Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы пассивный транспорт растворимых макромолекулярных систем доставки лекарственных веществ в опухоль 8
Введение 8
1. Транспорт макромолекул через стенки сосудов 11
1.1. Транспорт макромолекул через стенки нормальных капилляров 12
1.2. Эндотелий центральной нервной системы 16
1.3. Проницаемость синусоидных капилляров 17
1.4. Фильтрация через эндотелий почечных клубочков 18
1.5. Экстравазация в зонах воспалительного процесса 19
1.6. Экстравазация в капиллярах, питающих опухоль 21
2. Физико-химические параметры макромолекул, влияющие на скорости экстравазации 25
3. Проникновение макромолекул в лимфатическую систему 28
4. Накопление макромолекул в опухолевой ткани 32
5. Физико-химические характеристики макромолекул, влияющие на их накопление в опухоли 33
6. Некоторые примеры осуществления пассивного транспорта лекарственных веществ в опухоль 35
6.1. Неокарциностатин 3 6
6.2 Митомицин С 38
6.3 Доксорубицин 39 ЗАКЛЮЧЕНИЕ 42
ГЛАВА 2. Материалы и методы 44
2.1 Выделение и очистка АФП 45
2.2 Получение конъюгатов 46
2.2.1. Синтез конъюгата доксорубицина с АФП с использованием глутарового альдегида (ДОКС-Га-АФП) 46
2.2.2. Синтез конъюгата доксорубицина с АФП с использованием аконитового ангидрида (ДОКС-Ак-АФП) 47
2.2.3. Синтез конъюгата ДОКС-декстран-АФП 47
2.2.4. Синтез конъюгата терафтала с АФП 49
2.3. Получение коллоидных форм противоопухолевых
препаратов на основе наночастиц из
полибутилцианоакрилата 50
2.3.1. Получение коллоидных форм терафтала и доксорубицина на основе наночастиц из полибутилцианоакрилата 50
2.3.2. Получение наночастиц из полибутилцианоакрилата 51
2.4. Культивирование клеток 51
2.5. Определение цитотоксической активности препаратов in vitro
2.5.1. Определение цитотоксической активности транспортных форм доксорубицина
2.5.2. Определение цитотоксической активности транспортных форм терафтала
2.6. Исследование доставки транспортных форм доксорубицина в клетки мышиного лимфолейкоза Р 388 in vitro
2.7. Исследование противоопухолевой активности препаратов
2.8 Вычисление критериев противоопухолевой
активности 2.9. Изучение накопления терафтала в печени
и коже здоровых крыс 2.9.1. Электронная микроскопия
ГЛАВА 3. Результаты и обсуждение
3.1. Получение конъюгатов доксорубицина и тераф с АФП и БСА
3.2. Получение коллоидных форм терафтала и доксорубицина
3.3. Цитотоксическая активность конъюгатов доксорубицина с АФП и БСА
3.4. Цитотоксическая активность доксорубицина, ассоциированного с наночастицами из полибутилцианоакрилата
3.5. Исследование процесса интернализации клетками Р388 конъюгатов доксорубицина с АФП и доксорубицина, ассоциированного с наночастицами 72
3.6. Исследование противоопухолевой активности конъюгатов доксорубицина с АФП 75
3.7. Исследование противоопухолевой активности коллоидной формы доксорубицина 77
3.8. Изучение биологических свойств
транспортных форм терафтала 78
3.9. Исследование противоопухолевой активности конъюгата терафтала с АФП. 79
3.9.1 Изучение распределения коллоидной формы терафтала по органам 80
Заключение 86
Выводы 88
Список литературы
- Транспорт макромолекул через стенки сосудов
- Проникновение макромолекул в лимфатическую систему
- Синтез конъюгата доксорубицина с АФП с использованием глутарового альдегида (ДОКС-Га-АФП)
- Получение конъюгатов доксорубицина и тераф с АФП и БСА
Введение к работе
Повышение избирательности действия противоопухолевых препаратов является актуальной проблемой современной химиотерапии. Одним из наиболее интересных путей решения этой проблемы является использование различных макромолекулярных систем доставки лекарственных веществ (ЛВ).
