Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. (Обзор литературы) 7
1 . Белковые комплексы, контролирующие структуру хроматина и транскрипцию генов
1.1. Типы структурной организации хроматина промоторных областей 7 генов дрожжей.
1.2. АТФ-зависимые комплексы реорганизации структуры хроматина 10 (ATP-Dependent Chromatin-Remodeling Complex).
1.2.1 Структура комплексов и характеристика субъедениц. 10
1.2.2. Характеристика активностей и механимы действия белковых комплексов, осуществляющих перестройку структуры хроматина . 15
1.2.3. Взаимодействие с промоторами. 18
1.2.4. Комплексы реорганизации структуры хроматина и клеточный цикл. 21
1.3 Белковые комплексы, модифицирующие структуру хроматина. 22
1.3.1 Гистонацетилтрансферазные комплексы дрожжей. 22
1.3.2. Гистонацетилтрансферазные комплексы человека. 27
1.3.3 Гистонацетилтрансферазный комплекс MSL Drosophila. 1.4 Взаимодействие комплексов модификации гистонов и комплексов 30 АТФ-зависимой перестройки хроматина при регуляции экспрессии генов.
1.5 Транскрипционные коактиваторы не влияющие непосредственно 32 на изменение структуры хроматина при активации экспрессии генов.
1.5.1. Факторы, взаимодействующие с ТВР (ТВР associated factors ).
1.5.2 Медиатор SRB. 35
1.6. Транскрипционные факторы Rapl, Abfl, Rebl. 38
1.7 Ген SUP35 дрожжей S. cerevisiae - его роль в контроле трансляции 41 и других клеточных процессах.
Глава 2. Материалы и методы. 46
2.1. Штаммы и плазмиды, использованные в работе .
2.2 Среды и условия культивирования. 53
2.3. Генетические методы. 54
2.4. Молекулярно-биологические методы
2.4.1. Сайт-направленный мутагенез. 55
2.4.2. Определение активности р-галактозидазы.
2.4.3. Непрямое концевое мечение. 2.4.4 Геномный футпринтинг in vivo.
2.5. Статистическая обработка результатов. 62
Глава 3. Результаты. 62
3.1. Анализ структурной организации хроматина гена SUP35 методом "непрямого мечения концов".
3.2. Анализ мест ДНК-белкового взаимодействия in vivo в 66 промоторной области гена SUP35.
3.3. Анализ влияния промоторных мутаций на функции гена SUP35
3.4 Анализ влияния промоторных мутаций на экспрессию гена SUP35 77
3.5 Оценка количества белка гена SUP35 у промоторных мутантов. 81
3.6. Оценка влияния мутаций в кодонах АТГ гена SUP35 дикого типа 83
и аллели sup35-AAB\ на жизнеспособность дрожжей.
3.7. Изучение влияния компонентов комплексов SWI/SNF и SAGA 85
на экспрессию гена SUP35.
Глава 4. Обсуждение 88
Выводы 103
Список литературы
- Белковые комплексы, контролирующие структуру хроматина и транскрипцию генов
- Характеристика активностей и механимы действия белковых комплексов, осуществляющих перестройку структуры хроматина
- Штаммы и плазмиды, использованные в работе
- Анализ структурной организации хроматина гена SUP35 методом "непрямого мечения концов".
Белковые комплексы, контролирующие структуру хроматина и транскрипцию генов
Принципы организации структуры хроматина привлекают внимание ученых с давних пор. К настоящему времени охарактеризована структура 5 -регуляторных областей для большого числа генов дрожжей, контролирующих в клетке различные процессы. Несмотря на различия в программах активации транскрипции различных генов, на сегодняшний день можно выделить общие этапы инициации транскрипции. Сначала происходит связывание транскрипционного активатора, затем сборка транскрипционных коактиваторов и комплекса преинициации транскрипции. В случае если TATA бокс или другие регуляторные элементы находятся в составе нуклеосомы, создаются препятствия для взаимодействия транскрипционных факторов со своими сайтами узнавания. Структуру хроматина промоторных областей изученных генов можно разделить на две группы. В состав первой группы можно отнести гены, чья активация не зависит от нуклеосомной организации промотора; ко второй группе относятся гены, чья регуляция зависит от структурной организации хроматина промоторной области.
