Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Гистохимические и морфолощческие изменения в хрусталике при воздействии лазерного и рентгеновского излучения
Глава 2. Материалы и методы исследования.
2.1. Методы исследования хрусталика при воздействии лазерного излучения
2.2. Исследование хрусталика рыб и амфибий после экспериментального травмирования
2.3. Методы исследования хрусталика рыб при воздействии рентгеновского излучения
Глава 3 Результаты исследований
3.1. Гистохимические изменения в хрусталике лягушки под влиянием лазерного излучения
3.2. Гистохимические изменения в хрусталике лягушки под влиянием рентгеновского излучения
3.3. Совместное действие травмы и облучения на хрусталик
3.4. Действие рентгеновского излучения на хрусталик
3.5. Митотическая активность в различных зонах цитодифференцировки интактного хрусталика рыб
3.6. Влияние рентгеновских лучей на митотическую активность эпителия золотой рыбки
3.7. Совместное действие травмы и рентгеновского облучения на митотическую активность в герминативной зоне эпителия хрусталика рыб
3.8. Регенерация эпителия хрусталика рыб и амфибий после воздействия высоких доз радиации
Глава 4. Обсуждение результатов исследования Заключение
Основные выводы 117-118
Библиографический список использованной литературы
- Гистохимические и морфолощческие изменения в хрусталике при воздействии лазерного и рентгеновского излучения
- Исследование хрусталика рыб и амфибий после экспериментального травмирования
- Гистохимические изменения в хрусталике лягушки под влиянием рентгеновского излучения
- Регенерация эпителия хрусталика рыб и амфибий после воздействия высоких доз радиации
Введение к работе
Актуальность проблемы. В современных условиях проблема исследования воздействия различных видов излучения на водные организмы возрастает поскольку: -в результате антропогенной нагрузки на биосферу учащаются инциденты, приводящие к лучевому воздействию на биологические объекты, в частности на гидробионтов, обитающих в зоне экотона, последствия которых необходимо прогнозировать; -прослеживается тенденция применения методов лучевого воздействия в практической медицине, биологии и технике; : -существует глубокая связь с фундаментальными проблемами в биологии, разрешение которых требует понимания поведения, функционирования различных систем и органов гидробионтов и аномалий, происходящих в них после различных лучевых воздействий.
Изучение же гистохимических и морфологических особенностей хрусталика гидробионтов после рентгеновского и лазерного воздействия позволяет решить ряд общебиологических задач в, частности связанных с эволюцией органов зрения, а также прояснить некоторые прикладные аспекты водной экологии, офтальмологии, радиобиологии, и биофизики.
Актуальной данная проблема является еще и потому, что большинство работ по выявлению гистохимических особенностей происходило уже в катарактально измененных хрусталиках, а в данной работе изучаются гистохимические изменения, происходящие в облученных хрусталиках, в которых еще не развилась катаракта.
В настоящее время значительное число работ в указанной области посвящено воздействию токсических веществ на развитие и морфологические показатели у гидробионтов, и меньшая часть (2-3 %) работ рассматривает воздействие таких антропогенных факторов как: рентгеновское и лазерное излучения, миллиметровые волны, ультразвук и инфразвук.
Изучение последствий воздействий на водные организмы физических антропогенных факторов, таких как рентгеновское и лазерное излучения, являются одной из составных частей гидробиологии (Константинов, 1989).
