Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы
1.1. Микробная экология желудочно-кишечного тракта животных и человека 9
1.2. Роль микробной экосистемы желудочно- кишечного тракта 18
1.3. Пристеночная микрофлора желудочно- кишечного тракта 30
1.4. Методы исследования микрофлоры пристеночного муцина у животных 34
ГЛАВА 2. Материалы и методы
2.1. Биологическая модель, на которой проводи-лись исследования 57
2.2. Общая характеристика исследованного материала 57
2.3. Использованные бактериальные штаммы 61
2.4. Питательные среды, химические реактивы, буферные растворы, красители 61
2.5. Методы исследования 62-67
2.5.1. Бактериологическое исследование микрофлоры пристеночного муцина крыс 63
2.5.2. Бактериологическое исследование микроорганизмов в фекалиях крыс 63
2.5.3. Идентификация и определение количества микроорганизмов в исследуемых образцах 63
2.5.4. Изучение выживаемости микроорганизмов, выделенных из пристеночного муцина крыс, в различных растворах 68
2.5.5. Статистическая обработка данных 68-69
Собственные исследования
ГЛАВА 3. Отработка и адаптация me- тодики выделения микроорганизмов из пристеночного муцина желудоч но-кишечного тракта эксперимен тальных животных (крыс) 70
3.1. Анализ эффективности выделения микроорганизмов из пристеночного муцина различными рас творами 71
ГЛАВА 4. Микробный состав присте-ночного муцина различных отделов желудочно-кишечного тракта (экспе риментальных животных) крыс 78
4.1. Микробное сообщество пристеночного муцина верхних отделов желудочно-кишечного тракта крыс 79
4.2. Микробное сообщество пристеночного муцина нижних отделов желудочно-кишечного тракта крыс 85
4.3. Микробное сообщество пристеночной и просветной флоры 91
ГЛАВА 5. Микробное сообщество пристеночного муцина различных отделов желудочно-кишечного тракта крыс при пероральном введении пробиотиков 97
5.1. Микробное сообщество пристеночного муцина разлчиных отделов желудочно-кишечного тракта крыс при пероральном введении бифидобактерина 99
5.2. Микробное сообщество пристеночного муцина различных отделов желудочно-кишечного тракта крыс при пероральном введении лактобактерина 105
5.3. Микробное сообщество пристеночного муцина различных отделов желудочно-кишечного тракта крыс при пероральном введении колибактерина 114
Заключение 131-142
Выводы 143-144
Практические рекомендации 145
Список литературы 146-170
- Микробная экология желудочно-кишечного тракта животных и человека
- Биологическая модель, на которой проводи-лись исследования
- Анализ эффективности выделения микроорганизмов из пристеночного муцина различными рас творами
- Микробное сообщество пристеночного муцина верхних отделов желудочно-кишечного тракта крыс
Введение к работе
К актуальным проблемам клинической медицины и медицинской микробиологии принадлежат диагностика и коррекция дисбак-териозов желудочно-кишечного тракта.
Дисбактериозы желудочно-кишечного тракта человека являются одним из наиболее распространенных патологических состояний среди населения РФ [7, 8,13].
Проблема нарушения состава кишечной микрофлоры приобрела особую значимость в связи с ростом хронических заболеваний органов пищеварения, а также широкого применения антибиотиков. Возникновению дисбактерпозов кишечника способствуют такие факторы, как недостаточность кишечного пищеварения, моторики кишечника, состояние местного иммунитета и т.д.
Несмотря на большое количество методов диагностики дисбак-
териоза желудочно-кишечного тракта, решение научно-практических вопросов, связанных с дисбиотическими нарушениями, не завершено [21, 56, 57, 58, 59]. В частности, не достаточно изучен вопрос об особенностях изменений пристеночной микрофлоры желудочно-кишечного тракта, её роли в развитии дисбактериоза. Однако более точная оценка показателей микробной численности и видового состава, по которым устанавливают степень дисбиоза и проводят его коррекцию пробиотиками, требует адекватных методов, позволяющих в щадящих условиях определить как просветную, так и пристеночную микрофлору ЖКТ.
