связанные с диагностикой, эффективными групповыми лечебно-профилактическими мероприятиями остаются мало изученными. В этой связи актуальным также является и разработка, собственно, диагностических тестов, позволяющих с минимальными материально-техническими затратами оценить степень кетогенеза.
Патогенез
Предрасположенность жвачных к кетозу обусловлена, прежде всего, тем, что источниками синтеза глюкозы и жирных кислот в их организме являются ЛЖК, образующиеся под действием микрофлоры преджелудков в процессе брожения углеводов (клетчатки, крахмала, Сахаров) (А. М. Колесов, 1971).
В рубце сахара быстро ферментируются с образованием уксусной, пропионовой и масляной кислот, повышают эффективность усвоения азота корма микрофлорой и откладываются в них в виде полисахаридов, обеспечивая более полное переваривание клетчатки. Крахмал повышает утилизацию корма, но медленнее ферментируется с образованием пропионовой кислоты (Н. В. Курилов, Н. А. Севастьянова, 1978). В результате бактериальной ферментации сахара и крахмал корма расщепляются почти полностью, а клетчатка — более чем наполовину (Р. Даугерт, 1984; И. П. Кондрахин, 1989).
При оптимальном, кормлении соотношение ЛЖК в содержимом рубца составляет: 65 % уксусной, 20 % пропионовой и 15 % масляной кислоты (И. П. Кондрахин, 1981). Однако наиболее выраженным гликогенным эффектом обладает лишь пропионовая кислота, из которой и образуется в основном глюкоза крови (Н. А. Уразаев, 1986). Уксусная кислота не обладает сильным гликогенным эффектом и ее введение в рубец не вызывает увеличения глюкозы в крови, так как единственный путь ее превращения в глюкозу проходил бы через ацетил-КоА в цикле Кребса. Но при вовлечении молекулы ацетил-КоА в этот цикл, из-за потери 2-х углеродных атомов в нем в виде С02, не происходит чистого прироста щавелево-уксусной кислоты (ЩУК), а имеет место лишь ее регенерация, и значит, синтез глюкозы не возможен (А. Я. Батраков, 1980; А. А. Алиев, 1997).
Масляная кислота является мощным кетогенным средством, роль которой установили в 1964 году С. И. Смирнов и соавт., путем введения коровам растворов масляной кислоты в дозах и концентрациях, примерно соответствующих её поступлению с недоброкачественными кормами (С. И. Смирнов, 1984; М. Е. Павлов, 1986). Выяснилось, что в процессе синтеза ацетил-КоА, из неё конечным продуктом образуется ацетоуксусная кислота, которая при недостатке в организме предшественников ЩУК переходит в ацетон и р-оксимасляную кислоту (С. Remesy et al., 1984).
Избыток белка в рационе сопровождается обогащением организма кетогенным и аминокислотами (лейцин, фенил ал анин, тирозин, триптофан, лизин), в процессе превращения которых образуется свободная ацетоуксусная кислота (Н. А. Миронов, 1978). Механизм ее образования связан с тем, что при высоком содержании протеина в рационе на фоне низкого сахаропротеинового отношения (ниже единицы), дефиците сырой клетчатки и плохом качестве скармливаемого сена, в рубце образуется большое количество аммиака, который в процессе микробиального синтеза усваивается лишь частично (С. И. Вишняков, 1988). Повышение концентрации аммиака приводит к нарушению рубцового пищеварения, снижению рН рубцового содержимого, поступлению в кровь большого количества масляной и молочной кислот, аммиака и др. (Л. В. Даугнора, 1987). При этом всосавшийся аммиак током крови доставляется в печень, где из него образуется мочевина, часть которой выделяется с мочой, а другая со слюной вновь поступает в рубец (И. П. Кондрахин, 1989). Однако, избыточное поступление из преджелудков аммиака оказывает отрицательное воздействие на внутриклеточный обмен организма. Аммиак тормозит реакции ЦТК в митохондриях клетки за счет подавления регенерации ЩУК (Н. . А. Уразаев, 1986). Данный эффект наблюдается вследствие неоднозначного воздействия аммиака на компоненты цитратного цикла, в результате, с одной стороны, он облегчает превращение ЩУК в аспаргиновую кислоту и тем самым уменьшает ее концентрацию, с другой -вызывает усиленное образование глутаминовой кислоты из а-кетоглутаровой кислоты и тем самым прерывает цикл Кребса (Й. Тодоров, 1963; В. Н. Топарская, 1970; Л. М. Шмуйлович, Д. Я. Луцкий, 1980). В результате затрудняется окисление ацетил-КоА и образуется большое количество ацетоуксусной кислоты и ацетона.