До настоящего времени многие вопросы, связанные с оценкой воздействия радиации и лазерного излучения на водные организмы на гистохимическом и клеточном уровне не достаточно изучены. Изучение и развитие биохимических исследований позволили бы глубже проникнуть в патохимическую сущность ряда заболеваний глаз различных биологических объектов, а выявление морфологических особенностей хрусталика, например, не только по-новому осветило патогенез лучевых катаракт, но явилось подспорьем в проведение консервативного лечения в начальной стадии заболеваний у различных животных. Биохимические показатели сред глаза гидробионтов при некоторых заболеваниях могут служить определенным тестом, используемым с диагностической целью и применимы к человеку не говоря уже о том, что они важны для проверки лечебной эффективности тех или иных терапевтических мероприятий. Выявление биохимических изменений, приводящих в пораженном органе и лежащих в основе развития заболеваний, позволяет глубже вникнуть в патогенетическую сущность болезни и вскрывает патогенетические основы этих изменений. . В качестве объекта исследования наци был выбран хрусталик гидробионтов. Это выбор объясняется тем, что хрусталик является удобной системой для изучения, представляющим эпителиальное образование, состоящие из однородной группы эмбриональных эпителиальных клеток. В этом хрусталик напоминает чистую культуру бактерий; хотя встречающиеся в ней клетки различного возраста, имеют разную скорость обмена и разный размер, химические реакции у них одинаковы. Этим хрусталик отличается от любого другого органа тела.
Интерес к вопросу о чувствительности человеческого хрусталика к рентгеновским лучам и другим ионизирующим излучениям приобрел недавно новую актуальность в связи со случаями катаракт у некоторых физиков и у других лиц, подвергшихся облучению при взрывах атомных бомб. Изучение содержания неорганических соединений в нормальных и катарактально измененных хрусталиках людей ограничено возможностью получения материала для исследования. Свежие, здоровые хрусталики могут быть взяты только от животных, а хрусталики человека изучаются обычно только через 1-2 дня после смерти. Сейчас многие исследования направлены на получение катаракты у животных при облучении их рентгеновскими и лазерными лучами, а также потоков быстрых нейтронов, которые считаются главной причиной возникновения катаракт у физиков и жертв атомных взрывов.
Под влиянием интенсивного рентгеновского и лазерного излучения у гидробионтов, с высоко дифференцированным хрусталиком, например у амфибий и рыб, могут развиться катаракты. В патогенезе катаракт, возникающих под воздействием различных факторов, отмечается много общего. Так же как и общие механизмы помутнения хрусталика, мы найдем у гидробионтов различного систематического уровня. По-видимому, это является следствием специфики морфологического строения и биохимического состава хрусталика.
Эпителий хрусталика большинства позвоночных животных представляет собой монослой клеток с различной степенью дифференцировки. Но у некоторых видов рыб, например у ротана-головешки, эпителий хрусталика во взрослом состоянии не выражен, и у таких рыб практически невозможно вызвать генетические мутации в эпителии хрусталика (Никифоров-Никишин, 2001) Клеточная пролиферация в эпителии линзы глаза происходят с замедляющейся скоростью^ в течение всей жизни в узкой полоске перед экватором хрусталика. Вновь образуемые клетки постепенно перемещаются к экваториальной области и вблизи этой зоны дифференцируются, образуя волокна хрусталика (Mann, 1949; Гирберт, 1993).
В хрусталике отсутствует кровообращение и в основе большинства биохимических процессов лежит диффузия биохимических агентов через клеточные мембраны хрусталиковых волокон. Хрусталик позвоночных животных преимущественно состоит из воды и * прозрачной взвеси из растворимых белков - кристаллинов и мукополисахаридов. Катарактогенные факторы в первую очередь оказывают влияние на процессы клеточной дифференцировки в кортикальных слоях хрусталика.
В данной работе изучались особенности морфологического строения хрусталика и его гистохимические свойства у некоторых рыб и амфибий в условиях воздействия интенсивного лазерного и рентгеновского облучения, и выявлялось действие нескольких факторов на пораженный хрусталик гидріобионтов, в том числе и экспериментального травмирования, провоцирующего ускорение лучевых катаракт.
Цель работы - выявление морфологических и гистохимических особенностей хрусталика некоторых гидробионтов при воздействии высокоинтенсивного лазерного и рентгеновского облучения без экспериментального травмирования и с экспериментальным травмированием.
