Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы 8
1.1. Систематика сальмонелл 8
1.2. Биологическая характеристика сальмонелл 12
1.3. Антигенная структура и серологическая идентификация сальмонелл 20
1.4. Обмен веществ и энергии у микроорганизмов 30
Собственные исследования 36
2. Материалы и методы 36
3. Результаты собственных исследований 45
3.1. Изучение биологических свойств сальмонелл 45
3.2. Термогенез «покоящихся» культур сальмонелл 51
3.3. Термогенез сальмонелл в мясо-пептонном бульоне 56
3.4. Термогенез сальмонелл в бульоне Хоттингера 62
3.5. Термогенез сальмонелл в синтетических средах 67
3.6. Влияние ингибиторов на рост и теплопродукцию сальмонелл 72
3.7. Взаимодействие сальмонелл с перевиваемой гибридомной культурой клеток J-774 in vitro 75
3.7.1. Взаимодействие вакцинного штамма ТС-177
с культурой клеток J-774 76
3.7.2. Взаимодействие вирулентного штамма 370
с культурой клеток J-774 78
4. Обсуждение результатов исследований 81
Выводы 101
Практические предложения 103
Список литературы 104
Приложение 126
- Систематика сальмонелл
- Биологическая характеристика сальмонелл
- Изучение биологических свойств сальмонелл
- Термогенез сальмонелл в мясо-пептонном бульоне
Введение к работе
Актуальность темы. Сальмонеллез имеет широкое распространнение среди сельскохозяйственных животных, наносит большой ущерб животноводству и представляет угрозу здоровью людей. Поэтому профилактика сальмонеллеза является актуальной задачей, стоящей перед ветеринарной и медицинской наукой и практикой. Патогенез и сложность борьбы с сальмонеллезом обусловливается рядом особенностей биологии возбудителя этого заболевания [23, 73, 101, 103, 119, 140, 248].
Наличие широкого круга естественных носителей (млекопитающих, птиц, рептилий и человека), длительное пребывание в пораженном организме, высокая устойчивость против неблагоприятных условий внешней среды обусловлены большой пластичностью свойств сальмонелл.
Очевидно, что для повышения эффективности борьбы с сальмонеллезом необходимы подробные сведения об особенностях биологии его возбудителя, обеспечивающих приспособление к изменяющимся условиям окружающей среды. В этом аспекте особый интерес представляет изучение термогенеза сальмонелл, так как каждое биологическое явление, каждый признак живого организма является результатом сопряженных биохимических реакций сопровождающихся поглощением или выделением энергии [26, 39, 77, 82, 219, 228, 243].
Последнее может дополнить существующую таксономическую характеристику бактерий новыми биохимическими показателями. Результаты калориметрических исследований позволяют получать термодинамические параметры интересующего явления и делать более обоснованные выводы и предсказания. Следует отметить, что термодинамический подход в наше время широко заинтересовал биологов, все более внедряющих точные методы при исследовании процессов в живых организмах [20, 37, 61, 83, 135].
Любой процесс, происходящий в живом организме, в конечном счете всегда может быть прослежен по выделению или поглощению тепла. Все характерные особенности этих процессов могут быть зарегистрированы высокочувствительным прибором, и полученная в результате термограмма дает возможность проанализировать их мельчайшие изменения. В микробиологии микрокалориметрический метод применяется для сравнения термохарактеристик различных штаммов бактерий, испытаний питательных сред, контроля бактериостатических и бактерицидных веществ [88, 126, 143, 144]. Все это требует внедрения и совершенствования техники калориметрических измерений как в направлении увеличения точности получаемых результатов, так и разработки новых методик, учитывающих очень разнообразную специфику явлений и объектов исследования [175, 177, 199, 205, 224, 240]. Однако изучению энергетических процессов у микроорганизмов посвящены немногочисленные сообщения (Н. Prat, 1953; Э. Кальве и др., 1963; Д. Велянов с соавт., 1973; Б. Шааршмидт с соавт., 1976; A.M. Алимов и Н.Э. Шафикова, 1999, 2000). Это, по-видимому, объясняется необходимостью использования высокочувствительных специальных приборов, которыми оснащены лишь отдельные лаборатории.