Широкий спектр препаратов-пробиотиков, предназначенных для коррекции дисбактерпозов, охватывающий основные формы микроэкологических нарушений, не позволяет решить проблему массовой коррекции дисбактерпозов. Основными причинами этого являются: ограниченная антагонистическая активность используемых в
производстве пробиотиков штаммов, узкий спектр дисбиотической
коррекции препаратов, низкая приживляемость в кишечнике и т.д.
[21,57,58,59].
ЦЕЛЬЮ НАСТОЯЩЕЙ РАБОТЫ явилось:
Разработка биологической модели для изучения видового, количественного состава пристеночной микрофлоры желудочно-кишечного тракта и влияния пробиотических препаратов на состав пристеночной микрофлоры различных биотопов желудочно-кишечного тракта. Для достижения цели перед нами были поставлены следующие задачи:
Апробировать метод "щадящей" дезинтеграции выделения микроорганизмов из пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта у белых крыс;
Изучить видовой состав микрофлоры пристеночного муцина различных отделов желудочно-кишечного тракта экспериментальных животных методом "щадящей" дезинтеграции муцина;
Изучить «межэтажные» различия пристеночного биотопа желудочно-кишечного тракта на экспериментальных животных;
Изучить видовой и количественный состав пристеночной микрофлоры желудочно-кишечного тракта экспериментальных животных под влиянием пробиотиков (лактобактерина, бифидобактерина, ко-либактерина);
Провести анализ корреляционных связей между состоянием пристеночной микрофлоры у белых крыс (экспериментальной модели) и у людей.
НАУЧНАЯ НОВИЗНА:
- Впервые на биологической модели (белых крысах) апробировался
метод "щадящей" дезинтеграции выделения микроорганизмов из
пристеночного муцина различных отделов желудочно-кишечного тракта;
Дана характеристика видового и количественного состава микрофлоры пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта экспериментальных животных (крыс);
Дана сравнительная характеристика видового и количественного состава микрофлоры пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта с просветной у экспериментальных животных (крыс);
Проведён сравнительный анализ микрофлоры пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта у экспериментальных животных (крыс) и человека;
Впервые дана характеристика микрофлоры пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта экспериментальных животных (крыс) под влиянием пробиотических препаратов.
ПОЛОЖЕНИЯ, ВЫНОСИМЫЕ НА ЗАЩИТУ:
Модификация метода микробиологического исследования пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта экспериментальных животных позволяет эффективно выделить микроорганизмы из пристеночного муцина;
Количественный и видовой микробный состав пристеночного муцина экспериментальных животных (крыс) в значительной степени зависит от уровня анатомической локализации биотона желудочно-кишечного тракта;
Микрофлора пристеночного муцина желудочно-кишечного тракта экспериментальных животных (крыс) различается от микрофлоры просвета кишечника;
При пероральном введении пробиотиков (лактобактерина, бифидо-бактерина, колибактерина) в пристеночном муцине различных отделов ЖКТ увеличивается концентрация лактобактерий, бифидобакте-
рий, эшерихий и уменьшается концентрация клостридий, стафилококков, кандид.
АПРОБАЦИЯ работы. Результаты исследования доложены на VIII съезде Всероссийского общества эпидемиологов, микробиологов и паразитологов (Москва, 2002), на международной конференции «Фундаментальные и прикладные проблемы биотехнологии», посвященной памяти академика РАМН и АМТН РФ И.Н. Блохиной (Москва, 2001 и 2003), на клинической конференции молодых ученых (Москва, 2001), на Российской конференции молодых ученых с международным участием (Москва, 2001), на X российском национальном конгрессе «Человек и лекарство» (Москва, 2003), на научной конференции кафедры микробиологии ММА имени И.М. Сеченова Росздрава (15 декабря 2004 года, протокол № 9). ПУБЛИКАЦИИ. По теме диссертации опубликовано 17 научных работ.
ОБЪЕМ И СТРУКТУРА ДИССЕРТАЦИИ. Диссертация изложена на 170 страницах машинописного текста, включает 3 рисунка, 1 график, 28 таблиц. Библиография содержит 61 отечественный и 154 зарубежный источник литературы. Диссертация состоит из введения, обзора литературы, главы описания материалов и методов исследования, 3-х глав результатов собственных исследований, обсуждения результатов собственных исследований, заключения, практических рекомендаций, выводов, списка литературы.