Транспорт ЛВ в опухоль с помощью макромолекулярных носителей может быть пассивным или активным. Концепция пассивного транспорта основана на способности опухолевой ткани накапливать макромолекулы и коллоидные частицы в результате нарушенного оттока лимфы и повышенной проницаемости капилляров, питающих опухоль (1,2,3). Для осуществления активного транспорта ЛВ используют высокоспецифичные механизмы, основанные на взаимодействии лиганда-вектора, входящего в состав системы, с рецепторами на поверхности опухолевых клеток. Создание макромолекулярных систем для активного транспорта ЛВ в клетки опухоли представляет особый интерес; при этом ключевую роль играет выбор вектора. В качестве векторов часто используют антитела, факторы роста, липопротеины и т.п. Однако рецепторы к этим лигандам присутствуют и в здоровых клетках, поэтому такие системы не обладают достаточной специфичностью, хотя и проявляют высокую цитотоксичность в опытах in vitro. В то лее время известно, что многие опухолевые клетки экспрессируют рецепторы, активно связывающие онкофетальный белок альфа-фетопротеин (АФП), при этом содержание этих рецепторов в здоровых тканях весьма незначительно (Naval J. et al., 1985; Geuskens M. et al., 1991) (4,5). Ранее было показано, что избирательность действия ряда противоопухолевых препаратов может существенно возрастать в
результате конъюгирования их с АФП (S.E. Severin et al, 1995) (6), однако для оценки терапевтического потенциала систем на основе АФП необходимы дальнейшие исследования.
Среди систем пассивной доставки перспективными представляются
полимерные наночастицы. По ряду фармакологических параметров
наночастицы схожи с липосомами, важным преимуществом наночастиц
является высокая стабильность. Наночастицы получают из различных
полимеров, как природных (альбумин, желатин, декстран), так и
синтетических (полистирол, полиметилметакрилат,
полиалкилцианоакрилаты). Полиалкилцианоакрилаты - доступные, малотоксичные, биодеградируемые полимеры, применяющиеся в медицине как основа хирургического клея. В водных растворах наночастицы из полиалкилцианоакрилатов образуют устойчивые коллоидные системы, пригодные для внутривенного введения. Препараты на основе таких наночастиц являются удобной лекарственной формой, их можно стерилизовать и хранить в лиофилизованном виде. Опираясь на многочисленные литературные данные, можно полагать, что применение наночастиц в качестве носителей противоопухолевых ЛВ позволит снизить побочные эффекты.
Транспорт макромолекул через стенки сосудов
Процессы, управляющие транспортом макромолекул через стенки кровеносных сосудов, хорошо изучены (15). В настоящем обзоре описаны особенности транспорта, имеющие значение для конструирования и применения растворимых макромолекулярных систем доставки ЛВ. Транспорт макромолекул через стенки нормальных капилляров
Особую роль в биораспределении макромолекул и конъюгатов ЛВ играет эндотелиальный слой капиллярных сосудов. Особенности строения эндотелиального слоя зависят от локализации капилляра в организме (см. табл. 1).
На рис. 1 схематически изображен эндотелий трех основных типов капилляров - непрерывных, синусоидных и фенестрированных. Проницаемость эндотелиального слоя этих сосудов для молекул, растворенных в крови, весьма различна. На рис. 2 показано отношение концентраций молекул различной массы в лимфе и плазме для различных тканей. Непрерывные эндотелиальные слои наименее проницаемы для макромолекул; синусоидные капилляры - относительно проницаемы.