Для выполнения указанной цели необходимо было решить следующие задачи: \ изучить особенности воздействия интенсивного лазерного излучения на хрусталик рыб и амфибий. исследовать распределение биологически активных соединений, кальция и липидов, гистохимическими методами в различных зонах хрусталика рыб и амфибий после лазерного облучения; провести сравнительный анализ влияния лазерного и рентгеновского излучений на гистохимические свойства хрусталика амфибий; изучить процессы цитодифференцировки в хрусталике амфибий после воздействия лазерного излучения с различной длиной волны; исследовать распределение кальция и липидов в хрусталиках пораженных рентгеновским излучением; - изучить воздействие дополнительного травмирования на гистохимическое распределение кальция и липидов в облученном хрусталике; і - исследовать особенности влияния рентгеновского излучения на митотическую активность эпителия хрусталика гидробионтов, без травматизации и с травматизацией переднего полюса линзы глаза.
Научная новизна и теоретическая значимость работы заключается в том, что: впервые исследуется воздействие рентгеновских и лазерных лучей на морфо-гистохимические показатели цитодифференцировки хрусталиковых волокон у рыб и амфибий; впервые показано, что лазерное излучение сразу же поражает в основном экваториальную зону хрусталика с деструкцией дуги дифференцировки и механическим повреждением молодых хрусталиковых волокон;
В противоположность лазерному излучению установлено, что высокие дозы рентгеновских лучей не вызывают непосредственно после облучения морфологических сдвигов в хрусталике рыб и амфибий, нарушение процессов цитодифференцировки в хрусталике происходит на генетическом и гистохимическом уровне. '
Впервые рассмотрено совместное действие рентгеновских лучей и' травмы на митотическую активность в эпителии хрусталика гидробионтов и установлено, что вредные физические воздействия носят аддитивный характер.
Показано, что рентгеновское .излучение поражает травмированный хрусталик в большей степени, по сравнению с не травмированным, так как появляются посттравматические митозы.
Практическая значимость работы. На основе результатов проведенного исследования появляется возможность: - экспрессным методом оценить действие рентгеновского и лазерного облучения на хрусталик амфибий и рыб за счет дополнительной травматизации переднего полюса линзы глаза. Дать практические рекомендации для офтальмологов о недопустимости хирургического вмешательства в облученный хрусталик, так как риск возникновения катаракты значительно возрастает; - показана недопустимость применения сфокусированного лазерного излучения на прозрачные среды глаза, так как рассеяние лазерных лучей в зоне дуги дифференцировки хрусталиковых волокон приводит к морфологическим сдвигам на экваторе хрусталика и приводит к возникновению лазерных катаракт;
Полученные результаты исследований используются в учебном процессе при подготовке студентов по таким дисциплинам как: гидробиология, биофизика и биология клетки.
Апробация работы. Материалы диссертации докладывались на ежегодных международных и российских конференциях: Международной научно-практической конференции "Пищевая промышленность на рубеже третьего тысячелетия", (Москва, 2003); Международной научно-практической конференции "Инновационные технологии в пищевой промышленности третьего тысячелетия", (Москва, 2001); Межрегиональной конференции "Морфологические и физиологические особенности гидробионтов", (Москва, 2002); на научных коллоквиумах кафедры "Биоэкологии и ихтиологии" МГ7ГА (1999 - 2003).
Публикации. Результаты диссертации изложены в 4-х опубликованных научных работах.
