Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Физиологические и нейротоксические эффекты гипероксии 11
1.1. Признаки нейротоксического отравления кислородом 11
1.2. Нейрофизиологические исследования кислородной нейротоксичностью 13
1.3. Влияние эндокринной системы на развитие кислородных судорог 14
1.4. Кровоток и оксигенация мозга в условиях экстремальной гипероксии 15
1.5. Механизмы нейротоксического действия гипербарического кислорода 17
1.5.1. Теория свободных радикалов 17
1.5.2. Теория ферментативного ингибирования 19
1.5.3. Роль медиаторных систем в кислородном отравлении 23
1.6. Оксид азота и радикалы оксида азота 25
1.7. Роль оксида азота и АФК в сосудистой системе мозга при гипероксии 27
1.8. Роль N0 в центральной нервной системе 29
1.9. Итоги обзора литературы 31
ГЛАВА 2. Материалы и методы исследований 34
2.1. Подготовка животных к опытам 34
2.2.. Измерения кровотока и напряжения кислорода в головном мозге 36
2.3. Гипербарическая экспозиция 38
2.4. Процедура проведения опытов и общая организация исследований 39
2.5. Статистическая обработка и анализ результатов исследований 43
ГЛАВА 3. Результаты исследований 44
3.1 .Физиологические корреляты нейротоксического действия кислорода 44
3.1.1. Поведенческие реакции и ЭЭГ паттерны у крыс при ГБО 44
3.1.2. Динамика мозгового кровотока при экстремальной гипероксии 47
3.1.3. Динамика Рог в мозге при ГБО 50
3.2. Нейротоксическое действие кислорода при подавлении синтеза оксида азота 54
3.2.1. Участие NO в поддержании базального тонуса мозговых сосудов. 54
3.2.2. Кислородные судороги и кровоток у крыс при подавлении синтеза N0 56
3.2.3. Влияние N0 на уровень оксигенации в мозге 59
3.3. Влияние повышенного кровотока на нейротоксическое действие кислорода 63
3.4. Влияние супероксиданионов на развитие кислородной нейротоксичности 66
3.5. Влияние моноаминоксидазы на нейротоксическое действие кислорода 73
3.5.1. Модуляция моноаминоксидазой тонуса мозговых сосудов 73
3.5.2. Влияние моноаминоксидазы на уровень оксигенации мозга 74
3.6. Нейротокиическое действие кислорода у крысят в постнатальном периоде 77
ГЛАВА 4. Оксид азота в механизмах неиротокисического действия экстримальной гипероксии. (Обсуждение результатов исследований) 81
4.1. Кровоснабжение и оксигенация мозга при развитии кислородных судорог 82
4.2. Участие N0 в ГБО-вызванных изменениях мозгового кровотока 84
4.3. Пути и механизмы вовлечения N0 в развитие кислородной нейротоксичности 90
4.4. NO-опосредованное участие катехоламинов в развитии кислородных судорог 93
4.5. NO-опосредованная толерантность к кислородным судорогам у крыс в период постнатального развития 95
Общее заключение 98
Выводы 102
Список литературы 103
- Влияние эндокринной системы на развитие кислородных судорог
- Оксид азота и радикалы оксида азота
- Процедура проведения опытов и общая организация исследований
- Нейротоксическое действие кислорода при подавлении синтеза оксида азота
Влияние эндокринной системы на развитие кислородных судорог
В последнее время появились данные о возможном участии оксида азота в нейротоксическом действии экстремальной гипероксии. Оксид азота (N0) синтезируется в головном мозге путем окисления L-аргинина с участием синтазы оксида азота (NOS), которая представлена в организме в 3-х изоформах: нейрональная (NOS I), эндотелиальная (NOS III) и NOS II, локализованная преимущественно в макрофагах Доказательства участия N0 в нейротоксическом действии кислорода основаны на том, что подавление его синтеза путем ингибирования совместно NOS I и NOS III предотвращало развитие судорог у крыс и мышей, а введение L-аргинина восстанавливало нейротоксический эффект кислорода (Ошу et al., 1992; Demchenko et al. 2000, 2001). Следовательно, можно предположить, что экстремальная гипероксия стимулирует продукцию NO-, концентрация которого постепенно повышается в мозге, что приводит к развитию кислородных судорог.