Недостаточная изученность энергетических процессов у сальмонелл, необходимость совершенствования их таксономии и идентификации, а также высокая информативность регистрации термодинамических процессов у биологических объектов, обуславливают необходимость сравнительного изучения процессов термогенеза у разных представителей рода Salmonella.
Для расшифровки энергетических механизмов биологических явлений, необходимо специально проследить ход выделения или поглощения теплоты во времени, то есть изучить термокинетику процесса, а также определить на него различных биологически активных субстратов.
Цель исследований. Целью данной работы являлось изучение теплоэнергетических процессов у отдельных представителей сальмонелл при инкубации в фосфатном буфере, в синтетических и искусственных питательных средах, а также их взаимодействия с клетками макрофагальной линии J-774 in vitro.
Задачи исследований.
Изучить биологические свойства ряда штаммов возбудителей сальмонеллёза.
Определить теплоэнергетические процессы у отдельных штаммов сальмонелл при культивировании в питательных средах и утилизации различных углеводов и аминокислот.
Определить влияние отдельных антиметаболитов на теплоэнергетические процессы у разных штаммов сальмонелл.
Изучить процессы взаимодействия сальмонелл с клетками гибридомной макрофагальной линии J-774 in vitro.
Научная новизна. Впервые проведены сравнительные исследования теплоэнергетических процессов у отдельных представителей возбудителей сальмонеллёза при культивировании их в различных условиях. Получены термограммы по отдельным штаммам сальмонелл при инкубации их в фосфатном буфере, в мясо-пептонном бульоне, бульоне Хоттингера и синтетических средах с разными углеводами и аминокислотами. Определены особенности теплопродукции сальмонелл в зависимости от условий культивирования, вирулентных и антигенных свойств, а также под влиянием атиметобалитов. Впервые изучен процесс взаимодействия сальмонелл с перевиваемыми гибридомными макрофагальными клетками линии J-774.
Практическая значимость. Установленные особенности тепловыделения сальмонелл в зависимости от антигенных и вирулентных свойств могут служить дополнительным тестом для их дифференциации. Для ускоренной оценки вирулентных свойств сальмонелл может быть использовано изучение процессов их взаимодействия с культурой клеток макрофагальной линии J-774.
Разработанные и утвержденные директором ВНИВИ Методические рекомендации "Микрокалориметрический метод идентификации Salmonella" рекомендуется использовать в научно-исследовательских центрах для дифференциации сальмонелл и в качестве учебно-методического пособия.
Апробация работы. Основные положения работы были доложены и обсуждены на:
Отчетных научных сессиях ВНИВИ за 2000-2002гг.;
Всероссийской конференции молодых ученых "Молодые ученые -агропромышленному комплексу" (Казань, 2000);
Научно-производственной конференции по актуальным проблемам ветеринарии и зоотехнии (Казань, 2001);
Всероссийской научно-производственной конференции по актуальным проблемам ветеринарии и зоотехнии (Казань, 2002);
Международной конференции молодых ученых (Щелково, 2002). Положения, выносимые на защиту. «Покоящиеся» и размножающиеся культуры сальмонелл продуцируют тепловую энергию, интенсивность и длительность которой варьирует в зависимости от субстратов, состава питательных сред, вирулентных и антигенных свойств штаммов.
Антиметаболиты угнетают не только рост, но и теплопродукцию у сальмонелл.
Гибридомная макрофагальная линия клеток J-774 позволяет изучить in vitro прцесс фагоцитоза сальмонелл и может служить в качестве модели для изучения взаимодействия микро- и макроорганизмов.