Гистохимические и морфолощческие изменения в хрусталике при воздействии лазерного и рентгеновского излучения
Эпителий хрусталика позвоночных животных представляет собой монослой клеток с различной степенью дифференцировки. Эпителиальные клетки в хрусталике взрослого животного располагаются только под передней полусферой капсулы хрусталика от переднего полюса вплоть до экватора. По характеру дифференцировки клеток в эпителии хрусталика можно выделить три зоны (Гексли, Бер, 1936; Bloemendal, 1977). Центральная зона, наибольшая по площади, простираете от переднего полюса хрусталика почти до экватора. Центральная зона представлена преимущественно плоскими эпителиальными клетками неправильной формы. Возле экватора находится герминативная (ростовая) зона, в которой обнаруживается большинство делящихся клеток. В экваториальной зоне эпителиальные клетки приобретают шестиугольную форму и выстраиваются рядами. Непосредственно на экваторе хрусталика эпителиальные клетки становятся высокими и укладываются вперед, поворачивая вертикальную ось на 90, после чего удлиняются в сторону переднего и заднего полюсов и превращаясь в новые волокна хрусталика (Mann, 1949; Гирберт, 1993). В хрусталике на протяжении всей жизни откладываются новые волокна благодаря медленной пролиферации клеток эпителия (Агеу, 1974; Balinsky, 1970, Arrutiet all., 1995).
Капсула окружает хрусталик со всех сторон и является безклеточной мембраной. Капсула неоднородна по толщине: на задней полусфере хрусталика капсула значительно тоньше, чем на передней. В экваториальной области толщина капсулы примерно в 1,5 раза больше, чем на передней по!лусфере хрусталика. По гистологическому строению капсула хрусталика неоднородна (Гудвин, 1979; Гирберт, 1993). Электронная микроскопия показывает, что капсула содержит зонулярные пластинки с прикрепленной к ним аморфной тканью, секретируемой эпителием хрусталика (Cohen, 1965). По биохимическому составу белок капсулы хрусталика близок к коллагену, но отличается от типичного коллагена кожи высоким содержанием серы (Dische et all., 1965). Закладка капсулы происходит в эмбриональном периоде, .когда эпителий покрывает весь хрусталик, в том числе и заднюю его полусферу (Бодемер, 1971). При повреждении капсулы хрусталика, происходит ее восстановление за счет клеток эпителия, оказавшихся на месте разрыва в результате пролиферации и миграции (Rothstein et all., 1965; McDevis et all., 1997; Симаков, 1974).
На ранних стадиях эмбрионального1 развития из первичного мозга вырастают глазные пузыри (vesicula ophthalmica), каждый из которых затем трансформируются в двухслойную глазную чашу (Агеу, 1974; Hilfer et all., 1980; Ромер и др., 1992). Формирование хрусталика индуцируется приближением глазной чаши к эпидермису эмбриона (Аникин, 1961; Bose et all., 1965). На начальной стадии формирования хрусталика эмбриональный эпителий, образующий хрусталик, отшнуровывается и дает первичный зрительный пузырек у высших позвоночных, а у низших позвоночных зачаток хрусталика представляет шаровидное образование сплошь заполненное клетками. Позже капсула хрусталика окружает всю его поверхность, и с этого момента хрусталик развивается как изолированный орган внутри глаза.
Хрусталик глаза оказался удобной системой для изучения дифференцировки клеток. Этот орган состоит из популяции клеток, образовавшейся из эпителия, без примеси клеток других типов (Трумен, 1976). Правда, по нашим исследованиям, есть данные, что часть клеток мигрирует их глазной чаши в зачаток хрусталика (Симаков и др., 2003). Преимущества этой системы и некоторые результаты, полученные при ее исследовании, рассмотрены в статье Клайтона (Clayton, 1970). Эмбриология глаза изучается уже много лет. Хрусталик в процессе развития образуется из эктодермы в ответ на индуцирующий стимул глазной чаши. Затем начинаются изменения, некоторые клетки удлиняются и, в конце концов, образуется передний эпителий и хрусталиковые волокна. Такие удлиненные клетки представляют собой первичные хрусталиковые волокна. На следующей стадии развития, в зародышевой зоне, располагающейся недалеко от экватора хрусталика, начинается размножение эпителиальных клеток. Образующиеся при делении клетки смещаются назад и начинают дифференцироваться, давая дополнительные вторичные хрусталиковые волокна. Эти вторичные волокна формируются постоянно в течение всей жизни и образуют ряды клеточных слоев вокруг первичных волокон. Вторичные волокна подобны первичным во всех отношениях, за исключением происхождения и расположения. Дифференцировку клеток волокна, аналогичную нормальной дифференцировке, можно получить и в условиях культуры. В экспериментах Окадо, Игучц и Такейчи (Okada et all., 1971) клетки, изолированные из эпителия хрусталика цыпленка, поддерживали в культуре в течение почти 50 дней. Некоторые из этих клеток дифференцировались и становились похожими на нормальные хрусталиковые волокна. Об этом сходстве свидетельствовали как данные электронной микроскопии, так и накопление специфического белка хрусталика — р-кристаллина.