Все капилляры, независимо от их локализации, состоят в основном из уплощенных эндотелиальных клеток, длина которых составляет от 20 до 40 мкм, ширина - 10-15 мкм, толщина - 0,1-0,5 мкм. Поверхность эндотелиальных клеток покрыта слоем гликоамино-гликанов; толщина этого слоя составляет 10-20 мкм. Функции этого слоя до конца не известны. Полагают, что он участвует в адгезии клеток, стабилизирует рецепторы, защищает клеточную мембрану и даже определяет скорость транспорта различных веществ через мембрану (15). Как правило, между клетками, составляющими непрерывные эндотелиальные слои, существует плотный контакт, образующийся в результате слияния слоев гликокаликса.
Межклеточные контакты в капиллярном русле непроницаемы для объектов, размер которых превышает 1,8-2,0 нм (19,20). В посткапиллярных венулах контакты менее плотные. По некоторым данным через стенки венул могут проникать объекты размером до 6.0 нм (21,22). Молекулы могут покинуть капиллярное русло, проникнув через нормальный эндотелий путем транскапиллярного пиноцитоза («диацитоза» или «трансцитоза»), или пройдя через межклеточное пространство (там, где это позволяют межклеточные контакты). Этот путь, называемый везикулярным, теоретически ограничен для молекул или частиц, диаметр которых превышает 70 нм, и представляет собой является альтернативу другому пути транспорта - через поры, о существовании которых сообщают некоторые физиологи, изучавшие процессы переноса макромолекулярных маркеров из крови в лимфу (23,24). К настоящему времени нет единого мнения об относительном вкладе везикулярного механизма в транскапиллярный транспорт макромолекул. Некоторые авторы считают, что этот вклад весьма незначителен (26,27), однако другие полагают, что транспорт макромолекул происходит в основном по везикулярному механизму (25).
Плотный эндотелиальный слой капилляров мозга образует так называемый гематоэнцефалический барьер, который является наименее проницаемой мембраной в организме. В эндотелии сосудов, питающих мозг, нет отверстий (фенестр); пиноцитическая активность эндотелиальных клеток очень незначительна.
Расчетные значения (А) эффективной удельной цереброваскулярной проницаемости макромолекул (РА)е (эквивалентна клиренсу веществ из плазмы в мозг) в условиях осмотического прерывания ГЭБ в зависимости от молекулярного радиуса. Пунктирными линиями показаны три пороговых значения концентраций, необходимые для реализации терапевтического эффекта. (В) «терапевтические окна» для трех пороговых значений концентраций в условиях осмотического прерывания ГЭБ как функция молекулярного радиуса (28).
Известны механизмы активного и пассивного транспорта через гематоэнцефалический барьер для некоторых низкомолекулярных веществ, включая D-глюкозу, аминокислоты и предшественники нуклеиновых кислот (24). Однако транскапиллярный транспорт макромолекул в ЦНС весьма ограничен. В настоящее время использование макромолекулярных систем для доставки ЛВ в мозг и ЦНС практически не изучено.
Известно, что эндотелиальный слой микрососудов мозга очень чувствителен к различным патологическим состояниям, включая изменения температуры и осмотический шок. Были предприняты многочисленные попытки использовать эту чувствительность. Например, проницаемость при введении ударной гипертонической дозы арабинозы или маннита в каротидную артерию усиливается транспорт полимеров в мозг (28). Однако даже при использовании такого инвазивного метода доступ макромолекул в мозг остается весьма ограниченным.
Проникновение макромолекул в лимфатическую систему
Известно, что скорость экстравазации макромолекул в значительной степени зависит от их массы и заряда (24). Этот феномен был наиболее подробно изучен для эпителия почечных клубочков, который, как известно, достаточно хорошо проницаем для макромолекул (см. выше). Для белков, порог, ограничивающий первое прохождение через эпителий почечных клубочков, соответствует массе 60-70 кДа. Белки с большей молекулярной массой обычно задерживаются в организме и подвергаются деградации; впоследствии продукты деградации утилизируются или выводятся. Молекулярная масса альбумина приблизительно соответствует пороговому значению для почечной фильтрации и, как правило, лишь незначительные количества альбумина выводятся через почки. Однако даже незначительное повреждение клубочков может привести к значительной экскреции альбумина. Концентрация белка в моче является широко применяемым в клинике параметром, характеризующим работу почек.