При картировании структуры хроматина используют ДНКазу I и/или микрококковую нуклеазу. С помощью ДНКазы I картируются участки гиперчувствителыюсти к данной нуклеазе, которые являются сайтами связывания регуляторных белков; микрококковая нуклеаза нужна для выявления нуклеосомной организации генов. С помощью вышеуказанных эндонуклеаз была охарактеризована структура ряда генов дрожжей. Так, например, при картировании структуры промотора гена LEU2 не было обнаружено гиперчувствительных участков к ДНКазе I. Вся 5 -регуляторная область занята нуклеосомами. При этом ТАТА бокс и UAS (upstream activating sequence) располагаются в межнуклеосомных пространствах, оставаясь доступными для аппарата инициации транскрипции (Martinez-Garsia et al., 1989). Экспрессия гена LEU2 не зависит от структуры хроматина. Для гена SUC2, кодирующего две формы инвертазы, и способного находится как в состоянии репрессии транскрипции (при высокой концентрации глюкозы в среде), так и активироваться (при низком содержании глюкозы в среде), картированы три сайта гиперчувствительности к ДНКазе I. TATA бокс гена SUC2 находится в составе нуклеосомы. Положение гиперчувствительных участков не изменяется при переходе от транскрипционной репрессии к транскрипционной активации гена, а нуклеосома с TATA бокса исчезает при активации транскрипции гена SUC2 (Neigeborn and Carlson, 1984). При изучении структуры хроматина гена РН05 были обнаружены существенные различия в организации промотора в условиях, когда ген транскрипционно активен (низкое содержание фосфата в среде), по сравнению с условиями репрессии (высокое содержание фосфата). В условиях репрессии в промоторе РН05 картировано четыре фазированных нуклеосомы и один сайт гиперчувствительности к ДНКазе I (рис. 1.1). TATA бокс находится в составе нуклеосомы. При активации транскрипции гена РН05 нуклеосомы разбираются, взамен образуются два участка гиперчувствительных к ДНКазе І, в которых локализованы сайты связывания для регуляторного белка Pho4 (Fascher et al., 1990).
Исследования зависимости экспрессии генов от структурной организации хроматина в дальнейшем привели к идентификации эволюционно консервативных белковых комплексов, функцией которых является модификация гистонов и реорганизация структуры хроматина при регуляции транскрипции генов.
Основной характеристикой АТФ-зависимых комплексов перестройки структуры хроматина является наличие в их составе АТФазной субъединицы, осуществляющей каталитический гидролиз АТФ. Все известные на сегодняшний день комплексы АТФ-зависимой реорганизации структуры хроматина эволюциоино консервативны. Сейчас все известные АТФ зависимые комплексы перестройки хроматина можно разделить на три группы. Это семейство SWI/SNF, ISWI (imitation SWI) и группа МІ2. Впервые комплексы, изменяющие структуру хроматина, были описаны у дрожжей, а затем у млекопитающих, что свидетельствует о их консервативности. Гены, кодирующие различные субъединицы комплекса SWI/SNF дрожжей, были обнаружены в двух независимых исследованиях: при изучении регуляции гена НО, кодирующего эндонуклеазу для переключения типа спаривания у дрожжей (Switching) (Breeden and Nasmyth, 1987; Stern et al., 1984), а так же при изучении транскрипции гена SUC2, кодирующего инвертазу, необходимую для роста на сахарозе или рафинозе (SNF - Sucrose Non-Fermenting) (Neigeborn and Carlson, 1984). Белок Swi2/Snf2 был затем идентифицирован как каталитическая АТФаза в 1,8 MDa белковом комплексе, обладающем способностью перестраивать структуру хроматина за счет использования энергии гидролиза АТФ in vitro (Cairns et al., 1994; Cote et al., 1994; Peterson et al., 1994). Группа SWI2/SNF2 включает комплексы SWI/SNF и RSC дрожжей, комплекс Brahma Drosophila и комплекс SWI/SNF человека. Субъединицы, идентифицированные в настоящий момент, представлены в таблице 1.1 (Vignali et al., 2000). Все известные комплексы содержат консервативную АТФазную субъединицу -Swi2/Snf2, Sthl, Впп, hBRM или hBRGl. Во всех этих белках обнаруживается консервативный АТФазный/геликазный домен, бромодомен и два домена с неизвестной функцией.