Однако пути и механизмы вовлечения оксида азота в физиологические и токсические эффекты экстремальной гипероксии остаются неизученными. Оксид азота, как известно, является мощным вазодилататором и его гиперпродукция в мозге во время ГБО может привести к увеличению кровотока и соответственно к доставке токсической дозы кислорода к нейронам мозга. Вовлечение N0 в развитие нейротоксического эффекта экстремальной гипероксии может реализовываться и другим путем. Известно, что N0 оказывает токсическое действие только при концентрациях более высоких, чем физиологические значения. Поэтому прямой токсический эффект N0 во время ГБО едва ли возможен. Однако, в малых дозах N0, соединяясь с Ог", формирует высокотоксичный пероксинитрит (0N00") и последующие интермедианты. Скорость реакции N0 с Ог", в 4 раза выше скорости дисмутации супероксиданионов с помощью супероксиддисмутазы (СОД). Поэтому участие ONOO" в нейротоксическом действии кислорода весьма вероятно, хотя пока нет экспериментальных данных в пользу данного предположения. Другой возможный механизм вовлечения N0 в нейротоксический эффект кислорода непосредственно связан с синтезом и выделением глутамата с последующей активацией НМДА рецепторов. Схожесть синтеза N0 в сосудистой и нейрональной системах предполагает параллелизм активации гипербарическим кислородом N0-образующих систем в нейронах. Имеются данные о том, что активность нейрональной N0S в условиях гипероксии возрастает. Так как глутаматергическая система связана по принципу обратной положительной связи с генерацией N0, можно предположить, что ГБО-вызванная гиперпродукция N0 в нейронах стимулирует выброс глутамата и, соответственно, приводит к гиперактивации НМДА рецепторов и развитию нейротоксичности. Таким образом, анализ современного состояния проблемы позволяет сформулировать гипотезу о возможных механизмах вовлечения оксида азота в развитие кислородных судорог, экспериментальной проверке которой посвящена настоящая работа. Целью работы явилось изучение роли мозгового кровотока в N0-опосредованном развитии кислородных судорог. При достижении поставленной цели решались следующие задачи: 1. Исследовать динамику кровотока и Рог в мозге бодрствующих крыс при действии кислорода под давлением 3-7 AT А. 2. Определить критический уровень мозгового Рог, при котором развиваются кислородные судороги, и оценить роль кровотока в изменениях оксигенации головного мозга при ГБО. 3. Оценить роль оксида азота в формировании базального тонуса мозговых сосудов. 4.
Определить влияние ингибирования синтеза NO на развитие кислородных судорог и динамику мозгового кровотока при экстремальной гипероксии. 5. Оценить роль супероксидных анионов в развитии кислородных судорог и в NO-опосредованных изменениях мозгового кровотока при гипербарической гипероксии. 6. Исследовать роль N0 в развитии неиротоксического действия кислорода у крыс в постнатальном онтогенезе. Результы исследований позволяют сформулировать следующие положения: 1. Развитие неиротоксического эффекта экстремальной гипероксии проявляется при достижении критического уровня тканевого Рог в мозге, который зависит от концентрации кислорода в дыхательной среде и интенсивности мозгового кровотока. 2. Мозговой кровоток модулирует развитие неиротоксического действия экстремальной гипероксии путем NO-опосредованной вазоконстрикции, предохраняющей мозг от избыточного поступления кислорода, или вазодилатации, ускоряющей развитие кислородных судорог. 3. Величина и направленность NO-опосредованных церебро-васкулярных реакций при гипероксии определяются балансом между оксидом азота и супероксиданионами. 4.