Исследование хрусталика рыб и амфибий после экспериментального травмирования
К ионизирующим излучениям в радиобиологии традиционно причисляют рентгеновское излучение, у-излучение, синхротронное и ондуляторное излучение, а также нейтронные пучки различных энергий, высокоэнергетические электронные пучки, называемые (3-лучами (Бигел, 1959; Краузе и др, 1959; Олтер и др. 1959; Медведовская, 1977; Кабаченко и др.,1986). Все эти разнотипные по своей природе излучения обладают ярко выраженным катарактогенным воздействием на подопытных особей (Popov, 1962; Popov et all., 1963; Заллманн, 1959). Развитие помутнений в хрусталике животных, подвергшихся воздействию ионизирующего излучения сходно с аналогичными процессами у человека (Бабижаев и др., 1989).
Первым клиническим признаком обычно является возникновение вакуолей и помутнений под капсулой хрусталика в области заднего шва (Пири и др., 1959, Керим-заде, 1988). Во многих случаях отмечаются изменения в экваториальной области хрусталика. Показано, что латентный период развития катаракты тем короче, чем моложе подопытная особь (Cogan et all., 1951; Pirie, 1959). Однократное облучение очень часто вызывает необратимые изменения в хрусталике. В хрусталике на протяжении всей жизни откладываются новые волокна благодаря медленной пролиферации эпителия. Специфичность лучевой катаракты связана с тем, что поврежденные эпителиальные клетки "приносят постоянный вред хрусталику в виде пораженных волокон" (Ham, 1953).
Применение гистологической техники позволило установить, что лучевое поражение приводит к нарушению митотической активности клеток эпителия хрусталика (Заллманн, 1959; Permutt, Johnson, 1953). В опытах на кроликах, облученных рентгеновским излучением (доза облучения 1500 рентген), наблюдалось почти полное торможение митозов, начавшееся через полчаса после облучения и продолжающееся от 3 до 4 дней. В течение последующих нескольких дней наблюдалось постепенное ускорение митозов (Пири и др., 1959). Доза облучения, которая может вызвать помутнение хрусталика, не повреждает роговицу.
В исследованиях, в которых различные части глаза подопытных животных защищались от излучения свинцовыми экранами были получены убедительные доказательства того, что ионизирующие излучения воздействуют прежде всего на герминативную зону хрусталика (Cogan et all., 1951). Доза рентгеновских лучей, достаточная для возникновения зрелой катаракты (4000 рентген) не вызывала помутнения хрусталика у кроликов, у которых свинцовым экраном защищалась периферийная область хрусталика.
В ходе развития рентгеновской катаракты хрусталик обычно тяжелее,ч чем интактный. По-видимому, это происходит из-за значительного увеличения содержания воды. Ранние стадии развития катаракты сопровождаются разворачиванием белков и образованием из них высокомолекулярных агрегатов, рассеивающих свет (Айтмагамбетов, 1994). Отмечается уменьшение общего содержания белка в хрусталике, (3-кристаллин исчезает практически полностью (Ham, 1953; Пири et all., 1968; Гуния, 1976). Большую роль в патогенезе лучевых катаракт играют нарушения обмена и выраженный дефицит рибонуклеиновых кислот, необходимых для нормального синтеза белков хрусталика (Urban et all., 1965, Вишнеевский и др., 1960).