Характеристика активностей и механимы действия белковых комплексов, осуществляющих перестройку структуры хроматина
Механизм действия комплексов, использующих энергию гидролиза АТФ, для изменения структуры хроматина до сих пор до конца не понятен. Проведенные эксперименты в настоящий момент позволяют говорить лишь о том, что механизмы действия различных типов комплексов отличаются. Одни типы комплексов обладают способностью взаимодействовать с высокой афинностыо как с ДНК так и с нуклеосомой, а другим типам комплексов для взаимодействия нужны только нуклеосомы (Kingston and Narlikar, 1999). Перестройка структуры хроматина сопровождается стабильными изменениями, которые сохраняются после удаления АТФ и комплексов (Kingston and Narlikar, 1999). Процесс реорганизации структуры хроматина является обратимым, т.е. при определенных условиях первоначальная конформация восстанавливается. К числу комплексов, чье действие в настоящий момент хорошо охарактеризовано относятся комплексы SWI/SNF и RSC дрожжей. Для них показано взаимодействие как с ДНК так и с нуклеосомой (Cote et al., 1998; Cote et al., 1994). Взаимодействие с нуклеосомой в присутствии АТФ приводит к разрушению конформации нуклеосомы и характеризуется следующими особенностями: 1) происходит потеря правильного расположения витков ДНК на поверхности октамера гистонов; 2) наблюдается изменение картин переваривания хроматина под действием ДНКазы I; 3) увеличивается доступ нуклеосомной ДНК для взаимодействия с транскрипционными факторами и увеличивается доступность ДНК для действия ферментов рестрикции; 4) уменьшается количество суммарной ДНК, связанной с гистоновым октамером (определяется при электронной спектроскопии); 5) уменьшается стабильность контактов между ДНК-октамером гистонов в нуклеосоме при определенной ионной силе; 6) наблюдается перемещение N-терминального участка гистона Н2А на другую сторону нуклеосомы. Мутации в АТФ связывающем домене белка swi2/snf2 приводят к отсутствию АТФ зависимой активности комплекса SWI/SNF.
Однако вышеописанные особенности не относятся к результатам действия комплексов семейства ISWI. Для членов этого семейства не было обнаружено стабильного взаимодействия с ДНК. Действие этих комплексов индуцируется нуклеосомой (Georgel et al., 1997). Не наблюдается так же постоянно измененной конформации нуклеосомы после действия этих комплексов. Изученные члены семейства ISWI - NURF и CHRAC обладают способностью осуществлять постепенное движение нуклеосом по ДНК, образуя упорядоченные нуклеосомные пространства с одинаковым межнуклеосомным расстоянием. Помимо комплексов ISWI для образования упорядоченных нуклеосомных пространств нужны белки акцепторы гистонов (Vignali et al., 2000).
На сегодняшний день существует несколько предположений о механизмах действия комплексов. Так АТФазный домен белка Swi2/Snf2 имеет гомологию с геликазой, однако ни геликазной активности ни одноцепочечной ДНК в комплексе не обнаружено. Существует предположение, что комплекс SWI/SNF удаляет из нуклеосомы димер Н2А/Н2В осуществляя таким способом ее разборку. Эти предположения так же не подтвердились. При белок-белковых сшивках коровых гистонов разрушение нуклеосомы под действием комплекса SWI/SNF продолжается. Одним из результатов действия комплекса SWI/SNF является изменение локализации N терминальных концов гистона Н2А в нуклеосоме, что может так же являться условием для разрушения конформации нуклеосомы. Однако, при получении ДНК-белковых сшивок между N терминальными концами гистона Н2А и нуклеосомной ДНК, разрушение нуклеосомы не прекращается. Используя сайт направленный олигонуклеотидный мутагенез, были получены мутации в котовых гистонах (Recht and Osley, 1999), которые супрессировали мутации компонентов SWI/SNF комплекса. Мутации были сделаны в N-терминальном участке гистона Н2В, в районе необходимом для димерезации гистонов Н2А-Н2В и районах гистонов, отвечающих за образования тетрамеров. Было продемонстрировано, что данные мутации ингибируют работу SWI/SNF комплекса. Таким образом, появилось предположение, что N-терминальные участки гистонов необходимы для взаимодействия с комплексом SWI/SNF и осуществления процесса каталитической реорганизации структуры нуклеосомы. Исключение составляет комплекс SWI/SNF человека, который осуществляет перестройку хроматина на мононуклеосоме без взаимодействия с N-терминальных концами гистонов (Guyon et al., 1999). Была продемонстрирована способность дрожжевого комплекса RSC осуществлять физический перенос гистонов с участка геномного хроматина на меченый фрагмент акцепторной ДНК (Lorch et al., 1999), а для SWI/SNF способность переносить гистоны на белка-акцепторы.