Устойчивость крыс в раннем постнатальном онтогенезе обусловлена постепенным созреванием NO-образующих систем мозга. Выявлен ранее неизвестный механизм развития гипероксической вазоконстрикции в головном мозге, который реализуется путем инактивации N0 супероксидными радикалами, ослабляющей его базальное вазорелаксирующее действие. Впервые установлено, что кислород под давлением свыше 5 АТА вызывает NO-опосредованную церебральную гиперемию, которая устраняет вазоконстрикцию и ускоряет развитие кислородных судорог. Получены новые данные о том, что токсический эффект гипербарического кислорода развивается при условии, когда тканевое Рог в мозге превышает критический уровень в 900 мм рт.ст. Подтверждена гипотеза о том, что вазомоторная и нейротоксическая активность N0 при гипероксии зависит от скорости продукции супероксиданионов. Получены новые данные о том, что высокая устойчивость крыс в раннем постнатальном онтогенезе связана с дефицитом N0 в головном мозгу, который опосредует нейротоксический эффект кислорода.. Получены новые знания о путях и механизмах вовлечения N0 и 0{ в регуляцию мозгового кровообращения при гипероксии, а также в патогенез нейротоксического
Оксид азота и радикалы оксида азота
Проведение физиологических исследований в условиях повышенного давления кислорода всегда было связано с большими методическими трудностями. Гипербарическая кислородная среда не позволяет размещать в камере необходимые приборы и устройства. Прямой доступ к объекту исследований крайне ограничен. Существуют также много других ограничений по линии пожаро- и взрывобезопасности при работе с газами и их смесями под давлением. В связи с этим подготовка животных к опытам, выбор методов и технология проведения опытов в настоящей работе проводились в соответствии со спецификой гипербарических исследований.
Опыты проводились на бодрствующих крысах-самцах породы Вистар массой 210-310 г и на наркотизированных крысах Spraque-Daweley массой 300-400 г. Подготовка к опытам на бодрствующих животных состояла в следующем. За 7-10 дней до опытов наркотизированным нембуталом (50 мг/кг) животным вживляли двойные платиновые электроды в теменную кору, стриатум, гиппокамп и черную субстанцию головного мозга. Выбор указанных структур мозга был продиктован их высокой чувствительностью к гипероксии, выявленной ранее в исследованиях лаборатории гипербарической физиологии ИЭФБ им. И. М. Сеченова РАН (Зальцман и др., 1987; Селивра, 1986). Вживление электродов в мозговые структуры осуществлялось стереотаксически в соответствии с координатами атласа (Pelligrino, Pelligrino, Cushman, 1979) (табл.1).
Хлор-серебряные электроды устанавливали между твердой мозговой оболочкой и костью черепа. Все электроды укреплялись на черепе при помощи протакрила и Т-образного стального винта, заведенного под черепную кость. После операции животных приучали к барокамере, где они размещались в мягко фиксированном положении. Каждый день до начала опытов электроды "состаривались" путем их электрической поляризации, что значительно снижало величину остаточного полярографического тока (Коваленко, Берозовский, Эпштейн, 1978). В острых опытах животные были наркотизированы пентобарбиталом натрия (50 мг/кг), обездвижены тубокурарином (0.5 мг/кг) и механически вентилировались газовой смесью, содержащей 30 % кислорода и 70 % азота. В обе бедренные артерии и вены вводили катетеры для мониторинга артериального давления и отбора проб артериальной крови для измерений в ней Ро2, Рсог и рН. Среднее артериальное давление измеряли непрерьшно, артериальное Рог и Рсог измеряли периодически с помощью газоанализатора (TL-1314 Blood Gas/pH Analyser, Lexington, MA) и поддерживали в физиологических пределах путем подбора параметров вентиляции. Катетеры в двух бедренных артериях соединялись с двухканальным инъектором (Sage Instruments, М351, Cambrige, MA) для введения поддерживающего анестезию пентобарбитала натрия (15 мг/кг/час) и тубокурарина (0.1 мг/кг/час) в период гипербарической оксигенации. Температуру тела измеряли ректально и поддерживали близко к 37 С с помощью электрической грелки. Фиксированным в стереотаксисе животным вводили платиновые электроды в черную субстанцию, стриатум, гишюкамп и теменную область коры головного мозга, используя указанные в табл. 1 стереотаксические координаты. Электроды удерживали в мозге во время опытов с помощью манипуляторов стереотаксиса.