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 6 работ в материалах международной, всероссийских и республиканских научных конференций.
Объем и структура работы. Диссертация изложена на 134 страницах в компьютерном исполнении (текстовой редактор "Microsoft Word 2000", стиль "Times New Roman", размер шрифта 14 пт, интервал полуторный) и включает: введение, обзор литературы, собственные исследования, обсуждение результатов, выводы, практические предложения, список литературы и приложение. Диссертация иллюстрирована 19 таблицами и 16 рисунками, библиографический раздел содержит 249 источников (из них 92 иностранных).
Систематика сальмонелл
Участие сальмонелл в алиментарных токсикоинфекциях человека открыто Гертнером в 1888 г. В тот год произошел драматический эпизод в селе Франкенхаузен (Саксония), где жители использовали в пищу мясо коровы с клиникой острого энтерита. Более 80 человек тяжело заболели, некоторые умерли. Ранее подобные расстройства приписывали токсинам, трупному яду.
Гертнер доказал, что причиной интоксикации был возбудитель, которого он назвал Bacillus enteritidis (впоследствии он был назван Salmonella enteritidis), который ныне признан одним из наиболее опасных возбудителей сальмонеллеза.
Кеншне в 1893 г. в Бреслау (ныне Вроцлав) и Нобель в 1898 г. в Эртрине (Фландрия) выделили у людей, страдавших интоксикацией после потребления мяса, подобный возбудитель, но не идентичный описанному Гертнером.
В 1980 г. Леффлер во время эпизоотии у мышей выделил бактерию, которая, как выяснилось в последствии, оказалась идентичной бактерии, выделенной от человека во Вроцлаве и Эртрине, которой он присвоил название Bacillus typhimurium. Этот возбудитель, именуемый ныне Salmonella typhimurium, считается во многих странах наиболее опасной причиной алиментарных токсикоинфекций у человека.
Несмотря на значительный прогресс в улучшении санитарно-гигиенических условий жизни людей, с годами обнаружены все новые типы сальмонелл. В настоящее время сальмонеллезы являются самыми распространенными зоонозами на земном шаре [128].
По данным современной систематики сальмонеллы относятся к семейству Enterobacteriaceae, роду Salmonella, видам Enterica и Bongori. Данный род разделен на пять подродов: I,II,III,IV,V, насчитывающий около двух с половиной тысяч сероваров [163, 179, 191, 209, 210, 216].
Общепринятой является классификация сальмонелл, основанная на биохимических и серологических характеристиках. Около 50 лет назад при использовании биохимических характеристик выделены 3 вида сальмонелл. В дальнейшем при анализе сальмонелл по 13 биохимическим тестам и чувствительности к бактериофагу Ol сделано заключение, что род Salmonella представлен только одним видом (S.enterica), состоящим из семи подвидов.
При серотипизации по Кауфману-Уайту, основанному на свойствах О- и Н-антигенов, все сальмонеллы разделены на серовары, которым был придан статус видов [216]. Всего выделено 70 групп сальмонелл по О-антигену. Сальмонеллы медицинского и ветеринарного значения представлены в разных серогруппах. Нередко сальмонеллы одной и той же группы по О-антигену входят в различные классификационные группы, выделенные по биологическим характеристикам и получившие название "подвиды". По числу сероваров наиболее представлен подвид enterica (1299 сероваров), затем подвид salamae (445 сероваров), подвид diazonae (296 сероваров); число сероваров в остальных подвидах не превышает 100. Само собой разумеется, что прежний подход, согласно которому сероварам придавался статус вида, оказался несостоятельным.
Классификация сальмонелл, основанная на биохимических и серологических признаках, широко используется на практике. Однако из-за нестабильности этих характеристик она находится в постоянном уточнении. Кроме того, к недостаткам такой классификации относят и то, что при этом часто не выявляется филогенетическое родство изучаемых бактерий.