Штаммы и плазмиды, использованные в работе
Депротеинизированную ДНК обрабатывали рестриктазой Sail, разделяли электрофоретически в 1% или 1.6% агарозном геле и переносили на нейлоновую мембрану (Hybond, Amersham) капиллярным методом в нейтральном буфере (3 М NaCl, 0.3 М цитрат натрия). Гибридизацию фрагментов ДНК хроматина проводили согласно стандартной процедуре (Sambrook et al., 1989), с использованием в качестве ДНК пробы фрагмента гена SUP35 меченного радиоактивным изотопом Р32, полученного при гидролизе плазмиды pSTR7 (Телков и др., 1986) ферментами Hindlll-Sall (фрагмент соответствует участку от 433е до 1444 пары основания от начала рамки считывания SUP35).
Анализ 5 - регуляторной области гена SUP35 методом геномного футпринтинга in vivo был проведен на основании методов описанных (Huibregtse and Engeleke, 1991). Данный метод позволяет с точностью до 1 нуклеотида определить места связывания регуляторного белка с нуклеотидной последовательностью. В качестве агента, позволяющего выявить районы ДНК-белковых взаимодействий, использовался диметилсульфат (ДМС). ДМС метилирует гуанины и реже аденины ДНК, не взаимодействующие с белками.
А. Обработка клеток дрожжей ДМС и выделение ДНК. Дрожжи выращивали в 500 мл жидкой среды YPD до концентрации у 3x10 кл/мл (середина логарифмической фазы роста). Клетки собирали центрифугированием, супернатант удаляли, осадок суспендировали в 2.5 мл YPD, суспензию клеток разливали по 0.5 мл в пробирки и добавляли 0.03, 0.06, 0.016, 0.01 или 0.001 мл ДМС. Обработку ДМС проводили при встряхиваниии пробирки с клетками в течении 1 минуты. В одной из пробирок дрожжи не обрабатывались ДМС (ДНК из данной пробирки в дальнейшем служила контролем). Реакцию метилирования останавливали добавлением 0.5 мл стоп буфера (1.0 М сорбитол, 0.1 М Трис-HCl, рН 8.0, 0.1М ЭДТА, 100 мМ Р-меркаптоэтанол), суспензию центрифугировали 1 мин 8000 об/мин (центрифура тип "Эппендорф 5415с").
Осадок суспендировали в 0.5 мл буфера 2 (1.2 М сорбитол, 20 мМ NaN3, 1мМ ЭДТА, 40 мМ р-меркаптоэтанол) и центрифугировали 2 минуты 8000 об/мин (центрифура тип "Эппендорф 5415с").
Затем осадок снова суспендировали в буфере 2 и добавляли 0.05 мл раствор зимолиазы 100000 из расчета 0.5 мг/мл. Клетки инкубировали 30 минут, 30 С, на водяной бане с перемешиванием. Полученные сферопласты центрифугировали 2 минуты, 5000 об/мин (центрифура тип "Эппендорф 5415с").
Осадок суспендировали в 0.6 мл буфера, содержащего 1.0 М Трис-НС1 (рН 7.5), 0.5 М NaCl, и затем добавляли додецилсульфат натрия до концентрации 0.5% и ЭДТА до концентрации 10 мМ. Пробирки инкубировали 30 минут при комнатной температуре и затем центрифугировали 10 минут при 10000 об/мин ( центрифура тип "Эппендорф 5415с").
К полученному супернатанту добавляли равный объем смеси фенол/хлороформ и далее проводили депротеинизацию. После депротеинизации, препараты ДНК обрабатывали РНКазой A ("Sigma", США) и протеиназой К ("Sigma", США) и снова проводили фенольную очистку и переосаждение ДНК (Маниатис и др., 1984).
ДНК растворяли в 0.05 мл раствора 10 мМ Трис-HCl (рН 7.5), 1 мМ ЭДТА, и дополнительно очищали, пропуская через колонку с сефадексом G-50 (Fine). Полученные препараты ДНК осаждали стандартными методами (Маниатис и др., 1984), растворяли в 0.01 мл раствора, содержащего 10 мМ Трис-HCl (рН 7.5), 1 мМ ЭДТА и в дальнейшем использовали для реакции линейной амплификации. Б. Выделение голой ДНК из дрожжей, обработка ДМС.