Локальный мозговой кровоток (лМК) в исследуемых структурах измерялся методом водородного клиренса в 2-х модификациях. Базовый вариант метода клиренса водорода предусматривает ингаляцию водорода и его полярографическую регистрацию в мозге (Aukland et al., 1964; Демченко, 1978). В модифицированном варианте этого метода используется электрохимическая генерация водорода в ткани мозга и последующая регистрация его клиренса в области расположения измерительного электрода (Stossek et al., 1976; Демченко, 1975; Москаленко и др., 1979). В острых опытах на наркотизированных животных реализация метода водородного клиренса (базовый вариант) осуществлялась путем дыхания водородсодержащей смеси (2.5 % Нг в воздухе), которую подавали через дыхательный аппарат в течение 1 мин. Полярографическая регистрация напряжения водорода производилась непрерывно с помощью вживленных в исследуемые структуры головного мозга платиновых электродов диаметром 0.1 мм. Кривые клиренса водорода, зарегистрированные после прекращения ингаляции водородсодержащей смеси, использовались для вычислений мозгового кровотока методом начального наклона (Демченко, 1981).
В опытах на бодрствующих животных мозговой кровоток измерялся с использованием электрохимической генерации водорода в мозге. Для данной модификации применялись вживленные в мозг парные платиновые электроды каждый диаметром 0.1 мм, изолированные по всей поверхности за исключением кончиков в 1 мм. Расстояние между электродами составляло 0.5 мм. Один электрод использовался для эндогенной электрохимической генерации водорода в паре с вживленным под кость стальным винтом.Ток в цепи генерации не превышал 3 мкА и не оказывал раздражающего действия на нервную ткань, сдвигов артериального давления или двигательных реакций у животных во время генерации водорода не наблюдалось. Второй платиновый электрод использовался для регистрации напряжения водорода в ткани и его клиренса после отключения генерирующей цепи. Измерительньш электрод поляризовали потенциалом + 0.4 V, при котором чувствительность к водороду максимальна.Абсолютные величины мозгового кровотока вычислялись на основе кривых клиренса, зарегистрированных после генерации водорода в мозге. Так как скорость клиренса водорода зависит от интенсивности кровотока и от диффузии водорода из места локальной генерации в окружающую ткань, диффузионная компонента определялась для каждого электрода перед опытом на основе расчета кривых клиренса, последовательно зарегистрированных с генерацией, а затем с ингаляцией водорода. Кривые клиренса водорода использовались для вычислений мозгового кровотока методом начального наклона. Полученные величины кровотока корректировались с учетом результатов измерений, выполненных перед ГБО экспозицией методом клиренса с ингаляцией водорода. Эти значения использовались для корректировки величин кровотока, которые измерялись во время ГБО экспозиции только с генерацией водорода (Загваздан и др., 1986; Demchenkoetal., 1998).
Напряжение кислорода в исследуемых структурах головного мозга измеряли полярографически с помощью таких же платиновых электродов, как и для измерений кровотока методом водородного клиренса. В острых опытах на наркотизированных животных Ро2 измерялось количественно на основе калибровки кислородных электродов. Для этого измерительный электрод перед вживлением в мозг покрывался газопроницаемой мебраной из синтетического полимера Nation (5% раствор), который предохраняет рабочую поверхность электрода от загрязнения (отравления). Калибровка электродов осуществлялась в физиологических растворах, насыщенных атмосферным воздухом (21% Ог), чистым кислородом (100% Ог) или чистым азотом (отсутствие Oj). Такая калибровка производилась для каждого электрода до и после эксперимента и только те электроды, у которых калибровочные кривые отличались менее, чем на 10% использовались для статистического анализа результатов измерений.
В опытах на бодрствующих животных, когда электроды вживлялись в мозг на длительное время, их предварительная или пост-экспериментальная калибровка не позволяла оценивать Рог в абсолютных величинах. Поэтому оценка уровня оксигенации мозга у животных в период гипербарической экспозиции производилась по величине полярографического тока. В отдельных опытах нами проводилась оценка зависимости полярографического тока от парциального давления кислорода в барокамере для оценки линейной характеристики электродов.В зависимости от задачи эксперимента парные или одиночные электроды, вживленные в исследуемые структуры правого или левого полушарий, использовались для измерений кровотока или Рог в паре с Ag (AgCl) электродами. Эти же платиновые электроды в паре с крепежным винтом в черепе применялись для регистрации ЭЭГ. Электроды через гермоввод в стенке барокамеры соединялись с ЭЭГ усилителем и приборами для измерений кровотока и Рог (Физиоблок -01, ИЭФБ РАН, Россия), которые располагались вне барокамеры. Запись изучаемых процессов, их накопление, хранение и анализ проводились на компьютере с использованием аналог-цифрового преобразователя и программы WINDAQ (D-1200 AC, DATAQ Inst, США).