Индуцирование рентгеновской катаракты первоначально идет от активации свободно радикальных процессов, с последующим накоплением флуоресцирующих продуктов в хрусталике, которые служат основой возникновения катаракты (Deev et all., 1991, Асейчев, 1997) Как и при некоторых других формах катаракты в облученном хрусталике понижался уровень восстановленного глютатиона, а в полностью помутневшем хрусталике глютатион полностью исчезал (Rosner et all., 1938).
Гистохимические изменения в хрусталике лягушки под влиянием рентгеновского излучения
Изучение гистохимических препаратов под микроскопом показало, что если в контроле имеется резкое различие окраски на липиды между корой и ядром хрусталика, то облучение приводит к уменьшению окраски коры. Черная окраска коры линзы глаза с 12-го дня после облучения заменяется синей. Начиная с 22-го дня после облучения, окраска остается постоянной. Данные микрофотометрии срезов сходятся с микроскопическими наблюдениями и показывают, что после 12-го дня наблюдается уменьшение общего содержания липидов в коре хрусталика. После 22-го дня уменьшение липидов прекращается и остается почти на одном уровне (рис. 3.7). Таким образом, в глазах лягушки, получивших дозу 10 кР, катаракта не развивается в начальном периоде. Однако происходит сдвиг биохимических реакций, говорящий о лучевом поражении хрусталика, который может привести к катаракте, но для ее развития потребуется промежуток времени больший, чем 35 дней. Изменение содержания липидов в хрусталике после облучения, возможно, вызывается переходом холестерина из нерастворимых липидов в растворимые. При этом следует учитывать, что, несмотря на одинаковый результат, помутнение хрусталика при старческих и лучевых катарактах, экспериментальные лучевые катаракты отличаются липидным обменом от старческих катаракт, при которых происходит возрастание липидов в хрусталике. При облучении хрусталиков Rana temporaria в дозе 10 кР происходит не только уменьшение липидов, но и перераспределение их фракций. Об этом говорит изменение окраски коры хрусталика от черной до синей. Коричневая окраска, которая выявляется в коре хрусталика амфибий Суданом черным В, через две недели после облучения исчезает почти полностью и на срезе хрусталика выявляется только в синий цвет. Однако кора всегда окрашена сильнее, чем ядро хрусталика, что говорит1 о большом содержании в ней липидов. Можно считать, что облучение хрусталика лягушек дозой 10 кР, приводит как к уменьшению содержания липидов, так и к перераспределению их фракций в коре и ядре хрусталика. По оси абсцисс — сутки после облучения (вся шкала 35 суток), по оси ординат — содержание липидов в относительных единицах.
Пунктирная линия — контроль Изучение гистохимических препаратов показало, что окраска на свинец и. кальции сходны с нормой, т.е. уменьшение содержания кальция и свинца не наблюдалось как при лазерном воздействии. Это можно объяснить тем, что в отличие от лазерной катаракты образование рентгеновской катаракты затягивается, как и при других видах катаракт. Кальций и свинец меняют свою концентрацию только с началом помутнения. Изучение гистохимических препаратов показало, что в норме имеется резкое различие окраски на содержание липидов между корой и ядром хрусталика Облучение приводит к уменьшению окраски коры. Черная окраска коры линзы глаза после облучения заменяется синей. После 12 дня наблюдается понижение общего содержания лилидов в коре хрусталика, а затем с 22 дня уменьшение липидов прекращается и остается почти на одном уровне. Таким образом, в глазах лягушки, облученных дозой 10000 р. в начальном периоде после облучения катаракта не развивается. Однако происходит сдвиг биохимических реакций, говорящий о лучевом поражении хрусталика, который может привести к развитию катаракты за больший промежуток времени, чем 35 дней. Изменения содержания липидов в хрусталике после облучения, возможно, вызываются переходом холестерина из нерастворимых белков в растворимые. При этом следует учитывать, что, не смотря на одинаковые морфологические признаки при старческих и лучевых катарактах, биохимические процессы резко отличаются. При старческих катарактах происходит возрастание липидов, а при рентгеновских наоборот мы отмечаем падение их