Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы 11
1.1. Локус small bristles у Drosophila melanogaster. 11
1.2. Транспорт мРНК из ядра в цитоплазму. 17
1.3. Особенности оогенеза D.melanogaster. 22
1.3.1. Развитие яйцевых камер в оогенезе дрозофилы . 22
1.3.2. Позиционная информация в развитии. 24
1.4. Эмбриогенез дрозофилы. 29
1.5. Врожденные аномалии развития. 33
1.6. Гипертермия и белки теплового шока. 37
2. Материалы и методы 42
2.1. Линии, использованные в работе 42
2.2. Гибриды D. melanogaster, использованные в работе 44
2.3. Методика экспериментальных воздействий 48
2.4. Анализ гибели ооцитов, яйцеоткладки и эмбриональной смертности у Drosophila melanogaster . 50
2.5. Приготовление препаратов ранних эмбриональных митозов Drosophila melanogaster. 51
2.6. Приготовление постоянных препаратов мейоза самок Drosophila melanogaster. 52
2.7. Статистическая обработка результатов экспериментов. 53
3. Результаты 54
3.1. Плодовитость самок-имаго, несущих различные сочетания аллелей гена sbr. 54
3.2. Определение частоты встречаемости яичников с массовой гибелью ядер в области гермария и в яйцевых камерах на стадиях 6-7 у самок, несущих различные сочетания аллелей гена sbr . 57
3.3. Анализ яйцеоткладки самок Drosophila melanogaster, несущих различные сочетания аллелей гена sbrt и определение эмбриональной и личиночной смертности в их потомстве. 59
3.4. Изучение нерасхождения и потерь половых хромосом в мейозе у самок Drosophila melanogaster, несущих различные сочетания аллелей гена sbr. 67
3.5. Возникновение морфологических аномалий у имаго Drosophila melanogaster, полученных от самок, несущих различные сочетания аллелей гена sbr. 71
4. Обсуждение 80
4.1. Плодовитость самок-имаго» несущих различные сочетания аллелей гена sbr, 80
4.2. Возникновение морфологических аномалий у имаго Drosophila melanogaster, полученных от самок, несущих различные сочетания аллелей гена sbr . 85
4.3. Нарушения расхождения хромосом в мейозе у самок Drosophila melanogaster, несущих различные сочетания аллелей гена sbr, и в ранних эмбриональных митозах в потомстве этих самок, 88
4.4. Сравнение эффектов аллеля 1(1 )К4 (sbr5) и нулевого аллеля (Df(I)^) гена sbr в компаунде с аллелем sbr10. 91
Заключение 94
Выводы 95
Список литературы 96
Приложение I 116
- Развитие яйцевых камер в оогенезе дрозофилы
- Анализ гибели ооцитов, яйцеоткладки и эмбриональной смертности у Drosophila melanogaster
- Определение частоты встречаемости яичников с массовой гибелью ядер в области гермария и в яйцевых камерах на стадиях 6-7 у самок, несущих различные сочетания аллелей гена sbr
- Возникновение морфологических аномалий у имаго Drosophila melanogaster, полученных от самок, несущих различные сочетания аллелей гена sbr
Развитие яйцевых камер в оогенезе дрозофилы
После предмейотических митозов, как уже упоминалось выше, клетки внутри цисты связаны цитоплазматическими каналами (Рис.2). В клетках, имеющих по 4 канала, а также в некоторых клетках с 3 каналами, начинается сборка синаптонемного комплекса (СК), однако ко времени выхода цисты из гермария 15 клеток из 16 покидают мейотический цикл и СК у них уже отсутствует (Spradling,1993).
Одна из 2-х клеток, имеющих наибольшее количество каналов (клетки 1 и 2 на рис.2), становится ооцитом, а в остальных 15-и клетках ДНК проходит несколько циклов эндорепликации. Эти 15 клеток становятся питающими (трофоцитами). При выходе из гермария, на стадии S2, циста окружается фолликулярными клетками и становится яйцевой камерой. Яйцевая камера в своем развитии до зрелого ооцита проходит последовательно 14 стадий (SI-S14 - стадии Кинга, по имени исследователя, детально их описавшего (King et al., 1956)). Во время нахождения яйцевой камеры в гермарии (стадии S1-S2) хромосомы во всех клетках цисты объединяются прицентромерными районами в единый хромоцентр («нуклеолу» по Кингу), который к стадии S3 исчезает.