Микробная экология желудочно-кишечного тракта животных и человека
Эволюция человека и животных происходила при постоянном и непосредственном контакте с миром микробов, в результате чего формировались тесные взаимоотношения между макро- и микроорганизмами, характеризующиеся определёнными морфологическими структурами и физиологической необходимостью.
Слизистая оболочка кишечника постоянно находится в контакте с микроорганизмами, которые присутствуют в окружающей среде. Главными входными воротами для микроорганизмов из окружающей среды является полость рта. Несмотря на то, что весь желудочно-кишечный тракт представляет собой открытую систему, имеющую постоянный контакт с внешней средой, микрофлора пищеварительного тракта характеризуется стабильностью [11, 28, 45,57].
Принято подразделять микрофлору человека и животных на индигенную (резидентную), характерную для данного вида животных, и случайную (временную). Широко используется разделение представителей нормальной микрофлоры кишечника, на «облигатные» - наиболее постоянные и «факультативные» - редко встречающиеся представители микрофлоры.
Важное значение в поддержании динамического равновесия экологической системы макроорганизм - микрофлора кишечника - окружающая среда имеют микробы, которые колонизируют слизистую оболочку кишечника. Процесс колонизации слизистой оболочки кишечного тракта бактериями является избирательным и зависит как от свойств микроорганизмов, так и от условий в пристеночной зоне кишечника.
Пристеночная зона кишечника разделяется на три слоя: 1) поверхностный слой слизи, достигающий большой толщины, располагающийся на поверхности межкриптовых промежутков и закрывающий просвет крипт; 2) гликокаликс (гликозаминогликаны), который сплошным слоем покрывает колоноциты; 3) участок пристеночной зоны, представляющий собой пространство, ограниченное мембранами боковых поверхностей микроворсинок. Пространство у кишечной стенки представляет собой микроэкологическую нишу с определёнными стабильными значениями рН, концентрацией ионов водорода, присутствием продуктов метаболизма эпителиальных клеток и рядом других свойств, по которым имеются отличия от условий в просвете кишки. Микроорганизмы обитают в слое слизи, в гликокаликсе и в пространстве между ворсинками [11,28, 57].
Человеческий организм представляет собой сложную микроэкологическую систему с эволюционно сложившимися взаимоотношениями между организмом хозяина и населяющими его микробами. Значение микробиоценозов огромно, т.к. они с одной стороны обеспечивают выживание макроорганизма и устойчивость его метаболических процессов, с другой стороны могут являться важным патогенетическим звеном различных состояний [3, 6,7, 10, 12, 14, 15,21,32,33, 162].
Нормальная микрофлора ЖКТ состоит из множества анаэробных и аэробных бактерий, которые находятся в симбиотических взаимоотношениях с хозяином и могут оказывать эффекты как локального, так и системного характера [162].
\ На сегодняшний момент достаточно хорошо изучены количественные характеристики микроорганизмов в просвете в ЖКТ зависимости от отдела кишки.
Так концентрация микроорганизмов в верхнем участке тонкой кишки значительно ниже, чем в толстой. Количество микро-бов в желудке составляет менее 10 , в двенадцатиперстной и тощей кишке 104, в подвздошной кишке 105 микроорганизмов в 1 мл химуса. Здесь преобладают анаэробы: Lactobacillus spp., Peptostreptococcus spp., Porphyromonas spp., Bifidobacterium spp., Bacteroides spp.. Кроме того, в этом отделе кишки могут находиться энтерококки и дрожжеподобные грибы. [10, 14, 45, 57, 58, 59, 60].