Развитие в последние годы молекулярной биологии позволило подойти к классификации микроорганизмов, основанной на определении родства, выявляемого путем сравнения геномов. Применительно к сальмонеллам такое изучение проводилось с использованием двух подходов. Первый подход основан на ДНК-ДНК гибридизации (реассоциации ДНК) или геносистематический метод, позволили выявить у сальмонелл всего два вида: S.enterica и S.bongori [207, 238]. С помощью определения устойчивости микробов к температуре S.enterica разделен на 6 подвидов, которые совпали с подвидами, выделенными по биохимическим признакам. Только для подвида enterica, включающего сальмонеллы медицинского и ветеринарного значения, характерно обитание в теплокровных. Средой обитания всех остальных сальмонелл, имеющих ограниченное медицинское и ветеринарное значение, являются холоднокровные животные и окружающая среда [216].
Второй подход к филогенетической классификации сальмонелл основан на поиске эволюционных связей с помощью многолокусного электрофореза ферментов. Изучены 13 сероваров сальмонелл, в том числе наиболее значимые. Выявилось, что все они не однородны по электрофоретическому типу (ЕТ). S.typhi представлен 7 ЕТ, S.paratyphi А - 6 ЕТ, S.sendai - 5 ЕТ, S.miami - 8 ЕТ, S.panama - 13 ЕТ, S.paratyphi В - 14 ЕТ, S.typhimurium - 17 ЕТ, S.muenchen - 6 ЕТ, S.saintpaul - 4 ЕТ, S.paratyphi С - 9 ЕТ, S.choleraesuis - 11 ЕТ, S.typhisuis - 3 ЕТ, S.decatur - З ЕТ. Эти филогенетические группы обозначены большими буквами латинского алфавита, подобно тем как были ранее обозначены серологические группы сальмонелл в классификации Кауфмана-Уайта. Однако следует отметить, что никакой схожести между филогенетическими и серологическими группами нет.
Биологическая характеристика сальмонелл
Сальмонеллы - мелкие палочки с закругленными концами, реже овоидные, средние размеры которых в длину 2-4 мкм и 0,2-0,6 мкм в ширину [1, 62, 212, 215, 241]. Иногда встречаются нитевидные формы (в старых культурах, при интенсивном культивировании). За редким исключением (S.gallinarum), они подвижны с перитрихиально расположенными жгутиками, легко окрашиваются анилиновыми красками и отрицательно по Граму, спор и капсул не образуют, аэробы или факультативные аэробы. Могут образовывать фильтрующиеся и L - формы [7, 28, 45].
Сальмонеллы могут сравнительно длительно переживать и размножаться в окружающей среде: в воде открытых водоемов и питьевой воде выживают от 11 до 120 дней, в морской воде - от 15 до 27 дней, в почве они сохраняют жизнеспособность от 1 до 9 месяцев, в комнатной пыли - от 80 дней до 18 месяцев, в колбасных изделиях - от 60 до 130 дней, в яйцах - до 13 месяцев, в яичном порошке - от 3 до 9 месяцев, в молоке и других молочных продуктах могут не только сохранять жизнеспособность, но даже размножаться, не изменяя их вкусовых свойств и внешнего вида. Они сохраняют жизнеспособность в сухом навозе до 90 дней, в сухом кале КРС - до 4-х лет, а в мышином кале - до 1 года, в испражнениях человека - до 39 дней. Наиболее устойчивым является S.typhimurium, который может оставаться жизнеспособным на тканях и на бумаге от 7 до 12 мес.
Сальмонеллы хорошо переносят низкие температуры: в замороженном мясе - от 6 до 13 месяцев, на замороженных овощах и фруктах - от 2 недель до 2,5 месяца, устойчивы к высушиванию. Границы температурного режима для роста сальмонелл находятся между +7...+45С, при этом оптимальной температурой является 35 - 37С выше ноля (наиболее короткое время генерации). Возможность размножения этих бактерий вне указанных границ не исключается, однако интенсивность его значительно уменьшается. При температуре ниже +5С рост их полностью прекращается [3, 6, 9, 10, 11, 22, 119].