концентрации в коре хрусталика. При облучении хрусталиков лягушек дозой 10000 р. происходит не только уменьшение количество липидов в коре хрусталика, но и перераспределение их фракций. Об этом говорит изменение окраски коры хрусталика от черной до синей. Коричневая окраска, которая выявлялась в коре нормального хрусталика Суданом черным В, через две недели после облучения исчезает почти полностью, и фракции липидов в хрусталике окрашиваются только в синий цвет. В опыте и в контроле кора всегда окрашивается более интенсивно, что указывает на более высокую концентрацию липидов в коре хрусталика. Травмирование облученного хрусталика не влияет на содержание липидов и динамика их изменения соответствует динамике в коре хрусталика получившего только облучение. Помимо гистохимического выявления липидов в хрусталике после рентгеновского облучения, на гистологических срезах тех же сроков фиксации мы исследовали распределение кальция. Однако никаких изменений в распределении кальция в коре и ядре облученного хрусталика не происходило. Дополнительная травматизация хрусталика иглой в передний полюс на 1/5 - 1/6 его диаметра после облучения приводит к изменению содержания кальция, но эти изменения полностью соответствовали результатам полученным при воздействии только одной травмы на первых этапах развития лучевой катаракты. После травматизации облученного хрусталика в течение 10 дней содержание кальция в хрусталике возрастает, но падения концентрации кальция, как это отмечается в необлученном хрусталике, не происходит. Подобный процесс изменения содержания кальция в хрусталике ведет к развитию катаракт. При действии только одной травматизации к 27 дню происходит нормализация содержания кальция, и катаракта не развивается.
Регенерация эпителия хрусталика рыб и амфибий после воздействия высоких доз радиации
Сходная картина наблюдается в хрусталиках амфибий, облученных дозой в два раза выше чем рыбы. При этом облучении, в отличие от хрусталика рыб, митозы в эпителии уже не восстанавливаются, а вакуолизация вокруг клеток эпителия проявляется более четко. Помимо этого часть клеток начинает мигрировать к области заднего полюса, клетки укрупняются и дедифференцируются.
Сравнительный анализ действия лазерного и рентгеновского облучения хрусталика, рыб и амфибий показывает, что каждое из указанных излучений нарушает морфогенез хрусталика, что в конечном итоге должно привести к катаракте. Однако механизм нарушения цитодифференцировки волокон хрусталика различный. При лазерном поражении в ходе дифференцировки волокон отмечается деструкция волокон из-за оптического поражения при рассеивании лучей лазера на клеточных ядрах дуги дифференцировки, а при воздействии высоких доз рентгеновских лучей наблюдается нарушение клеточной дифференцировки на генетическом и молекулярном уровне,, так как после облучения на микропрепаратах отклонений не отмечается и появляются они по мере дифференцировки клеток эпителия в хрусталиковые волокна.
Часть мигрирующих под заднюю капсулу эпителиальных клеток не является необратимо пораженными и в ходе миграции сохраняет способность дифференцироваться в более или менее нормальные волокна.
На границе передней и задней камер глаза, между водянистой влагой и стекловидным телом не являются обязательным условием формирования «завитка», то есть зоны дифференцировки эпителия в волокна, могут возникать и нормальные молодые волокна. «Псевдодуги» построены менее правильно, может быть, из-за атипичных механических условий.
Формирование новых волокон возможно после дегенерации зрительного эпителия и, как показали опыты с перерезкой нерва и дисцизией капсулы, также после дегенерации ганглиозного слоя сетчатки. Хотя давно известно, что хрусталик, неделями содержавшийся in vitro, сохраняет нормальное строение (Nordmann, 1954), но это еще не доказывает, что без влияния сетчатки волокна способны дифференцироваться из эпителия. Линза эмбрионов кур и амфибий (Lopashov et all., 1961) сначала довольно быстро росла вне глаза, однако по неизвестным причинам (возможно, из-за ненормальных условий питания), не достигнув размера взрослой линзы, дегенерировала. Эти данные не исключают влияния сетчатки на нормальную дифференцировку волокон взрослой линзы млекопитающих.