Неправильно было бы сказать, что существует некая предельная молекулярная масса, определяющая экскрецию макромолекул через почки, поскольку это ограничение в основном относится к размеру молекулы. Некоторые синтетические полимеры, например поливинилпирролидон (ПВП), декстран, полиэтиленгликоль (ПЭГ) и N-(2 оксипропил)метакриламид (ОПМА) имеют гибкую гидрофильную структуру, не стабилизированную внутримолекулярными связями. Гидродинамические радиусы таких молекул могут быть различными, однако, как правило, они значительно превышают радиусы молекул белков той же молекулярной массы (58,59). Следовательно, для этих полимеров пороговая молекулярная масса, ограничивающая их выведение через почечные клубочки, ниже, чем для белков: для ОПМА это приблизительно 45 000 (60), для декстрана - 50 000 (62), для ПВП - 25 000 (14).
Другой фактор, влияющий на способность макромолекул проходить через поры клубочков, - это гибкость третичной молекулярной структуры (62). При прохождении через эндотелиальный слой клубочков возникает значительный градиент давления: по некоторым оценкам до 26 Н/м (11). Это давление может быть достаточным для того, чтобы вызвать деформацию гибких молекул (63). Многие гидрофильные полимерные молекулы имеют свободную третичную структуру. Можно полагать, что такие молекулы будут более подвержены деформации, чем жесткие молекулы белка и, в результате такой деформации смогут проникать в пространства, недоступные для жестких структур (63,64). Следует подчеркнуть, что эта идея не находит широкой поддержки; некоторые авторы полагают, что давление в почечных клубочках недостаточно для того, чтобы вызвать значительную деформацию молекулы и способность молекул к деформации не является фактором, влияющим на экстравазацию (67).
Электрический заряд молекул также влияет на их способность выходить из сосудов. Очевидно, что наличие отрицательного заряда на поверхности эндотелиальных клеток (в случае фильтрации через клубочки базальная мембрана также отрицательно заряжена) приводит к тому, что скорость экстравазации макромолекул зависит от их заряда (68). Скорость фильтрации значительно ниже для отрицательно заряженных молекул, в то время как положительно заряженные молекулы проходят через эндотелиальный слой даже быстрее, чем нейтральные (64,69,73). Керн и Суонсон (74) сравнили проницаемость легочных капилляров для нативного альбумина и альбумина, модифицированного положительно заряженными группами; белки имели одинаковую массу и одинаковый гидродинамический радиус. Для положительно заряженного альбумина удельная проницаемость капилляров была в три раза выше, чем для нативного. На рис. 4. приведены результаты измерений скорости фильтрации через почечные клубочки для полимерных макромолекул различной молекулярной массы, включая нейтральные (ПЭГ и декстран), положительно заряженные (диэтиламиноэтилдекстран, ДЭАЭ-декстран) и отрицательно заряженные (декстран сульфат) (14).
Синтез конъюгата доксорубицина с АФП с использованием глутарового альдегида (ДОКС-Га-АФП)
АФП получали из человеческой ретроплацентарной сыворотки. Исходное сырьё предварительно тестировали на наличие HBS-антигена и антител к вирусу HIV. Сыворотку центрифугировали 40 мин при 10000 об/мин для удаления нерастворимых компонентов. Затем к супернатанту при постоянном перемешивании прибавляли ПЭГ до 7% в/о для осаждения высокомолекулярных компонентов. После центрифугирования смеси 40 мин при 10000 об/мин супернатант наносили на аффинную колонку с моноклональными антителами к АФП, иммобилизованными на BrCN-активированной сефарозе CL-4B. Колонку промывали 0,05% раствором Tween 20 в фосфатно-солевом буфере (ФСБ) (рН 7,4), после стабилизации базовой линии АФП элюировали 2 М NaCl в 0.1 М цитратном буфере (рН 4,6). Полученный препарат диализовали против ФСБ, содержащего 0,02% азида натрия, определяли концентрацию белка по методу Лоури [131] и лиофилизировали. После лиофилизации АФП хранили при -70 С. По данным ДСН-электрофореза полученный АФП представляет собой гомогенный белок с молекулярной массой 70 кДА.