Таким образом, несбалансированность рационов по основным питательным элементам, в т. ч. макро- и микроэлементам способствует нарушению рубцового пищеварения, изменению не только видового состава его микрофлоры, но и уменьшению количества бактерий и инфузорий в нем (A. Zerbracki, 1986; Л. В. Даугнора, 1987), что в свою очередь приводит к изменению соотношения ЛЖК в рубце и понижению рН (6,5 и ниже). В рубцовом содержимом снижается концентрация пропионовой кислоты, возрастает уровень масляной, уксусной, молочной и др. кислот (М. Е. Павлов, 1986; A. Zerbracki, 1986; И. П. Кондрахин, 1989).
Дефицит пропионовой кислоты и глюкозы в организме, особенно в первые 2 месяца лактации, сопровождается торможением реакции окисления ацетил-КоА в ЦТК, и способствует образованию большого количества кетоновых тел (L. Vik-Mo et al., 1984; P. L. Kunz et al., 1985; G. De Boer et al., 1985; А. В. Жаров, 1983; 1994; H. O. Gravert, L. Diermann, 1986; И. П. Кондрахин, 1989). При этом, вследствие увеличения недоокисленных продуктов обмена, в т. ч. кетоновых тел, происходит уменьшение щелочного резерва крови, а следовательно, развитие ацидоза и деминерализации костей (И. П. Кондрахин, 1980; Б. Н. Шестаков, 1980).
Недостаток углеводов в организме животного активизирует процессы гликолиза и гликогенолиза (Д. Я. Луцкий, В. А. Чекан, 1981; С. Remesy et al., 1984) за счет активизации в мышечной ткани адреналином, а в печеночной — адреналином и глюкагоном, соответственно мышечной и печеночной фосфорилазы (Л. Рачев и соавт., 1967; В. Б. Розин, 1994). Тем не менее, весь запас гликогена в организме не может покрывать энергетические потребности более суток (А. А. Алиев, 1997). Это обстоятельство объясняет происходящий параллельно с гликолизом и гликогенолизом процесс мобилизации липидов из жировых депо, вызываемый сигнальными молекулами гормонов — адреналина и глюкагона, а также стероидами надпочечников (А. Н. Голиков и соавт., 1991). Они стимулируют гидролиз триглицеридов в адипоцитах, транспорт из адипоцитов свободных жирных кислот (этому во многом способствует альбумин плазмы) и доставку жирных кислот кровью к различным органам. Напомним, что по мере повышения плазменного содержания глюкагона уровень инсулина падает, что приводит к ускоренной мобилизации жирных кислот, сопряженной с пониженной утилизацией глюкозы (Р. М. Кон, К. С. Рот, 1986; Д. Я. Луцкий, В, А. Чекан, 1981). В гепатоците жирные кислоты вовлекаются в процессы (3-окисления, активируются до соответствующих ацил-КоА-производных, которые в конечном итоге расщепляется до ацетил - Ко А.
Диагностика кетоза
Диагноз основывается на клинических признаках, патоморфологических изменениях, лабораторных исследованиях крови, мочи, молока, анализе почв, рационов и зоогигиенических параметров, продуктивности животного и наследственной устойчивости к кетозу. Постановка диагноза при клиническом кетозе не представляет затруднений. Однако, необходимо дифференцировать первичный кетоз от вторичного, определить течение и характер заболевания (И. П. Кондрахин, 1981; Н. И. Кочнев, 1993). К патогномоничным признакам болезни относят: кето нем и ю, кетонурию, кетолактию и гипогликемию. Тяжесть состояния оценивается на основании клинической картины, степени гиперкетонемии и гипогликемиии (Д. Я. Луцкий и соавт., 1978). Из клинических показателей обращают внимание на поведение животного, аппетит, уровень лактации, состояние сердечно-сосудистой системы и пищеварительного аппарата (А. А. Кудрявцев, О. Г. Лысенко, 1971).