Процедура проведения опытов и общая организация исследований
У наркотизированных животных через 1.5 часа после завершения операции и стабилизации физиологических параметров вьшолнялись контрольные измерения мозгового кровотока, после которых начинали компрессию. Продолжительность гипербарической оксигенации составляла 60-75 мин. Кровоток измеряли через каждые или 15 мин в зависимости от задач исследований. Артериальное давление, температуру тела и ЭЭГ регистрировали непрерывно. Декомпрессию проводили со скоростью 0.6 АТА/мин, по завершении которой измеряли респираторные газы и рН артериальной крови при продолжающемся дыхании кислородом. Порядок проведения исследований на бодрствующих животных был следующим. Перед опытом на крыс надевали жилетку из ткани на металлических растяжках, позволяющую мягко фиксировать животное и исключить его круговое вращение. К подобной фиксации животных приучали за несколько дней до опытов. Животных в жилетке помещали в кислородную барокамеру объемом 100 литров, оборудованную для работы с мелкими лабораторными животными и оснащенную системами регулирования температуры, влажности и содержания СОг. После 30-40 минутной адаптации 3 раза последовательно записывались кривые клиренса с ингаляцией, а затем с генерацией водорода.
Средние величины по первым и вторым измерениям использовались для последующей корректировки значений кровотока, вычисляемых по кривым клиренса с генерацией водорода, зарегистрированных во время ГБО. Период генерации водорода в мозге и регистрации его клиренса составлял 2-4 минуты. После регистрации контрольных показателей барокамера вентилировалась чистым кислородом в течение 5 мин, а затем проводилась компрессия также кислородом со скоростью 1 ATA/мин. Начало ГБО экспозиции считалось с момента достижения задаваемой в эксперименте величины давления, измеряемой в АТА (атмосфера абсолютная). В течение всего периода ГБО экспозиции за животными осуществлялось визуальное наблюдение через иллюминатор в барокамере. Продолжительность ГБО экспозиции определялась задачами эксперимента и ограничивалась в основном появлением у животных кислородных судорог. Декомпрессия осуществлялась со скоростью 0.5 АТА/ мин. В работе использовали следующие фармакологические препараты: неселективньш ингибитор NOS - Nw-HHTpo-L-apnnfflH метилэфир (L-NAME), селективный ингибитор нейрональной NOS - 7-нитроиндазол (7-М), блокатор моноаминооксидазы - паргилин, субстрат для синтеза N0 - L-аргинин (L-arg), донор N0 - нитроглицерин (NTG). Все препараты приобретались в фирме Сигма (Sigma, США). Эритроцитарная человеческая супероксиддисмутаза (СОД) приобретена в Государственном НИИ особо чистых биопрепаратов (Санкт Петербург, Россия). Препараты растворялись в физиологическом растворе, 7-NI растворялся в арахисовом масле с ультразвуковым дроблением. Общая организация работы отвечала цели и задачам исследований и состояла в следующем. В первой серии опытов ставилась задача изучить нейротоксическое проявление экстремальной гипероксии. Для этого использовалось 5 групп животных (по 9-14 животных в каждой группе), у которых измерялись мозговой кровоток, Рог и ЭЭГ при дыхании кислородом под давлением 3, 4 и 5 АТА в отдельных опытах или в одном опыте при ступенчатой компрессии кислорода от 1 до 5 АТА.