На стадиях S3-S8 ооцит содержит в центре сферического ядра плотную компактную Фельген-положительную кариосому 2-3 мкм в диаметре, которая декомпактизуется непосредственно в прометафазе I мейоза. На стадии S13, в прометафазе, ядерная оболочка ооцита исчезает, остается Фельген-положительная кариосфера 2 мкм в диаметре (King et al., 1956). P. Кинг в своих исследованиях указывал, что стадия S8 является критической для оогенеза - яйцевые камеры на этой стадии часто погибают и деградируют (King et al., 1956), В настоящее время показано (Nezis et al, 2000), что существует защитный механизм в оогенезе дрозофилы, в результате действия которого аномальные или поврежденные камеры деградируют на стадиях S7-S8, претерпевая апоптоз. При этом наблюдается характерная для апоптоза гиперконденсация и фрагментация хроматина трофоцитов, которая не затрагивает ядра фолликулярных клеток (Nezis et al., 2000).
Начиная со стадии S12, питающие клетки претерпевают апоптоз (Foley, Cooley, 1998). К концу оогенеза ядра трофоцитов дегенерируют, трофоциты уменьшаются и резорбируются. В яйцевой камере остается только зрелый ооцит (Cummings, King, 1969).
На последней стадии развития ооцит представляет собой зрелое яйцо центролецитального типа, имеющее прозрачную желточную оболочку и окруженное непрозрачным белым хорионом (Sonnenblick, 1950). Эти оболочки являются продуктом деятельности фолликулярных клеток. Выполнив свои функции, эти клетки, как и трофоциты, гибнут и резорбируются (Cummings, King, 1969). Состояние ядра зрелого ооцита определяется как метафаза I (Sonnenblick, 1950).
В процессе созревания внутри ооцита формируется градиент различных веществ (мРНК, белков) благодаря транспорту их из трофоцитов (King, Burnett, 1959), что создает позиционную информацию.
Концепция позиционной информации была сформулирована L.Wolpert в 1989 г (Wolpert, 1989). Под позиционной информацией понимается система внутриклеточных и межклеточных детерминант или сигнальных молекул. Локализация мРНК в ооците является главным механизмом дифференциации внутри ооцита и формирования позиционной информации (Wilhelm, Vale, 1993). Этот многоступенчатый процесс состоит из четырех этапов: 1) формирование РНП-частиц; 2) перемещение РНП-частиц до их места назначения; 3) закрепление (заякоривание) РНП-частиц на цитоскелете; 4) трансляция локализованных мРНК.
На стадиях 7-10 оогенеза D. melanogaster происходит наиболее активная экспрессия генов материнского эффекта (Theurkauf, 1994). Гены материнского эффекта экспрессируются на протяжении оогенеза и раннего эмбриогенеза дрозофилы и играют решающую роль в определении всего характера будущего развития (Nusslein-Volhard, 1991; Nusslein-Volhard, 1996).
мРНК и белки, которые специфичны для ооцита, синтезируются в трофоцитах или клетках фолликулярного эпителия, и затем транспортируются в ооцит (King, Burnett, 1959). Благодаря существованию градиента распространения продуктов генов материнского организма, происходит формирование осей полярности эмбриона, создается позиционная информация, определяющая дифференциальную экспрессию различных классов зиготических генов (рис.3). Всего можно выделить четыре системы генов, участвующих в создании позиционной информации. Три из них определяют формирование передне-задней (А-Р) и одна -дорзовентральной осей (D-V) полярности будущего эмбриона (Bashirullah et al., 1998).