Наибольшую трудность в диагностике представляет субклинический кетоз, чаще всего возникающий на ранних стадиях лактации. Клинически данная форма кетоза практически не проявляется. Его выявление возможно при использовании лабораторных методов исследования. Наиболее простым и доступным методом ранней диагностики субклинического кетоза является экспресс-метод обнаружения кетоновых тел в моче с реактивом Лестраде. Положительная проба с указанным реактивом молока и сыворотки крови наблюдается только лишь при клинической форме кетоза (А. И. Чумак, 1969; Й. Чяпулис, 1978; И. П. Кондрахин, 2001). С. Heuer et al. (2001), предлагает для диагностики субклинического кетоза использовать метод инфракрасной спектроскопии молока.
Для более точной диагностики заболевания важными показателями являются определения в крови: общего количества кетоновых тел и их фракций, глюкозы, общего белка, белковых фракций в сыворотке, остаточного и полипептидного азота, кислотно-щелочного состояния крови, общего кальция, неорганического фосфора, активности щелочной фосфатазы; в моче: определение кетоновых тел, удельного веса, цвета, реакции — рН, белка, глюкозы, индикана, аммиака, мочевины, мочевой кислоты и креатинина; в молоке: определение кислотности, белка, молочного сахара, хлора, кетоновых тел, мочевины (Э. Б. М. Ахмед, 1973; Б. Н. Шестаков, 1980; А. С. Яковлев, 1983; В. А. Пасечник, 1987; Н.-Р. Nohner, Р. Hocker, 1987; М. М. Исламов, 1989; G. Staudacher, 1989; F. Enjabert et аЦ 2001).
В связи с низкой концентрацией фракции Ас Ас в молоке, A. Ubald et al. (2000), рекомендует для диагностики субклинического кетоза определять в молоке р-гидроксибутирата (ВНВ). Для диагностики кетоза иногда прибегают к пункции печени с последующим патолого-морфологическим, гистологическим, гистохимическим исследованием пунктата. Морфологическими маркерами заболевания является комплекс изменений: увеличение количества клеток с процессами вакуолизации, просветлением цитоплазмы и разрушением ультраструктур по всей дольке при их функциональном истощении, развитие очагов микронекрозов и очаговых лимфоидноклеточных инфильтратов, явления жировой дистрофии с отложением липофусцина, появление всех фаз атрофического цирроза (И. В. Стряпунина, 1998).
Первичный кетоз необходимо отличать от вторичного кетоза, послеродового пареза, бешенства, отравлений и др. Вторичный кетоз развивается при некоторых первичных заболеваниях, например, эндометрите, задержании последа, ретикулоперетоните, маститах, гастроэнтеритах, хирургических инфекция и др. В отличие от первичного кетоза, при вторичном, кетонурия менее выражена и не сопровождается резкой гипогликемией. При вторичном кетозе повышенная кетонемия наблюдается преимущественно за счет ВН, а соотношение между кетоновыми фракциями — ВН и АсЛс находится в более широких пределах (1:3,7-5,8), чем при первичном (Д. Я. Луцкий и соавт., 1978). При вторичном кетозе обнаружить ацетоновые тела (ацетон и ацетоуксусную кислоту) в молоке качественной пробой Лестраде не удается, так как концентрация их невелика, а при первичном кетозе эта проба служит диагностическим тестом (И. П. Кондрахин, 1989; В. М. Данилевский и соавт., 1992).
Послеродовой парез от кетоза отличается характерным симптомами (сопор, кома, парез мышц и др.), низким уровнем кальция в крови, высокой эффективностью специфических средств и методов лечения (нагнетание воздуха в молочную железу, инъекции растворов хлорида или глюконата кальция и др.) (А. В. Жаров, И. П. Кондрахин, 1983). Кроме того, М. Nydegger et al. (1990), указывает на высокую эффективность применения специального экспресс-теста для дифференциальной диагностики гипокальцемии при послеродовом парезе и кетозе. При первичной форме кетоза, необходимо исключить бешенство, при котором выделение большого количества кетоновых тел не является характерным (А. А. Алиев, 1986).
Отравления отличаются от кетоза, тем что протекают обычно острее, инкубационный период составляет ограниченное время (при отравлениях удобрениями и ядохимикатами) (А. В. Жаров, И. П. Кондрахин, 1983).
Для дифференциальной диагностики первичной остеодистрофии разработан особый метод исследования — биопсия костей, дающий возможность выявить ранние (скрытые) формы нарушения минерального обмена, которые не всегда определяются рентгенографическим методом. Еще большее значение имеет химический анализ золы в биоптатной пробе в сопоставлении с данными гистологии кости, а также биохимии крови.