Основная масса микроорганизмов ЖКТ человека располагается в толстой кишке [11, 28, 44, 45, 57, 58, 59]. Здесь их количество составляет 1010-1011 в 1 г фекальных масс. В толстой кишке отмечается наибольшая концентрация Bacteroides spp. (Bacteroides fragilis, Bacteroides thetaiotaomicron, Bacteroides capillosus, Bacteroides coagulans, Bacteroides putredinis и Bacteroides ureolyticus), Eubacterium spp. (Eubacterium aerofaciens, Eubacterium contortum, Eubacterium cylindroides, Eubacterium lentum и Eubacterium recale), девять видов Bifidobacterium spp. (B. bifidum, B. longum и В. adolescentis и др.), десять видов Enterococcus spp. (Enterococcus faecalis и Enterococcus faecium и др.), Escherichia coli и других видов семейства Enterobacteriaceae: Citrobacter spp., Klebsiella spp., Enterobacter spp., Proteus spp. Здесь встречается большое количество других организмов Actinomyces, Streptococcus spp., Gemella morbillorum, Peptostreptococcus (Peptostreptococcus magnus, Peptostreptococcus prevotii, Peptostreptococcus asaccharolyticus), а также спорообразующие микроорганизмы Bacillus spp. и Clostridium spp.. Другие организмы изолируются в небольших количествах Fusobacterium, Porphyromonas и Prevotella. Из фекалий выделяются различные виды дрожжеподобных грибов: Candida albicans, Candida tropicalis, Candida parapsilosis, Candida krusei и Candida glabrata и простейших: Blastocystis hominis, Chilomastix mesnili, Endolimax nana, Entamoeba coli, Entamoeba hartmanni, Entamoeba polecki, Enteromonas hominis, lodamoeba butschlii, Retortamonas inestinalis и Trichomonas hominis. Всего из просвета толстой кишки было выделено более 400 видов микроорганизмов [10, 11, 45, 57, 58,59,60].
Традиционно состояние микрофлоры толстой кишки оценивается по следующим наиболее стабильным микробным популяциям: бифидобактерии, лактобактерии, эшерихии, фекальные стрептококки. [11, 12, 14,28,44,50,57,58,59,64, 119, 181].
Одна из основных функций нормальной микрофлоры - защитная. Бактерии-симбионты человека обладают выраженной антагонистической активностью по отношению к патогенным и ус-ловнопатогенным микроорганизмам. Антагонизм микроорганизмов, входящих в состав нормальной микрофлоры, в отношении потенциально патогенных бактерий обусловлен продукцией бак-териоцинов, лизоцима и других антибиотикоподобных субстанций [28, 44, 45, 57].
Биологическая модель, на которой проводи-лись исследования
Для проведения исследований были использованы следующие штаммы из музея кафедры микробиологии с вирусологией и иммунологией ММА им. И.М. Сеченова: Bacillus cereus (АТСС 10702), Escherichia coli (АТСС 25922), Staphylococcus aureus (АТСС 6538-P), Bifidobacterium bifidum (ЛВА-3 МНИИЭМ)), Lactobacillus rhamnosus (ATCC 7469), Candida albicans (ATCC 885-663). Питательные среды, химические реактивы, буферные растворы, ферменты и красители. В работе использовали: 1. Неорганические соли, кислоты, щелочи, индикаторы, углеводы (РЕАХИМ, Россия); 2. Мочевина производства Черкасского завода химреактивов; 3. Официнальный раствор Хенкса, Московское предприятие по производству бактерийных препаратов; 4. Набор красителей для окраски по Граму производства фирмы bioMeriuex, Франция. 5. Набор дисков с антибиотиками: Амикацин; Ампициллин; Азит-ромицин; Карбенициллин; Цефамандол; Цефапим; Цефалексин; Цефатоксим; Хлормафеникол; Ципрофлоксацин; Кларитроми-цин; Клиндамицин; Доксициклин; Эритромицин; Гентамицин; Имипинем; Канамицин; Ломефлоксацин; Налидиксовая кисло 62 та; Неомицин; Оксациллин; Кларитромицин; Клиндамицин; Доксициклин; Эритромицин; Гентамицин; Имипинем; Канами-цин; Ломефлоксацин; Налидиксовая кислота; Неомицин; Оксациллин; Пенициллин-G; Полимиксин-В; Рифампицин; Стрептомицин; Ванкомицин. (HiMedia, Индия); Для приготовления питательных сред использовали: 1. Сухой агар, пептон, «DIFCO», Detroit США; 2. Мясопептонный агар Pronadisa, Испания; Для культивирования бактерий и определения их биохимической активности в работе использовали следующие питательные среды: 1. Среда Эндо, производство ГУ НИИЭМ им Гамалеи, Москва; 2. Среда Блаурокк, производство ГУ НИИЭМ им Гамалеи, Москва; 3. Среда МРС агар, производство ГУ НИИЭМ им Гамалеи, Москва; 4. Энтерококковый агар, производство г. Оболенск ГНЦ прикладной микробиологии (отделение питательных сред); 5. Среда для выделения стафилококков, производство г. Оболенск ГНЦ прикладной микробиологии (отделение питательных сред); 6. Среда Вильсон-Блера; 7. Среда Сабуро, производство г. Оболенск ГНЦ прикладной микробиологии (отделение питательных сред); 8. Цитратный агар Симмонса, производство г. Оболенск ГНЦ прикладной микробиологии (отделение питательных сред); 9. Среда Клиглера, производство г. Оболенск ГНЦ прикладной микробиологии (отделение питательных сред); 10. арі 50 CH, bioMeriuex, Франция. 11. "ЭНТЕРОТЕСТ -24" для идентификации бактерий семейства Enterobacteriaceae "Lachema", Чехия; 12. арі 20 С AUX, bioMeriuex, Франция. 2.5. Методы исследования. 2.5.1. Бактериологическое исследование микрофлоры присте ночного муцина экспериментальных животных.