У контрольной группы животных данной серии кровоток и Рог в мозге измерялись в течение 60 мин при дыхании атмосферным воздухом с целью оценки физиологической вариации изучаемых показателей. Во второй серии опытов, включающей 9 групп животных по 8-Ю крыс в каждой, изучалось влияние ингибирования синтеза N0 на нейротоксическое действие гипербарического кислорода. Для этого у 2-х групп бодрствующих крыс при дыхании воздухом измерялся мозговой кровоток в исследуемых структурах в течение 60 мин в покое после введения неселективного ингибитора L-NAME (30 мг/кг, внутрибрюшинно) или 7-М (50 мг/кг, внутрибрюшинно). Задачей этих опытов являлось выявление вазоактивных свойств ингибиторов NOS. Затем крысам 4-х групп (по 11-13 животных в каждой группе) вводили L-NAME (30 мг/кг, внутрибрюшинно) или 7-М (50 мг/кг, внутрибрюшинно) и во время последующей ГБО при 4 или 5 АТА осуществляли измерения кровотока и Р02 в стриатуме и гиппокампе, а также регистрировали ЭЭГ. Изменения мозгового кровотока в ответ на экстремальную гипероксию оценивались как по отношению к его уровню до ГБО и до введения NOS ингибиторов, так и по отношению к величинам кровотока, измеренным после подавления синтеза оксида азота, но непосредственно перед гипербарической экспозицией. В третьей серии опытов (3 группы животных по 8-9 крыс в каждой) оценивали влияние мозгового кровотока на развитие нейротоксического эффекта гипербарического кислорода.
Для этого у бодрствующих крыс повышали мозговой кровоток перед ГБО 4 или 5 АТА путем введения ацетазоламида (35 мг/кг), который блокирует карбоангидразу и повышает в мозге содержание СО2 - мощного вазодилататора церебральных сосудов. Вазоактивные свойства ацетазоламида оценивались также у группы бодрствующих животных при дыхании воздухом. В соответствии с основной гипотезой работы, в 4-ой серии опытов (5 групп животных по 7-12 крыс в каждой группе) изучалось участие супероксиданионов (Ог ) в N0-опосредованном развитии кислородных судорог. Для этого усиливали дисмутацию 0{ с помощью СОД, а затем оценивали вазомоторное действие экстремальной гипероксии и развитие нейротоксического эффекта ГБО. Супероксиддисмутаза СОД-CuZn вводилась животным в хвостовую вену в дозе (3200 Ед/кг) непосредственно перед ГБО. Кроме того, в 3-х группах крыс проверялось действие дезактивированной СОД (нагретой до +70 С) и сочетанное действие L-NAME + СОД при дыхании воздухом и под давлением кислорода 5 АТА. В следующей 5-ой серии опытов (3 группы животных по 8-12 крыс в каждой группе) изучался вопрос о том, влияет ли синтез субстрата оксида азота, L-аргинина, на развитие кислородного отравления. Для решения этой задачи блокировалось расщепление
Нейротоксическое действие кислорода при подавлении синтеза оксида азота
Для проверки рабочей гипотезы о причастности оксида азота к кислородной нейротоксичности анализировались физиологические показатели у крыс после системного ингибирования всех изоформ NOS (nNOS, eNOS) или отдельно только nNOS. Подавление синтеза N0 в мозге осуществлялось путем ингибирования активности NOS с помощью L-NAME в дозе 30 мг/кг. Введение ингибитора приводило к достоверному снижению мозгового кровотока у крыс при дыхании атмосферным воздухом (рис. 5А). Исследования показали, то после введения L-NAME артериальное давление достоверно повышается на 20-30% и удерживается на таком уровне около 1.5 часов. Эти результаты, свидетельствуют, что снижение мозгового кровотока после введения ингибитора NOS происходит благодаря местной констрикции мозговых сосудов. В наших опытах кровоток в стриатуме снизился на 21±6% (РО.01) мин, а в гиппокампе (п=6) - на 9±4% (РО.05) через 30 мин после внутрибрюшинного введения L-NAME. Максимальная вазоконстрикция в указанных структурах наблюдалась через 30-40 мин и оставалась на таком уровне около 1.5 часов. Введение бодрствующим крысам 7-нитроиндазола (7-NI) в дозе 50 мг/кг, который селективно ингибирует nNOS, вызывало через 30 мин снижение кровотока в стриатуме на 25±5% (Р 0.01). Примерно на таком пониженном уровне кровоток удерживался в течение 90 мин (рис. 5Б). Понижение кровотока, как и в случае с L NAME, явилось результатом констрикции мозговых сосудов в стриатуме, потому что артериальное давление при ингибировании nNOS также повышается. Введение L- NAME (30 мг/кг) и последующее через 30 мин экспонирование животных под давлением 5 АТА вызывало следующие изменения изучаемых показателей.