Клинико-физиологический статус коров
Наиболее важным элементом профилактики нарушения обмена веществ у л актирующего скота является своевременная диспансеризация. Для выявления ранних субклинических и клинических форм заболевания в марте 2003 г. в учебно-опытном хозяйстве «Пригородное» АГАУ была проведена диспансеризация 368 голов продуктивного скота. Результаты представлены в табл. 3. Установлено, что температура тела у коров составляла 38,5 ± 0,6 С0, частота дыхания в минуту - 23,1 ± 3,6, а пульса - 75,15 ± 6,4 ударов в минуту.
При клиническом исследовании установлено: остеодистрофия у 21,5 %, различные патологии печени - 5,7 %, гипотония преджелудков - 2,71 %, травматический ретикулит - 1,36 %. Сколиоз наблюдался у 2,41 %, а кифоз и цистит у 0,82 % коров.
При лабораторном исследовании мочи и молока от 55 коров (15 % от поголовья стада), при помощи тест-полосок Кетоглюк-1, у 21-го животного (38,2 %) в моче выявлена концентрация кетоновых тел (в виде ацетона) выше 0,5 ммоль/л. В молоке 5 исследованных коров (9Д %) пробой Лестраде установлено превышение их уровня более 1,72 ммоль/л.
Результаты биохимического исследования крови коров, положительно реагирующих на кетоновые тела в моче и молоке, представлены в табл. 4.
Из табл. 4 видно, что при биохимическом исследовании крови коров положительно реагирующих на содержание кетоновых тел в моче и молоке, установлено: повышение уровня кетоновых тел выше физиологических пределов в 2,3 раза и их фракций — АсАс и ВН соответственно в 5,9 раза и 1,5 раза, снижение щелочного резерва до 18,41 ± 1,53 ммоль/л, концентрации глюкозы до 2,25 ± 0,16 ммоль/л, а также коэффициента ВН/АсАс до 1,53±0,28.
Кроме того, обнаружено нарушение минерального обмена, а именно в сыворотке крови установлено снижение ниже физиологических пределов концентрации марганца на 86,4 %, цинка на 72,2 %, кобальта на 41,2 %, и меди на 30,6 %. Указанные изменения свидетельствуют о нарушении углеводно-минерального обмена у лактирующих коров характерного для кетоза.
Известно, что в повышении уровня кетоновых тел в крови при названной патологии одну из ключевых ролей играет печень. По сообщению ряда авторов А. А. Кудрявцев, О. Г. Лысенко (1971), А. В. Жаров, И. П. Кондрахин (1983), А. Ю. Гаврилов, (1985), М. Е. Павлов (1986), Н. А. Уразаев (1986), Б. В. Уша и соавт., (2004) увеличение концентрации кетоновых тел в крови при различных формах кетоза сопровождается развитием жировой инфильтрации печени, которая в свою очередь, усугубляет тяжесть течения основного заболевания, а значит и требует значительной корректировки применяемой схемы лечения. В этой связи, нами была поставлена задача: изучить зависимость уровня кетотел в крови от степени поражения печеночной ткани и разработать неспецифические биохимические маркеры жировой дистрофии печени при кетозе
С этой целью были проведены биохимические и гистологические исследования печени 6 коров с признаками субклинического кетоза. При микроскопическом исследовании печени данных коров установлено, дольки печени сохранены, окрашены неравномерно - в центральной их части светлые, по сравнению с периферическими участками (рис. 6).
Профилактика субклинического кетоза коров
Наиболее эффективным способом борьбы с заболеваниями обмена веществ, в т. ч. алиментарными кетозами, является их профилактика, заключающаяся преимущественно в обеспечении организма животного всеми необходимыми питательными веществами, включая макро- и микроэлементы, единственным источником которых служат корма и вода.
Недостаток микроэлементов в кормах наиболее часто отмечается в зонах биогеохимических провинций, к которым относится Алтайский край с низким содержанием в почвах ряда основных микроэлементов: меди, цинка, кобальта, марганца и йода. По данным ряда авторов А. А. Эленшлегера (1999, 1999), О. Г. Дутовой (2000), С. В. Малкиной (2002) хронический недостаток указанных микроэлементов в кормах, а равно как и в организме животных, является одной из основных причин болезней обмена веществ.
Поэтому необходимо четко следить за уровнем микроэлементов в рационах кормления, рекомендовать адресную оптимизацию их содержание с учетом детализированных норм потребностей животных (Д. Я. Луцкий и соавт., 1978; В. Т. Самохин, 1981; А. А. Алиев, 1986).