Исследование микробного состава пристеночного муцина осуществляли на биоптатах слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта. Возраст крыс составил от 8 до 12 месяцев. Животных забивали с предварительной премедикацией эфиром согласно правилам гуманного отношения. Биоптаты забирали из участков кишки полностью свободных от химуса, их взвешивали в стерильных условиях - средняя масса составила 125 + 0,20 мг. После чего материал помещали в стерильный изотонический раствор хлорида натрия в соотношении 1 мг ткани к 100 мкл раствора и выдерживали в нем в течение двух часов до разжижения муцина. Перед взятием алкивот пробирку встряхивали на приборе Mi-croshaker ML-1 (Premed, Чехия) в течение 30 секунд до получения однородной микробной взвеси. Из последней готовили мазки с последующей окраской по Граму и десятикратные разведения до 7 конечной концентрации 10" для толстой кишки и 10" для тонкой. Из полученных разведений производился высев материала на питательные среды (табл. 5). Бактериологическое исследование фекалий экспери ментальных животных. Для исследования брали фекалии от крыс, которые помещали в стерильные пробирки с плотно притертыми крышками. Определение видового и количественного состава кишечной микрофлоры согласно [40]. Для этого навеску фекалий массой 1 г переносили в стерильную пробирку, заливали изотоническим раствором хлорида натрия в соотношении 1:10, тщательно растирали стеклянной палочкой до получения однородной взвеси и оставляли на 10 мин для осаждения на дно крупных частиц. Затем производили ряд десятикратных разведений до 10" , добавляя последовательно по 1 мл исследуемого материала к 9 мл изотонического раствора хлорида натрия. Для каждого разведения использовали отдельную стерильную пипетку. Из полученных разведений производился высев материала на питательные среды (табл.5).
Анализ эффективности выделения микроорганизмов из пристеночного муцина различными рас творами
По данным литературы известно, что муциновый слой не растворим в воде, но некоторые вещества способны разрывать (восстанавливать) дисульфидные связи, при том происходит диссоциация макромолекулы муцина на мономеры - отдельные субъединицы [28, 57, 63, 64, 65]. Так действует, например, мочевина приводящая к диссоциации муцина. Поэтому данное вещество и предложено нами в качестве испытуемой модели, а для сравнения были взяты физиологический раствор и официнальный раствор Хенкса.
На первом этапе в опытах in vitro была изучена выживаемость в различных растворах эшерихий, лактобактерий и бифидо-бактерий, адгезированных в пристеночном муцине биоптата слепой кишки крысы. Результаты эксперимента отражены на рис.1 и представлены в табл. № 6.
Как можно видеть, частота обнаружения всех микроорганизмов через 30 минут инкубирования в исследуемых растворах была одинаковой и равнялась 100%. Однако уже через 2 часа в 1М растворе мочевины частота выделения эшерихий снижалась в 2 раза. Восьмичасовая инкубация в растворе мочевины приводила к полной гибели эшерихий и бифидобактерий, а через 24 часа отмечалось снижение частоты обнаружения лактобактерий до 50%. В тоже время микроорганизмы, находящиеся в биоптатах, погруженных в физилогический раствор и раствор Хенкса, на протяжении всего эксперимента (24 часа) высевались с одинаковой частотой, причём статистических различий выявлено не было.