Мутации генов материнского эффекта влияют на развитие потомков -эмбрионов, независимо от их генотипа, их фенотипическое проявление зависит от генотипа матери (Lieberfarb et al., 1996). Общим свойством всех генов материнского эффекта является то, что они экспрессируются до оплодотворения, хотя их продукты могут действовать как в ходе оогенеза, так и после оплодотворения, благодаря способности сохраняться в цитоплазме длительное время и тем самым оказывать свое влияние на процессы раннего и позднего развития. Согласно Lewin (1994), все гены с материнским эффектом делятся на два класса в зависимости от места их экспрессии: гены, которые экспрессируются в соматических клетках матери, но имеют эффект на развитие яйца, называются материнскими соматическими генами (maternal somatic genes), тогда как гены, которые экспрессируются в клетках зародышевого пути, называются материнскими генами зародышевого пути (maternal germline genes). Первая группа генов экспрессируется в фолликулярных клетках (соматические клетки) и принимает участие в формировании дорзально-вентральной оси эмбриона. Вторая группа генов активна в созревающем ооците или питающих клетках (клетки имеющие общее происхождение из презумптивного зачатка половых клеток) и ответственна, в частности, за формирование переднее-задней оси эмбриона.
Анализ гибели ооцитов, яйцеоткладки и эмбриональной смертности у Drosophila melanogaster
Трехдневных девственных самок-имаго помещали с самцами линии WB массово (в соотношении 1 самка к 2 самцам) в емкости для сбора кладок объемом 0,9 л, в которых находились пластинки с агаровой средой, смазанной дрожжевой суспензией. Каждые сутки сменяли пластинки на свежие, получая, таким образом, четыре суточные яйцекладки. Производили подсчет отложенных на пластинки яиц и личинок первого возраста. Личинок помещали на изюмно-дрожжевую среду для завершения развития. Личиночную гибель оценивали как отношение погибших личинок к общему числу вылупившихся личинок. Яйцеоткладку оценивали как отношение числа отложенных за сутки яиц к числу родительских самок.
Гибель особей на эмбриональной стадии определяли как отношение неразвившихся яиц, из которых не вылупились личинки, к общему числу отложенных яиц. Выделяли раннюю (до 3 ч. развития) и позднюю эмбриональную смертность. При анализе аномалий развития эмбрионы, лишенные хориона и вителлиновой оболочки (см. главу 2.5), окрашивали красителем Хехст 33258 (1мг/мл в PBS (phosphate-buffered saline) (рН 6,8)) (Wieschaus, Nusslein-Volhard, 1986; Foe, Alberts, 1983).
Состояние яичников самок оценивали в течение четырех суток, каждые сутки в соответствующем варианте брали по 60 самок. Окрашивали препарированные яичники акридином оранжевым (Abrams, 1993; Foley, Cooley, 1998). Анализ препаратов проводили с помощью люминисцентного микроскопа ЛЮМАМ И-2, оборудованного черно-белой CCD камерой, подключенной к компьютеру. Для анализа изображений использовали компьютерную программу VideoTest FISH v. 1.0. Каждые сутки определяли долю яичников с окрашенными в оранжевый цвет ядрами. Яичник считали поврежденным, если половина и большее число овариол имели окрашенные в оранжевый цвет ядра в зоне гермария и яйцевых камер до стадии 10.
Для определения нарушений эмбрионального развития, возможно приводящих к гибели потомства на эмбриональной стадии развития, яйца для приготовления препаратов брали через определенное время после откладки, что соответствовало конкретным стадиям эмбриогенеза (Campos-Ortega, Hartenstein, 1986). У яиц удаляли хорион в 3%-ом растворе гипохлорита натрия (или в 25%-ом растворе «белизны»), дехорионизированные эмбрионы инкубировали в смеси, содержащей равные объемы н-гептана и 10%-ого раствора формальдегида в PBS (рН 7,2). Длительность инкубации от 30 минут до 1 часа (с перемешиванием).
При перемешивании содержимое пробирки расслаивалось по аликвотам. Затем удаляли нижний слой, содержащий фиксатор, и заменяли его абсолютным метанолом и энергично перемешивали 3-5 минут. Процедуру замены нижнего слоя метанолом повторяли трижды, при этом девителлинизированные эмбрионы опускались на дно пробирки, а эмбрионы с вителиновой мембраной скапливались на границе раздела фаз гептана и метанола. Девителлинизированные эмбрионы собирали, промывали 2-3 раза в абсолютном метаноле, при необходимости эмбрионы сохраняли в абсолютном метаноле при -20С. Перед окрашиванием эмбрионы регидратировали через серию проводок метанол в PBS (рН 7,0) 70%, 50%, 30%, промывали 2 раза в PBS, содержащем 0,1% Triton Х-100, затем 1 раз промывали PBS без Triton Х-100 и окрашивали раствором DAPI (1мг/мл в PBS).