Дрожжи выращивали в 1 л жидкой среды YPD до концентрации Зх107кл/мл (середина логарифмической фазы роста). Клетки собирали центрифугированием, супернатант удаляли и определяли массу клеток дрожжей (она составляла 1- 4 грамма). Полученный осадок суспендировали в растворе, содержащем 20 мМ трис-HCl (рН 7.5), 20 мМ NaN3, центрифугировали при 3500G 5 минут.
Осадок суспендировали в 4 мл буфера 2 (1.2 М сорбитол, 20 мМ NaN3, 1мМ ЭДТА, 40 мМ р-меркаптоэтанол) и добавляли фермент зимолиазу 100000 из расчета 2 мг на один грамм сырой массы клеток дрожжей. Сферопластирование проводили при 30С, 15-30 минут со слабым перемешиванием.
Образовавшиеся сферопласты центрифугировали при 3500G 5 минут. Осадок суспендировали в 4 мл буфера, содержащего 10 мМ MgCl2, 40 мМ трис-HCl (рН 7.5) и добавляли равный объем буфера, содержащего 1% додецилсульфат натрия, 50 мМ ЭДТА, 50 мМ трис-HCl (рН 7.5), 1 М NaCl. Лизис сферопластов проводили 30 миігут при комнатной температуре, затем лизировавшие клетки центрифуриговали при 5000G 10 минут.
К полученному супернатанту добавляли равный объем смеси фенол/хлороформ и далее проводили депротеинизацию. После депротеинизации фенолом, препараты ДНК обрабатывали РНКазой А и протеиназой К и снова проводили фенольную очистку и переосаждение ДНК (Маниатис и др., 1984).
Выделенную ДНК растворяли в буфере, содержащем 10 мМ Трис-НСІ (рН 7.5), 1 мМ ЭДТА и дополнительно очищали, пропуская через колонку с сефадексом G-50 (Fine).
Полученный препарат ДНК растворяли в буфере, содержащем 20 мМ трис-HCl (рН 7.5), 5 мМ MgCl2, делили на порции 0.05 мл (конечная концентрация ДНК в каждой пробирке составляла 0.5 мкг/мкл) и к каждой порции ДНК добавляли 1, 2, 4, или 8 мкл 10% ДМС (ДМС растворяли в 96% этаноле) и инкубировали 2 минуты при комнатной температуре. Реакцию метилирования останавливали, добавляя равный объем раствора, содержащего 1.5 М CH3COONa, 1 М р-меркаптоэтанола. Далее ДНК осаждали стандартными методами (Маниатис и др., 1984), осадок растворяли в 0.05 мл раствора 10 мМ Трис-НСІ (рН 7.5), 1 мМ ЭДТА. 0.01 мл такого раствора в дальнейшем использовали для реакции линейной амплификации. ДНК, приготовленная таким способом, служила контролем специфичности действия ДМС.
Анализ структурной организации хроматина гена SUP35 методом "непрямого мечения концов".
Показано что ген SUP35 кодирует два транскрипта - один 2,3 т.п.о., соответствует полноразмерному гену, второй - минорный - 1,4 Т.П.О., соответствует 3 части гена. Ген SUP35 является жизненно важным, его делеция приводит к летальности у дрожжей. Триплеты АТГ находятся в одной фазе считывания в позициях 1, 124, 254 гена SUP35. С помощью сайт направленного олигонуклеотидного мутагенеза были получены мутации в каждом из триплетов АТГ. Штамм 19А-Д780 трансформировали плазмидами с вышеописанными мутациями (см. материалы и методы). После получения трансформантов проводили замещения копии гена SUP35 дикого типа на мутантный вариант методом отпечатка на среду с фтороротовой кислотой. Известно, что у дрожжей триплет АГГ не может служить стартовым кодоном трансляции. Замены триплетов АТГш или АТГ254 на триплеты ТГГі24 и ТГГ254 приводили к замене аминокислоты в белке Sup35 на аминокислоту с аналогичными свойствами, что не должно было, по нашему мнению, приводить к существенным изменениям в структуре белка. Результаты работы представлены в таблице 3.4.
Мы показали, что инактивация первого стартового кодона в гене SUP35 дикого типа АТГ- АГГ или ААТГі приводит к нежизнеспособности клеток дрожжей т.е. на среде с фтороротофой кислотой мутанты sup35-AGG] и sup35-ATG\A не выживают. Мутации АТГі24- АГГі24, АТГ124-»ТГГі24 и АТГ254- ТГГ254 не приводят к летальности. Нами так же были получены мутации АТГі24- АГГ и АТГі24- ТГГ и АТГ254- ТГГ у алллели гена SUP35 с делецией сайта для связывания белка Abfl - аллели sup35AABF,AGG\24, sup35AABF,TGGi24, sup3 5 AABV GGm. Сочетание этих мутаций так же не приводили к летальности.