Анализ изменения концентрации микроорганизмов пристеночного муцина при инкубировании в различных растворах Мочевина 0 0 50,0 1,20+1,37 0 0 показал (см. табл. 7, 8), что уже через 30 минут количество микроорганизмов в смыве с биоптатов, находящихся в 1М растворе мочевины значительно ниже, чем в других растворах: эшерихий на 43 % и бифидобактерий на 44 %. В течение 1 - 2 часов инкубации количество микроорганизмов в растворе мочевины существенно не изменялось. Однако через 4 часа инкубации количество всех микроорганизмов в растворе мочевины падало на 20% и в дальнейшем продолжало снижаться. Полная гибель бифидобактерий и эшерихий отмечалась уже через 8 часов. Через 24 часа количество лактобактерий снижалось на 3 порядка. Между тем, хмикроорганизмы, находящиеся в физиологическом растворе и растворе Хенкса, выживали до конца эксперимента. В период с 30 минут до 4 часов инкубации концентрация микробов оставалась стабильной в обоих растворах, а через 8 часов наблюдался рост численности микроорганизмов. Анализ долевого соотношения концентраций микроорганизмов в смывах с биоптатов при инкубировании в различных растворах показал, что через 30 минут соотношение микроорганизмов в физиологическом растворе и растворе Хенкса было сходно и не изменялось вплоть до 8 часов. В тоже время из-за неодновременной гибели микроорганизмов при их длительном культивировании в 1М растворе мочевины соотношение концентраций микробов в пристеночном муцине претерпевало в динамике изменения. При обсуждении полученных данных следует учесть, что муцин, в котором адсорбированы пристеночные микроорганизмы, представляет собой гликопротеин, плохо растворимый в воде [11, 28]. Поэтому корректность полученных данных о составе І- физиологичесюїй раствор; II - официнальн ый расті юр Хенкса; В II-lMj эаствор мочевины; к - по сравнению с физиологическим раствором. 76 исследуемого микробиоценоза существенно зависит от качества разделения микробных клеток. Как показало исследование, эффективность выделения микробов из муцина при нахождении биоптатов слизистой слепой кишки крысы в физиологическом растворе или растворе Хенкса в течение 2 часов была эквивалентна описанной ранее методике с использованием раствора мочевины как вещества, растворяющего муцин. Таким образом, было экспериментально установлено, что через 2 часа пребывания в физиологическом растворе или растворе Хенкса происходит саморазжижение муцина. Отмечается высвобождение микробных тел без применения дополнительных сольвентов. Необходимо отметить, что в течение 4 часов после взятия биоптатов исследуемые микроорганизмы находятся в лаг-фазе, и существенного изменения количественного состава пристеночной микрофлоры за это время не происходит.
Отсюда можно сделать заключение, что полученные данные показали ограниченную пригодность 1М раствора мочевины для выделения микробов, населяющих пристеночный муцин ЖКТ, а также подтвердили возможность применения описанного ранее подхода, использующегося для изучения человеческого биоматериала [26, 37, 39), для изучения количественного состава пристеночного биоценоза ЖКТ крыс. Кроме того, на основании полученных данных были определены оптимальные сроки проведения микробиологического исследования муцина кишки крысы: от 30 минут до 4 часов с момента забора материала. В этот период завершается саморазжижение муцина и не отмечается существенного изменения численности изучаемых штаммов микроорганизмов.
Микробное сообщество пристеночного муцина верхних отделов желудочно-кишечного тракта крыс
Наиболее существенные различия были выявлены для энтерококков и лактобактерий - эти микроорганизмы встречались в подвздошной кишке в 2,8 - 6 раз чаще, чем в других отделах тонкой кишки. Эшерихии из муцина двенадцатиперстной и тощей кишки в наших экспериментах не высевались. В тоже время грибы рода кан-дида с наибольшей частотой встречались в пристеночном муцине двенадцатиперстной кишки, что больше, чем в других отделах тонкой кишки более чем в 4 раза. Различие среднепопуляционных концентраций изучаемых микробов в пристеночном муцине отделов тонкой кишки в основном повторило особенности их частотного распределения.
Деление тонкого кишечника крысы на двенадцатиперстную, тощую и подвздошную является существенным фактором, который отражается в повышении вариабельности популяционной концентрации эшерихии и энтерококков. В тоже время, изменчивость популяционной концентрации микроорганизмов и их удельного содержания практически не зависит с разделением толстой кишки на прямую и слепую. Микробное сообщество пристеночного муцина нижних отделов желудочно-кишечного тракта крыс.