В связи с этим, с целью профилактики субклинического кетоза, был проведен второй научно-хозяйственный опыт на двух группах клинически здоровых коров. Первая группа получала рацион, оптимизированный по микроэлементному составу, вторая содержалась исключительно на основном рационе хозяйства. Первая группа считалась опытной, а вторая соответственно контрольной. Из данных табл. 18 видно, что колебания температуры тела были незначительны и её показатели находились в физиологических пределах, что не позволяет сделать вывод о закономерной зависимости температурного уровня у животных подопытных групп от условия опыта. Среднегрупповые показатели частоты пульса в течение всего опыта находились в физиологических пределах с колебаниями в опытной группе от 69,3 ± 2,1 уд/мин до 73,6 ± 2,6 уд/мин и контрольной группе от 71,2 ± 1,5 до 76,5 ±2,8 уд/мин. При этом межгрупповые различия были недостоверны (Р 0,05). Среднестатистические показатели частоты дыхания у коров опытной группы были незначительно выше аналогичного показателя контрольной группы во время всего опыта. Тем не менее, достоверных различий в частоте дыхания между названными группами коров нами установлено не было (Р 0,05). Динамика повышения среднегрупповых показателей частоты рубцовых сокращений опытной группы несколько сходна с таковой контрольной группы, но была более активна и к заключительному исследованию была больше в опытной группе на 5 % относительно контрольной (Р 0,05).
Несмотря на отсутствие достоверных различий между указанными показателями животных исследуемых групп, в опытной группе показатели частоты пульса и дыхания были ниже, а частоты рубцовых сокращений выше относительно аналогичных показателей контрольной, что, на наш взгляд, можно рассматривать как улучшение клинико-физиологического статуса коров, получавших оптимизированный рацион.
Как следует из анализа табл. 19 и рис. 20 количество эритроцитов, как в опытной, так и контрольной группах животных на протяжении всего исследования было ниже физиологических границ с колебаниями у опытных животных от 4,10 ± 0,29 10 /л до 4,17 ± 0,21 10 /л и у контрольных от 4,11 ± 0,27 10 12/л до 4,15 ± 0,25 10 12/л.
У коров, получавших оптимизированный рацион, количество эритроцитов в крови повышалось в течение всего опыта и было наибольшим к третьему исследованию, превышая исходные данные на 2 %. В контрольной группе динамика изменения количества эритроцитов несколько отличалась от таковой опытной группы. Так, повышение указанного показателя отмечалось при втором исследовании на 1 %, а при третьем его значение, напротив, уменьшилось, относительно второго и было больше первоначального значения на 0,5 %. Достоверных различий между показателями подопытных групп на протяжении всего опытного периода установлено не было (Р 0,05). Изменения уровня гемоглобина крови и количества лейкоцитов в обеих группах животных имели сходную тенденцию, достигая своего наивысшего значения к третьему исследованию. Так, в крови коров опытной группы содержание гемоглобина к концу опыта составляло 91,79 ± 4,36 г/л, что было выше на 0,7 г/л относительно исходной величины. В контрольной группе этот показатель к третьему исследованию составил 91,64 ± 5,25 г/л, что лишь на 0,57 г/л было больше первоначального значения.
Количество лейкоцитов в крови животных обеих подопытных групп, находилось в физиологических пределах: у опытной группы от 6,64 ± 0,58 10 9/л до 6,96 ± 0,62 10 9/л, у контрольной от 6,59 ± 0,59 10 9/л до 6,77 ± 0,54 10 9/л. В крови коров, содержавшихся на оптимизированном рационе количество лейкоцитов к третьему исследованию увеличилось на 5 %, при этом в крови контрольных повышение этого показателя составило 2,7 % относительно первого. Несмотря на более высокие показатели уровня гемоглобина и количества лейкоцитов в крови опытных коров достоверных различий между группами нами не установлено (Р 0,05).
Жизнедеятельность любого организма сопровождается закономерным физиологическим изменением функциональной деятельности различных систем и органов, в т. ч. кроветворных, что в свою очередь отражается динамическим равновесием клеточных элементов в лейкограмме крови. Различные патологические факторы, как эндогенного, так и экзогенного характера могут нарушать названное равновесие вследствие процессов разрушения кроветворных клеток. Тем не менее, характер реакции органов кроветворения будет напрямую зависеть от силы и продолжительности воздействия отрицательно действующего фактора, а также состояния органов гемопоэза (О. К. Гаврилов и соавт., 1985).