Анализ препаратов проводили с помощью люминисцентного микроскопа ЛЮМАМ И-2, оборудованного черно-белой CCD камерой, подключенной к компьютеру. Для анализа изображений использовали компьютерную программу VideoTest FISH v. 1.0.
Препараты мейоза самок готовились из выделенных в растворе Рингера яичников взрослых мух по методике С. Ноккала (Nokkala, Nokkala, 2003). После выделения гонады фиксировали 1 час в растворе абсолютный спирт: хлороформ: ледяная уксусная кислота (6:3:1), затем в фиксатор добавляли эквивалентное объему фиксатора количество абсолютного спирта и дополнительно выдерживали 1 час (или ночь). После фиксации делали проводку гонад по спиртам (96%, 70%, 50%, 30%), промывали их в дистиллированной воде и подвергали гидролизу соляной кислотой (IN НС1) 20 минут при комнатной температуре и 8 минут при +60 С. Затем, после промывки в обычной воде, окрашивали раствором Шиффа 5-8 минут и делали давленные в капле 45% уксусной кислоты препараты ооцитов 13-14 стадии. После замораживания с препаратов скалывали покровное стекло, проводили дегидратацию 5 минут в абсолютном спирте, помещали препараты на 30 секунд в ледяную уксусную кислоту и высушивали. После сушки препараты промывали 6-8 минут в буфере Соренсена и окрашивали в течение 30 минут в 8% растворе красителя Гимза (краситель растворен в буфере Соренсена), затем препарат заключали в бальзам.
Достоверность различий между выживаемостью эмбрионов, полученных от самок различных генотипов, и между частотами возникновения морфологических аномалий в опытных и соответствующих контрольных вариантах, а также между вариантами воздействия высокой температуры на самок сравниваемых генотипов; достоверность различий между частотами исключительных особей и частотой возникновения морфологических аномалий среди потомства самок-имаго различных генотипов, обработанных ТШ и в соответствующих контрольных вариантах оценивали с помощью r-критерия Стьюдента с преобразованием Фишера и метода $ (Лакин, 1990).
Все сравнения проводили при уровне значимости а = 0,05.
Определение частоты встречаемости яичников с массовой гибелью ядер в области гермария и в яйцевых камерах на стадиях 6-7 у самок, несущих различные сочетания аллелей гена sbr
Обычно аномальные личинки погибают на стадии первого возраста. В потомстве самок других исследуемых генотипов, кроме самок, несущих леталь К4, доля аномальных личинок не превышает 0,4% (табл. II, Приложение I). Для самок генотипов sbrw/KA и YA/sbr10 частота аномальных личинок в потомстве оказывается довольно высокой, составляя 10,8 и 11,3 % соответственно, тогда как в потомстве самок +/1(1 )К4 и 1(1)К4/+ доля аномальных личинок составила 0,8 и 0,9 %, соответственно. Таким образом, существенный вклад в снижение плодовитости самок sbr /0 вносит не только гибель ооцитов или снижение яйцеоткладки, но и гибель потомков на эмбриональной стадии развития и на стадии личинки первого возраста. По этим показателям, самки генотипа sbrl0/0 отличаются от самок других проанализированных генотипов, в том числе и от самок sbrwfsbri0, причем в условиях нормальной для дрозофилы температуры, т.е. без воздействия ТШ. В то же время самки +/0, несущие нормальный аллель гена sbr в одной дозе, не проявляют статистически значимого снижения плодовитости по сравнению с самками + /+, +/L3, sbr /+ и sbr /L3. Подобные данные свидетельствуют о том, что ген sbr, по показателю плодовитости самок, не является гаплонедостаточным. Нами показано, что снижение плодовитости самок sbrI0/Q, в первую очередь, обусловлено эмбриональной смертностью потомков, происходящей главным образом на стадиях раннего эмбриогенеза. Гибель на стадиях личинки 2-ого и 3-его возраста и на куколочной стадии была незначительной и не вносила существенного вклада в снижение плодовитости, частота этой гибели была сходной в потомстве самок всех исследованных генотипов.