Наши наблюдения показывают, что, по-видимому, необходимо различать два рода миграции ядросодержащих элементов в сторону заднего полюса. Первый пассивный тип миграции свойствен пораженным клеткам эпителия, начавшим анормальную дифференцировку в волокна и превратившимися в клетки Вэдла. Когда дуга в области возникновения этих клеток восстанавливает свой нормальный вид, вновь образующиеся молодые волокна, вырастая в длину, толкают своими задними концами клетки Вэдла в сторону заднего полюса. Молодые волокна часто протискиваются между капсулой и клетками Вэдла, которые оказываются замурованными в толще коры на той или иной стадии продвижения к заднему полюсу. Что касается миграции ядер в нормальных волокнах, прилежащих к пучкам клеток Вэдла, то в растущем обоими концами волокне расположение ядра относительно задней границы эпителия зависит, по-видимому, от сопротивления коры линзы росту переднего и заднего концов волокна. Если темпы роста обоих концов считать равными,, а ядро неподвижным относительно окружающей его фиброплазмы, тогда ослабление сопротивления росту одного из концов неизбежно должно привести к перемещению центра тяжести волокна и ядра относительно задней границы эпителия в сторону этого конца. Действительно, рост конца, встречающего малое сопротивление, будет способствовать все большему удалению от уровня задней границы эпителия, тогда как рост конца, встречающего большее сопротивление, вызовет отодвигание центральной части волокна в сторону встречающего меньшее сопротивление конца. В полужидком по консистенции волокне перемещение его центральной части, возможно, происходит не столько за счет скольжения оболочки волокна относительно соседнего волокна, сколько за счет скольжения средней части протоплазмы с ядром относительно неподвижной оболочки. Вполне возможно, что и широко известный ранний признак многих катарактальных изменений—разбросанность ядер дуги (Bellows, 1944) и даже характерная форма, нормальной дуги — объясняется соответственно наведенной в ходе развития катаракты или закономерно наступающей по мере нормального удлинения волокон ч «игрой» сопротивления росту обоих их концов. Разбросанность ядер дуги означает, что сопротивление неопределенно различается на концах соседних волокон, а там, где линия ядер дуги тянется вперед, сопротивление росту переднего конца длительно остается меньшим, чем у заднего конца.
Часть активно мигрировавших под заднюю капсулу клеток, по-видимому, превращается в клетки Вэдла; другая часть дифференцируется в. волокна или может долго сохранять эпителиальный характер. Активная миграция происходит только по поверхности коры; пока клетка сохраняет вид эпителиальной она может располагаться только под капсулой. Активная миграция эпителия назад вызывается разрывом задней капсулы или разворачиванием линзы. Риччи предполагает, что в немногих случаях миграция эпителия при развитии катаракты вызывалась ранее развившимися нарушениями на заднем полюсе (Ricci, 1957). Он ссылается на данные Ло Касцио, который показал; что чем сильнее химические изменения на заднем полюсе, тем интенсивнее миграция эпителия назад. Риччи не делает различий между активной и пассивной миграцией ядросодержащих элементов. Мы не знаем, каким образом можно связать наблюдавшуюся в наших опытах пассивную миграцию эпителия хрусталика под влиянием рентгеновского облучения. Полученные нами гистологические картины ранней стадии пассивной миграции подтверждают представления тех исследователей, которые связывают эту миграцию с первичным поражением экваториального эпителия (Cibis et all., 1955). Нам кажется вполне возможным, что изменения на заднем полюсе, в том числе и накопление там клеток Вэдла, могут привести как к дальнейшим биохимическим изменениям, так и к активной миграции в заднюю кору более или менее нормального эпителия экваториальной зоны.