К раствору 1 мг (14,2 нмоль) белка АФП в 0,5 мл ФСБ последовательно прибавляли 0,1 мг (172,4 нмоль) гидрохлорида доксорубицина в 0,1 мл. ФСБ и 20 мкл 1% раствора глутарового альдегида. Реакционную смесь перемешивали в течение 30 мин при 20 С. Низкомолекулярные примеси отделяли на колонке FDC HR 10/10, уравновешенной ФСБ. Продукты реакции разделяли на колонке Superose HR 12, уравновешенной ФСБ при скорости потока 0,8 мл/мин. Собирали фракции с временем выхода 10 мин., 13,5 мин. и 15,5 мин (рис. 6). В качестве внутреннего стандарта использовали нативный АФП (время выхода 15,5 мин.). Содержание белка в конъюгате определяли по методу Лоури, используя в качестве стандарта раствор БСА, содержание доксорубицина определяли спектрофотометрически при длине волны 480 нм. Выделили следующие конъюгаты: 1. Конъюгат ДОКС-Га-АФП (I) - время выхода 10 мин. Содержание ДОКС-АФП (6:1) моль/моль. 2. Конъюгат ДОКС-Га-АФП (II) - время выхода 13,5 мин. Содержание ДОКС-АФП (1:1) моль/моль. 3. Конъюгат ДОКС-Га-АФП (III) - время выхода 15,5 мин. Содержание ДОКС-АФП (1:1) моль/моль.
К раствору 10 мг (17,2 мкмоль) доксорубицина гидрохлорида в 5 мл НгО постепенно прибавляли 0.1 N NaOH до рН 9.2. Доксорубицин экстрагировали хлороформом, растворитель удаляли в вакууме. Остаток растворяли в 5 мл диоксана и прибавляли 2,96 мг (18,9 мкмоль) цис-аконитового ангидрида. Реакционную смесь перемешивали в темноте в течение 24 ч при t=4C, затем прибавляли 7,82 мг (37,9 мкмоль) дициклогексилкарбодиимида (ДЦГК) и 4,39 мг (37,9 мкмоль) N-оксисукцинимида. Через два часа выпавший осадок отделяли. Активированный эфир N-аконитил-доксорубицина использовали в синтезе без дальнейшей очистки.
К раствору 1 мг (28,5 мкМ) белка АФП в 0.5 мл ФСБ прибавляли активированный эфир N-аконитил-доксорубицина до конечной концентрации 426 мкМ. Реакционную смесь перемешивали в течение 30 мин при t=20C. Конъюгат выделяли и анализировали как описано выше. Содержание ДОКС в конъюгатах составляло 4 моль/моль белка.
К раствору 1 г декстрана (М.м. 70 кДа) в 40 мл Н2О прибавляли 2,63 г (0,3 М) периодата натрия. Реакционную смесь перемешивали в течение 20 ч при t=20C в темноте, затем раствор диализовали против НгО в течение 2-х суток.
К раствору 10 мг диальдегиддекстран в 1 мл буферного раствора (50 мМ Hepes, рН 8,2) прибавляли 1мл диоксана и 1,25 мг (2,2 мкмоль) доксорубицина. Реакционную смесь перемешивали в течение 12 ч при t=20 С в темноте, затем лиофилизировали. В качестве криопротектора использовали маннит (3% в/о).