Для того чтобы понять причину гибели потомков самок sbr1 /0 на ранних стадиях эмбрионального развития в условиях пермиссивной температуры, мы анализировали ранние митозы в эмбриогенезе потомков самок исследуемых генотипов. Основными нарушениями раннего эмбрионального развития были асинхронность ранних митозов (рис. II б, II в, Приложение II), нарушения деления ядер (рис. III, рис. IV, Приложение II), несоответствие морфологии эмбрионов их возрасту, определяемому по времени развития от момента откладки яйца. Известно, что первые 14 делений дробления у дрозофилы протекают удивительно синхронно (Foe, Alberts, 1983). В потомстве самок sbrw/0 частота эмбрионов с асинхронными делениями достигает 8 % (табл. 4), что статистически достоверно отличает самок sbr{0/0 от самок других исследуемых генотипов. В потомстве самок K4!sbr10 частота эмбрионов с нарушениями синхронности ранних митозов не отличалась от этого показателя в потомстве самок +/+.
Эмбрионы с нарушениями синхронности первых делений дробления не встречались в потомстве самок генотипов +/$6 , 0/+ и К4/+. Нами были также обнаружены нарушения характера делений ядер и их морфологии (рис. III, рис. IV, Приложеие II). В норме синхронно делящиеся ядра ранних эмбрионов имеют одинаковые размеры и характеризуются определенным распределением в эмбрионе, в зависимости от стадии развития. У эмбрионов с нарушениями делений ядер, ядра разного размера и формы, в некоторых местах можно было наблюдать пикнотические ядра и пустые пространства, лишенные ядер. Возможно, "пустоты" среди дробящихся ядер образуются на месте погибших ранее ядер. В этот класс нарушений мы отнесли эмбрионы с явными нарушениями кариокинеза. В этом случае в эмбрионе можно было встретить области, в центре которых находилось скопление множества хромосом, окруженное пустым пространством. Мы предполагаем, что причиной появления подобных аномалий может быть нарушение формирования оболочки, окружающей дробящиеся ядра. Эмбрионы с нарушениями делений ядер были обнаружены в потомстве самок генотипов sbrl0/0, YAlsbr10, К4/+ и sbr!0, в потомстве самок других генотипов эмбрионов с нарушениями делений ядер не было зафиксировано (табл. 4). По частоте встречаемости эмбрионов с нарушениями делений ядер потомство самок отличается от потомства самок K4/sbr . Среди потомства самок sbrl0/Q с высокой частотой (8 %) встречаются эмбрионы с одним пронуклеусом. В потомстве самок других исследуемых генотипов эмбрионы с одним пронуклеусом выявлены не были. В потомстве самок генотипов 0/+, sb /Ll, +/L3, Q/sbr10, KA/sbr10, К4/+ четверть потомков характеризуется задержкой эмбрионального развития. Поскольку стадии эмбриогенеза дрозофилы расписаны по минутам (Campos-Ortega, Hartenstein, 1986), каждому временному интервалу развития соответствуют определенные морфологические характеристики эмбриона. При задержке эмбрионального развития имеет место несоответствие временных и морфологических параметров. В потомстве самок sbr1 только 12% эмбрионов проявляли задержку развития. В потомстве самок +/sbr!0 не было выявлено описанных выше нарушений раннего эмбриогенеза.
Анализ нарушений, выявленных в раннем эмбриогенезе, показал, что самки sbr /0 отличаются от самок других исследуемых генотипов частотой появления эмбрионов с асинхронными первыми делениями и с одним пронуклеусом. Подобные нарушения могут вызывать гибель потомков на ранней эмбриональной стадии, характерную именно для потомства самок генотипа sbrIO/0. Нарушения в поведении хромосом в делениях дробления могут стать причиной гибели группы ядер (а затем и клеток) в пределах эмбриона или привести к гибели эмбриона.