Спайковой активности на ЭЭГ, тонико-клонических судорог у крыс этой группы (п=13) не наблюдалось. Поведение крыс под давлением характеризовалось заторможенностью и меньшим количеством попыток избавиться от фиксации по сравнению с животными с интактной NOS. Введение L-NAME (30 мг/кг) и последующая ГБО экспозиция 5 АТА вызывали значительное понижение кровотока в стриатуме мозга (рис. 6). Уже на 10 мин ГБО кровоток уменьшался 21±5% (Р 0.01), максимальная вазоконстрикция развивалась через 20-30 мин гипербарического воздействия. В этих опытах кровоток оставался сниженным до конца ГБО и гиперемии не наблюдалось. Как было показано в предыдущих разделах, мозговой кровоток уменьшался как при ГБО, так и при введении L-NAME животным, дышавшим воздухом. Поэтому наблюдаемая нами ГБО-вызванная вазоконстрикция у животных с ингибированной NOS может быть следствием как гипероксии, так и введения ингибиторов NOS. Для оценки относительной роли каждого из указанных факторов были проведены измерения кровотока через 30 мин после введения ингибитора непосредственно перед ГБО экспозицией и эти величины принимались за исходный уровень при оценке изменений кровотока во время гипербарической экспозиции. Используя подобный подход, было обнаружено, что после ингибирования NO-синтаз, кровоток в стриатуме во время ГБО экспозиции 4 АТА понизился недостоверно (рис.7), свидетельствуя об ослаблении гипероксической вазоконстрикции у животных с блокированным синтезом оксида азота. Схожие изменения кровотока наблюдались и у крыс после введения им неселективного ингибитора L-NAME с последующим через 30 мин экспонированием этих животных в кислороде под давлением 5 АТА. Через 10 мин ГБО кровоток фактически не отличался от исходного уровня, так как уменьшился лишь на 5±3.4%. Такое состояние кровоснабжения стриатума сохранялось на протяжении 80 мин гипероксической экспозиции (рис.8А). Введение бодрствующим крысам ингибитора 7NI (п=10) и последующее содержание этих животных в кислородной барокамере под давлением 5 АТА также вызывало недостоверное снижение кровотока в стриатуме до конца 80-минутной гипербарической экспозиции (рис.8Б) и мало отличалось от величин кровотока, измеренных через 30 мин после введения ингибитора до начала ГБО. Величины Ро2 в головном мозге, характеризующие уровень его оксигенации, являются производным 2-х факторов: парциального давления вдыхаемого кислорода и интенсивности мозгового кровотока. Однако до сих пор количественно не оценена зависимость Рог в мозгу от интенсивности кровотока при дыхании кислородом под давлением. Если при снижении кровотока на 10-15% у интактных животных под давлением 5 АТА кислорода Рог возрастало на 600-700%, то при уменьшении кровотока на 20-30% благодаря действию ингибиторов NOS, можно предположить, что такое снижение кровотока обеспечивает более низкий уровень Рог более выраженным.
Полярографический ток кислорода в мозгу у крыс после введения L-NAME (п=11) на протяжении всей экспозиции в ГБО 5АТА превышал на 120 - 300 % (РО.05) средние значения Рог, измеренные на воздухе после введения препарата (рис.9, В). После инъекции 7NI (п=10) напряжение кислорода при 5 АТА ГБО так же держалось примерно на одном уровне 150 - 300 % (рис.9, АБ). Такие величины Ро2 в мозгу близки к 1.5-3 АТА ГБО, а при таких давлениях, как известно, нейротоксического действия ГБО у крыс не проявляется. Сравнительный анализ изменений напряжения кислорода показал, что насыщение кислородом после введения ингибиторов NOS понизился у L-NAME-инъецированных крыс до 75.9%±7.8 (Р 0.01) и у 7№-инъецированных крыс до 72±8.25% (Р 0.01). Относительно этих значений Ро2 у инъецированных крыс повысился при давлении 5 АТА, но в 2.5 - раза уступал количеству кислорода, поступающую в стриатум, подвергнутых действию только кислорода (рис.10). В дальнейшем у интактных животных Ро2 возрастал еще в большей степени, в то время как Рог у ингиброванных NOS крыс сохранялся без изменений.