Существенное влияние на рост сальмонелл может оказывать рН среды. Они могут расти при значениях рН не ниже 4,1 и не выше 9,0, оптимальной концентрацией водородных ионов является 6,5-7,5. Рост сальмонелл ограничивается или подавляется в присутствии высоких концентраций солей или Сахаров.
Будучи микроорганизмами, не образующими спор, сальмонеллы умеренно устойчивы к воздействию высоких температур. При +57С (в жидкой среде) большинство из них погибают в течение 1,2,3 минут. Кипячение убивает сальмонеллы мгновенно. Принято считать, что клетки физиологически молодых культур менее терморезистентны, чем находящиеся в стационарной фазе. В то же время при очень низких температурах (-20С) сальмонеллы могут длительное время оставаться жизнеспособными [18, 19, 22, 35, 45, 57, 68,71,79,117,150].
Наиболее эффективным дезинфицирующим средством в отношении сальмонелл является осветленный раствор хлорной извести, который в концентрации 0,3% при 30 мин экспозиции убивает сальмонелл через 1 час [78,93, 100, 101, 102, 157].
Они хорошо развиваются на обычных питательных средах, не требуют специальных ростовых факторов, при этом колонии прозрачные, нежные, голубоватые. Оптимальная температура роста сальмонелл 37С. При рН среды 7,2-7,6, многие виды растут (медленнее) и при комнатной температуре [100, 165, 208, 233]. Н.И. Галиакберова (2000,2001) установила, что рост сальмонелл в синтетических средах обеспечивает любая из 19 аминокислот. Причем наиболее интенсивно усиливали рост сальмонелл цистин, апарагиновая кислота, триптофан, гистидин, аланин, глутаминовая кислота, аспарагин. Для выделения и идентификации сальмонелл предложено много питательных сред [30, 167, 169, 170, 185, 186, 200]. Для получения колоний сальмонелл используют висмут-сульфитный агар, на котором вырастают черные с металлическим блеском колонии сальмонелл. При этом наблюдается прокрашивание участка среды под колонией в черный цвет. Для выделения чистых культур и первичной идентификации применяются среды Олькеницкого и Ресселя; из накопительных сред - 10% желчный бульон, Рапопорта и магниевую среду; к транспортным средам относят Сагу Blair Medium, AmiesTransport Medium, Buffered glucerol Saline и пр. Для определения чувствительности сальмонелл к антибиотикам предложены Muller-Hinton Agar, MacConkey s Agar, EMB Agar; дифференциально-диагностические среды - Эндо, Левина, Плоскирева, на которых сальмонеллы образуют бесцветные колонии, так как не ферментируют лактозу [107, 109, 136, 151, 152].
Изучение биологических свойств сальмонелл
Для характеристики и накопления фактического материала в отношении изучаемых штаммов сальмонелл исследовали их на морфологические, культуральные, биохимические, антигенные и патогенные свойства.
Испытуемые штаммы, по результатам проведенных исследований, в мазках из молодых бульонных и агаровых культур представляли собой мелкие палочки с закругленными концами, располагались одиночно, беспорядочно; спор и капсул не образовывали. Все культуры окрашивались по Граму отрицательно (табл. 4). При рассмотрении в "висячей капле" обладали подвижностью.
Все штаммы сальмонелл хорошо росли в аэробных условиях при температуре 37С, давали хороший рост на средах: МПБ, МПА, бульоне Хоттингера, средах Эндо и Левина. При культивировании их в МПБ происходило равномерное помутнение среды, а при длительном хранении выпадал осадок серо-белого цвета, который при встряхивании легко разбивался с образованием равномерной мути. При культивировании на МПА в течение 12-14 часов вырастали круглые хорошо очерченные, полупрозрачные, выпуклые, серо-белого цвета с голубоватым оттенком колонии размером 1-2 мкм. При посеве уколом в полужидкий агар рост наблюдался по всему столбику укола, но более обильный рост отмечался на поверхности.