Изучение биоптатов дистальных отделов желудочно-кишечного тракта крысы показало увеличение частоты высеваемости микроорганизмов. В тощей кишке появляются эшерихии, частота обнаружения которых составляет 22,86 %. Количество грибов рода кандида снизилось в 3,9 раза и частота обнаружения их составила 4,35 %. Диапазон частот высеваемости бифидобактерий, лактобактерий, энтерококков, клостридий, стафилококков варьирует от 13,79 % до 52,17 % случаев.
Приведенные результаты указывают на определённое сходство пристеночного биотопа тонкого кишечника крыс и человека. В тонкой кишке человека так же не обнаруживаются эшерихии, стафилококки, грибы рода кандида. Высеваемость бифидобактерий, лактобактерий, энтерококков, клостридий варьирует от 6,25 % до 60 %. [11]. Толстая и слепая кишка крысы оказались наиболее обсеменёнными микроорганизмами. Высевались те же микроорганизмы, которые выделялись из пристеночного муцина толстой кишки человека. Это бифидобактерий, лактобактерий, эшерихии, энтерококки, стафилококки, клостридий, грибы рода кандида.
Из пристеночного муцина тонкой кишки крысы, также как и со слизистой желудка, с достоверно низкой частотой выделялись все исследуемые микроорганизмы. Но с большей частотой, чем в желудке, обнаруживались энтерококки (в 26,1 % случаев) и эшерихии (8,5 %). Сравнительный анализ микробного состава пристеночного муцина желудка и тонкой кишки выявил существенную разницу в их видовых и количественных характеристиках. Частота встречаемости изучаемых микроорганизмов в желудке была несколько ниже, чем в тонкой кишке.
Желудок значительно отличался от толстой кишки более низкой частотой обнаружения всех рассматриваемых представителей пристеночного микробиоценоза. В основном эти различия были свойственны часто встречающимся микробным компонентам: бифи-добактериям, лактобактериям, эшерихиям и энтерококкам. В тонкой кишке, по сравнению с толстой, реже встречались бифидобактерии (в 3,96 раза), лактобактерии (в 4, 46 раза), эшерихии (в 7,6 раза), энтерококки (в 3,2 раза).
Частота обнаружения изучаемых микроорганизмов в толстой кишке экспериментальных животных составила от 15,63 % до 78,26 % случаев. Наиболее часто из пристеночного муцина толстой кишки высевались энтерококки, реже - клостридии. Бифидобактерии обнаруживались в 50,0 %, лактобактерии - в 72,73 %, эшерихии - в 54,29 % случаев, стафилококки и грибы рода кандида- в 17,24 % и в 17,39 % случаев соответственно.
Для сравнения из пристеночного муцина толстой кишки человека [11] чаще всего высевались эшерихии - в 92,82 %, реже - стафилококки - в 13,08 %. Бифидобактерии выделялись в 65,68 % случаев, а диапазон частот обнаружения лактобактерии, энтерококков, клостридии варьировал от 28,39 % до 77,03 % случаев. Все вышеперечисленное в достаточной степени указывает на сходство пристеночного биотопа толстого кишечника крысы и человека.
В пристеночном муцине толстой кишки четко выделились две группы микробов, отличающиеся частотой их обнаружения. Первую группу составили часто встречающиеся (60,9% - 83,9%) бифидобактерии, лактобактерии, эшерихии и энтерококки. Вторую - реже встречающиеся стафилококки, клостридии и кандиды (17,7% - 24,4 %). Наиболее постоянными микроорганизмами явились - бифидобактерии, а редкими - стафилококки.
Микробный состав пристеночного муцина различных отделов ЖКТ крысы отличает высокая степень вариабельности. По сравнению с другими отделами ЖКТ пристеночный муцин толстой кишки оказался наиболее богатым биотопом, а желудок - наименее обсемененным. Наибольшая изменчивость характеристик (таких как частота высеваемости, удельное содержание, средненопуляционная концентрация), свойственна для бифидобактерий, лактобактерий, эшерихий и энтерококков на всем протяжении ЖКТ крысы.