В данной работе оценивалось влияние белковых комплексов, вовлеченных в регуляцию изменений структуры хроматина, на экспрессию гена SUP35. Основная функция белкового комплекса SAGA - это ацетилирование гистонов и взаимодействие с ТВР. Основной компонент комплекса это ген GCN5, кодирующий гистонацетилтрансферазу, функцией которой является ацетилирование N-концевых участков гистонов. Ацетилирование гистонов коррелирует с транскрипционной активностью генов. Ген SPT20 кодирует один из компонентов, отвечающих за сборку комплекса SAGA и взаимодействие с ТВР (TATA binding protein). Второй тестируемый комплекс - это SWI/SNF. Комплекс использует энергию гидролиза АТФ для изменения структуры хроматина (сбрасывания, сдвига или переноса нуклеосом). Основным компонентом комплекса является ген SNF2, кодирующий ДНК зависимую АТФазу. В регуляции транскрипции индивидуальных генов могут участвовать либо оба комплекса одновременно, либо регуляция транскрипции может осуществляться независимо тем или другим комплексом. Доказано, что процесс транскрипционной активации происходит в результате взаимодействия комплексов SWI/SNF и/или SAGA с ДНК связывающим белком активатором транскрипции, имеющим отрицательно заряженную область. При изучении транскрипции генов, кодирующих белки рибосомы, было показано, что для активации необходимо взаимодействие транскрипционного регулятора белка Abfl с ацетилтрансферазой Esal, субъединицей ацетилтрансферазного комплекса NuA4 (Reid et al., 2000). Кроме того, была высказана гипотезы о том, что Gcn5 и SWI/SNF должны собираться на сильных, активно экспрессирующихся промоторах, в регуляции экспресии которых не обнаружено участия коактиваторов. В регуляции экспрессии таких промоторов принимают участие сильные или многофункциональные транскрипционные активаторы, концентрация которых в клетке высока. Эта гипотеза получила подтверждение. При изучении регуляции двух генов, кодирующих белки рибосомы (один ген регулировался за счет Abfl, второй за счет Rapl), гена, контролирующего гликолиз, было доказано, что Gcn5 и SWI/SNF собираются на этих промоторах (Dhasarathy et al., 2005). Наличие в промоторной области гена SUP35 большого количества регуляторных последовательностей и данные, указывающие на выполнение белком Sup35 различных биологических функции в клетке, позволяют сделать предположение о сложной регуляции транскрипии гена. На сегодняшний день комплексы SWI/SNF и SAGA хорошо охарактеризованы биохимически и изучено влияние делеций генов, кодирующих субъединицы комплекса, на жизнеспособность дрожжей. Поэтому для исследования нами были выбраны именно эти комплексы.
Изучение влияния SWI/SNF и SAGA комплексов на экспрессию гена SUP35 проводилось на изогенных штаммах несущих делецию гена GCN5 или SNF2 или SPT20 (см. материалы и методы). В каждом случае уровень экспрессии оценивали у четырех трансформантов Экспрессию оценивали по уровню активности Р-галактозидазы Е.соїі у трансформантов несущих плазмиду pRZSUP35. Результаты измерений представлены на рис. 3.9. В ходе анализа было установлено, что при делеций гена GCN5 и SPT20 -компоненты комплекса SAGA - экспрессия гена SUP35 уменьшается в 2 раза, а при делеций гена SNF2 - АТФазной субъединицы комплекса SWI/SNF - экспрессия гена SUP35 уменьшается в 3,6 раза.
![Влияние мутаций в прионизующем домене белка Sup35 на свойства приона [PSI+] дрожжей Saccharomyces cerevisiae](/i/i/4705/549604.png "Влияние мутаций в прионизующем домене белка Sup35 на свойства приона [PSI+] дрожжей Saccharomyces cerevisiae Бондарев Станислав Александрович")
![Идентификация и характеристика генов, влияющих на поддержание и фенотипическое проявление прионоподобного детерминанта [ISP+], у дрожжей Saccharomyces cerevisiae](/i/i/4278/150135.png "Идентификация и характеристика генов, влияющих на поддержание и фенотипическое проявление прионоподобного детерминанта [ISP+], у дрожжей Saccharomyces cerevisiae Аксенова Анна Юрьевна")