О роли гена sbr в контроле расхождения половых хромосом в мейозе у самок свидетельствуют результаты, полученные для самок sbr1 (l(I)ts403), подвергнутых ТШ (Мамон и др., 1998; Никитина и др., 2003).
Мы скрещивали самок исследованных генотипов с самцами waB. Среди потомков подобных скрещиваний можно было идентифицировать так называемых исключительных особей, которые фенотипически отличаются от нормальных (регулярных) потомков. Исключительные особи появляются в результате нерасхождения и потерь половых хромосом. Самцы ХО имеют фенотип waB, а самки XXY имеют материнский фенотип. Только в том случае, когда в качестве материнского организма были взяты особи К4/+ и K4/sbr , исключительные самки XXY фенотипически не отличаются от половины регулярных самок в потомстве, поскольку родительские самки несут маркер Bar в гетерозиготе. Поэтому в таблице отсутствуют данные по частоте исключительных самок в потомстве самок К4/+ и K4/sbr10 (табл. 5). Полученные нами данные (табл. 5) совпадают с результатами, свидетельствующими о том, что у самок, гомозиготных по мутации sbr (l(I)ts403), частота индуцированного ТШ нерасхождения и потерь половых хромосом в мейозе выше, чем в линии дикого типа (Мамон и др., 1990; 1992; 1998). Данная мутация имеет полудоминантный эффект в отношении повышенной частоты нерасхождения и потерь половых хромосом, индуцированных ТШ, в мейозе у самок (Мамон и др., 1998; Никитина и др., 2003).
Возникновение морфологических аномалий у имаго Drosophila melanogaster, полученных от самок, несущих различные сочетания аллелей гена sbr
Результаты анализа эмбриогенеза потомков самок Q/sbr10 позволяют высказать предположение, что причиной возникновения уродств у потомков может быть и гибель ядер в определенных местах на ранних стадиях развития (рис. Приложение II), происходящая вследствие нарушения деления ядер (рис. Приложение II). По данным Yasuda с соавторами (Yasuda et al., 1991) в ответ на гибель части ядер после воздействия ДНК-повреждающих агентов в 1-6 циклах деления дробления включается регуляторный механизм, направленный на восстановление нарушенного ядерно-цитоплазматического отношения. Его проявлением является локальное или тотальное изменение в 10-м цикле делений плотности ядер, мигрировавших к периферии яйца, и последующее протекание 1-2 дополнительных экстрациклов деления ядер. В результате к началу целлюляризации количество ядер синцитиальных эмбрионов восстанавливается до нормального уровня. Но в нашем случае нарушенная работа продукта гена sbr, возможно, препятствует нормальному развертыванию этого механизма. Если ген sbr вовлечен в контроль клеточных делений, то при недостатке измененного мутацией sbr10 продукта, можно предположить, что происходит гибель клеток в активно-пролиферирующих областях в эмбриогенезе, а возможно и в период морфогенеза отдельных органов вследствие хромосомной нестабильности.
Потомство самок, несущих аллель sbr10 в гомозиготе и в компаунде с другими аллелями этого локуса, подвергнутых тепловому шоку, характеризуется повышенной частотой возникновения различных аномалий развития. Кроме того, нами показано, что самки, гетерозиготные по летальному аллелю 1(1 )К4 (sbr5) и теплочувствительному аллелю sbr (l(l)ts403), а также, гетерозиготные по делении, удаляющей ген sbr [Df(I)v-L4], и теплочувствительному аллелю sbr , в условиях нормальной для дрозофилы температуры (24,5 ± 0,5 С) с частотой около 10 % дают потомков с различными нарушениями развития. При этом в появлении потомков с аномалиями значительную роль играет материнский эффект комбинации мутантных аллелей. Важно отметить, что аномальными бывают даже те потомки, которые наследуют аллель дикого типа sbr+: например, исключительные самцы, получившие от отца Х-хромосому с аллелем sbr . Однако, определенный, хотя и меньший вклад в возникновение аномалий развития вносит и генотип потомков.