Все штаммы ферментировали с образованием кислоты и газа глюкозу, маннит, фруктозу, мальтозу, дульцит, рамнозу, сорбит и не расщепляли лактозу, сахарозу, адонит, салицин, мочевину. По ферментации отдельных углеводов имелись видовые различия, в частности, культуры штаммов Salmonella choleraesuis (ТС-177 и 370) не расщепляли арабинозу и ксилозу, а Salmonella typhimurium и Salmonella enteritidis разлагали эти углеводы с образованием кислоты и газа. У всех штаммов не обнаружено протеолитической способности, то есть протеолиза желатины, а также уреазной активности. Установлено, что изучаемые штаммы сальмонелл продуцируют сероводород даже при культивировании на мясо-пептонном агаре, но не образуют индол. Выявлена их каталазная активность. Из редуцирующих свойств им характерна динитрификация, то есть восстановление солей азотной кислоты (нитраты) в соли азотистой кислоты (нитриты). Реакция Фогес-Проскауэра отрицательная.
Из приведенных данных культуры штаммов - S.choleraesuis реагировали в РА с О-агглютинирующими сыворотками 6,7, S.enteritidis - с 1 и 9 О сыворотками, S.typhimurium - с 1, 4 О-сыворотками. Испытание культур монорецепторными Н-сыворотками в РА выявило 2 фазы антигенных компонентов с(1 фаза) и 1,5 (2фаза) - у S.choleraesuis, gm (Іфаза) и 1 (2фаза) -у S.enteritidis, і (Іфаза) и 1,2 (2 фаза) - у S.typhimurium.
Вирулентность исследуемых штаммов определена на белых мышах подкожным и внутрибрюшинным заражением. Результаты определения вирулентных свойств сальмонелл представлены в табл. 6.
После инъекции культур вирулентных штаммов на 2-3 сутки у мышей наблюдалось угнетенное состояние, мышечная дрожь и диарея. Гибель животных начиналась на третьи сутки и продолжалась до 15 суток.
Внутрибрюшинный способ заражения мышей сальмонеллами отличался наибольшей эффективностью, чем подкожное введение. Среди патогенных штаммов высокой вирулентностью обладал S.typhimurium 371, заражающая доза которого для лабораторных животных являлась минимальной. Несколько выше титрация была для S.choleraesuis 370, для S.enteritidis 418 еще в два раза больше. Для вакцинного штамма S.choleraesuis ТС-177 титрация в сотни раз превышала титрацию патогенных штаммов, что соответствует авирулентности.
Термогенез сальмонелл в мясо-пептонном бульоне
При утилизации углеводов (глюкоза, маннит, мальтоза, галактоза, сорбит, фруктоза) теплопродукция значительно увеличивалась в сравнении с тепловым потоком контрольной группы (без углевода).