Известно, что экспрессия генов зависит от внешних условий. Особенно чувствительными к внешним воздействиям являются стадии быстрого развития и дифференциации, например, эмбриогенез и метаморфоз насекомых. Температурные воздействия, многие химические агенты и другие стрессовые факторы способны индуцировать специфичные, ненаследственные аномалии у многих организмов, включая человека (Mitchell, Petersen, 1982; Sulik et al., 1988). Гольдшмидт обозначал такие аномалии, напоминающие мутантные формы, "фенокопиями" (Goldschmidt, 1935 цит. по Mitchell, Petersen, 1982). С помощью температурных воздействий очень легко получить разнообразные фенокопии (Mitchell, Petersen, 1982).
Было показано, что выживаемость организма после ТШ варьирует в зависимости от времени воздействия, температуры и стадии развития. Чаще всего фенокопии возникают в тех случаях, когда выживаемость понижается в наибольшей степени. Многие фенокопии либо перекрываются, либо находятся в определенных комбинациях, что представляет большую сложность для их анализа. Каждая фенокопия возникает в результате независимых событий. При этом было замечено, что механизмы возникновения разных фенокопии очень сходны (Mitchell, Petersen, 1982).
Чрезвычайное сходство между фенокопией и мутантным фенотипом предполагает, что механизм индукции фенокопии при действии ТШ связан со стрессовыми эффектами на экспрессию генов. Показано, что индуцируемые фенокопии возникали не из-за тепловой модификации молекулярных структур, а в результате ингибирования синтеза мРНК и белков после ТШ (Mitchell, Petersen, 1982).
Стадия развития, температура и длительность воздействия определяют разнообразие фенокопии. Например, при 35-минутном ТШ (40,8С) на предкуколочной стадии мухи гибнут, а после 20-минутного такого же ТШ все выживают, но имеют аномалии крыльев (Mitchell, Petersen, 1982).
Исходя из полученных данных, можно сделать следующие выводы: температурные воздействия на определенных стадиях развития легко индуцируют возникновение множественных фенокопии; индуцирующие факторы действуют, по-видимому, на экспрессию специфических генов. Разнообразие фенокопии дает уникальную возможность для определения времени экспрессии генов в развитии и изучения транскрипционного контроля. Фенокопии представляют собой как бы временные маркеры морфогенетических событий в развитии.
В нашем случае воздействие происходило на стадии оогенеза и возникновении морфологических аномалий можно было бы объяснить ингибированием вследствие ТШ синтеза мРНК и белков, влияющих на формирование позиционной информации. Но так как потомки с различными морфологическими нарушениями появляются в условиях нормальной для дрозофилы температуры, а не только при тепловом воздействии, можно предположить, что причиной появления различных аномалий развития у мутантов по гену sbr может быть не только нарушение синтеза БТШ при тепловом воздействии. Поскольку первичной функцией данного гена является транспорт мРНК из ядра в цитоплазму, то способность мутаций по гену sbr вызывать различные аномалии развития нужно рассматривать и с этой точки зрения. Транспорт макромолекул, в том числе и мРНК, обеспечивает формирование позиционной информации в ооците, определяющей реализацию программы развития. Нарушение этой программы может привести к возникновению врожденных уродств, типа морфозов. До сих пор остается нерешенным вопрос о том, обладают ли факторы ортологичные ТАР, какой либо специфичностью по отношению к различным типам геномной мРНК, какую роль они играют в сохранении мРНК в цитоплазме до момента ее трансляции, что особенно важно при регуляции процессов развития. Такая специфичность может проявляться у продуктов мутантных аллелей гена sbr, они могут утрачивать способность осуществлять транспорт мРНК определенных типов, что должно повлечь за собой появление характерных аномалий развития. В то же время мы отметили крайне широкий спектр аномалий и отсутствие какой-либо специфичности в проявлении разных аллелей. Мы исследовали характер наследования аномалий развития и пришли к выводу, что данные аномалии не наследуются.
![Влияние аллелей полиморфных генов системы HLA II класса, фолатного обмена, гемостаза и детоксикации на репродукцию человека [Электронный ресурс]](/i/i/4357/184412.png "Влияние аллелей полиморфных генов системы HLA II класса, фолатного обмена, гемостаза и детоксикации на репродукцию человека [Электронный ресурс] Бескоровайная Татьяна Сергеевна")