Из приведенных в табл. 10 данных видно, что наибольший тепловой поток у вакцинного штамма регистрируется в присутствии глюкозы, который превосходит тепловыделение контрольного уровня в 2,9 раза и составляет 80,0±3,3 мДж/ч, что на 30-34% ниже по сравнению с тепловым потоком у вирулентных штаммов сальмонелл в аналогичных условиях. Для этого штамма данная тенденция была характерна со всеми 6 углеводами и в контроле. Характерной особенностью S.choleraesuis 370 в отличие от других являлась более интенсивная теплопродукция при добавлении галактозы и составляла 136,4±2,3 мДж/ч, что в 2,4 раза выше контроля. Для S.enteritidis 418 и S.typhimurium 371 более высокий тепловой поток наблюдался при утилизации маннита. В присутствии данного углевода выделение тепловой энергии было 161,6±2,0 мДж/ч и 120,4±2,0 мДж/ч, соответственно, что в 2,6 и 2,5 раза выше контрольных показателей (р 0,01). Значения тепловых потоков при утилизации других углеводов несколько ниже по сравнению с вышеуказанными. В частности, при утилизации галактозы, сорбита, мальтозы у вакцинного штамма ТС-177 теплопродукция по сравнению с тепловыделением контрольной группы была выше в 1,6-2,0 раза, что почти в два раза ниже, чем в присутствии глюкозы. При утилизации глюкозы, маннита, мальтозы у штамма 370 выделение тепла превосходило контрольный уровень в 1,9-2,4 раза. При добавлении глюкозы, галактозы и сорбита у S.enteritidis 418 теплопродукция усиливалась в 1,8-2,6 раза по сравнению со значениями контрольной группы. У S.typhimurium 371 при утилизации глюкозы, сорбита, галактозы теплопродукция превышает контрольные показатели в 1,9-2,5 раза. Это связано с усилением метаболических процессов в присутствии легкоферментируемых углеводов (р 0,01).
Кроме того, анализ результатов показал наличие штаммовых и сероварных различий при утилизации отдельных углеводов.
Результаты регистрации удельного теплового потока (количество тепловыделения определенной концентрации клеток за единицу времени), представлены в табл. 11.
Анализируя вышеизложенное, следует заметить, что покоящиеся культуры разных штаммов сальмонелл проявляют относительно низкую интенсивность обменных процессов. Тем не менее, при инкубации сальмонелл в фосфатном буфере отмечалось выделение тепла. При этом наименьшая теплопродукция регистрировалась у вакцинного штамма ТС-177. Удельная теплопродукция у этого штамма составляла 55,2±0,02 мДж/ч/млрд м.к. У вирулентных штаммов независимо от сероварианта выделение тепловой энергии в аналогичных условиях было почти в 2 раза больше, по сравнению с вакцинным штаммом.
При добавлении к фосфатному буферу углеводов происходило нарастание теплопродукции. В присутствии маннита и фруктозы выделение тепловой энергии у штамма ТС-177 увеличилось на 30-31% (р 0,01). Добавление мальтозы и сорбита способствовало возрастанию теплопродукции на 56-60% (р 0,01). При внесении галактозы тепловой поток увеличивался в 2 раза (р 0,01) и в присутствии глюкозы почти в 3 раза (р 0,01).
Усиление теплопродукции отмечалось в присутствии углеводов и у других исследуемых штаммов. В частности, у патогенного штамма S.choleraesuis 370 в присутствии сорбита, фруктозы, мальтозы, маннита, глюкозы, галактозы выделение тепла повышалось соответственно в 1,6-2,9 раза (р 0,01). У S.enteritidis 418 мальтоза, фруктоза, сорбит, галактоза, глюкоза, маннит усиливали теплопродукцию в 1,6-3,4 раза (р 0,01). У S.typhimurium 371 мальтоза, фруктоза, галактоза, сорбит, глюкоза, маннит также повышали выделение тепла в 1,6-2,5 раза (р 0,01). Обобщая полученные данные, можно констатировать то, что при утилизации углеводов в 1/15 М фосфатный буфер повышение выделения тепла бактериальными клетками возрастало в целом в 1,5-2,6 раза по сравнению с безуглеводной средой (р 0,01). Наиболее интенсивная теплопродукция наблюдалась в присутствии легкоусвояемых углеводов. По тепловыделению в присутствии различных углеводов выявлялись определенные особенности в зависимости от серовара и вирулентности штаммов. Так, для вакцинного штамма повышенная теплопродукция регистрировалась при добавлении глюкозы. У вирулентных штаммов кроме глюкозы значительно усиливали тепловыделение галактоза и маннит.