К раствору 1 мг лиофилизированного конъюгата диальдегиддекстрана с доксорубицином в 0,75 мл буфера (50 мМ Hepes, рН 8,2) прибавляли раствор 1 мг (14,2 нмоль) АФП в 0,75 мл того же буфера. Реакционную смесь перемешивали в течение 4 ч при t=20C в темноте. Продукты реакции разделяли на колонке (1x30 см) Superose HR 12, уравновешенной ФСБ, элюировали ФСБ при скорости потока 0,8 мл/мин. Собирали фракцию, время выхода которой соответствует времени выхода нативного АФП (15,5 мин). Содержание белка в конъюгате определяли по методу Лоури; содержание доксорубицина определяли спектрофотометрическим методом при длине волны 480 нм. Соотношение компонентов в конъюгате составляло: ДОКС-декстран-АФП (12:1:1) моль/моль.
Раствор 10 мг (10 мкмоль) терафтала (октанатриевая соль окта-4,5-карбоксифталоцианина кобальта) в 5 мл НгО подкисляли соляной кислотой до рН 2 для получения окта-4,5-карбоксифталоцианина кобальта. Полученный осадок растворяли в 1 мл ДМСО, прибавляли 10 мг (54 мкмоль) пентафторфенола и 10 мг (48 мкмоль) ДЦГК. Реакционную смесь перемешивали в темноте в течение 12 ч при t=20 С. Выпавший осадок отделяли центрифугированием. Пентафторфениловый эфир терафтала использовали в синтезе без дальнейшей очистки.
К раствору 1 мг (14,2 нмоль) АФП в 0,5 мл ФСБ, прибавляли 0.2 мг пентафторфенилового эфира терафтала. Реакционную смесь перемешивали в течение 30 мин при t=20C. Конъюгат выделяли и анализировали, как описано выше. Содержание ТФ в конъюгате, определяли спектрофотометрическим методом при длине волны А,=670 нм. Содержание ТФ в конъюгатах составляло 10 моль/моль белка.
Получение конъюгатов доксорубицина и тераф с АФП и БСА
Известно, что высокий уровень накопления фталоцианинов в коже является серьезным побочным эффектом, лимитирующим применение этих препаратов в клинике. Литературные данные, а также наши собственные исследования свидетельствуют о том, что при внутривенном введении наночастицы распределяются преимущественно в органах ретикулоэндотелиальной системы и не накапливаются в коже. Действительно, в условиях нашего эксперимента (рис. 16) во всех временных точках от 10 мин до 15 ч, уровень свободного ТФ в коже превышал уровень ТФ, ассоциированного с наночастицами, в 2,5-5,5 раз. Максимальный уровень ТФ в коже, составляющий 8,3 мкг/г, был определён через 30 минут после введения препаратов; максимальная концентрации ТФ-НЧ, определялась через 3 ч после введения и составляла 4,3 мкг/г.
Фармакокинетические константы (табл. 11) свидетельствуют о том, что ТФ в отличие от ТФ-НЧ интенсивно депонировался в коже: период полувыведения возрастает с 6,63 +0,47 до 15+2,1 ч, среднее время удерживания ТФ - с 9,59±0,67 до 21,6+3 ч. Важно отметить, что у коллоидной формы ТФ значительно понижается интегральный показатель AUC - почти в 4,3 раза. Объем распределения ТФ-НЧ ниже аналогичного показателя свободного ТФ примерно в 2 раза. Общий клиренс ТФ, ассоциированного с НЧ, в 4,2 раза выше клиренса свободного ТФ.
Таким образом, можно сделать вывод, что применение наночастиц позволяет значительно снизить уровень накопления и время удерживания ТФ в коже. Эти данные позволяют ожидать, что применение коллоидной формы терафтала уменьшит побочные эффекты препарата и увеличит противоопухолевую эффективность ТФ.
С другой стороны, известно, что накопление коллоидных носителей в печени лимитирует возможности их применения. В связи с этим представляло интерес изучить накопление ассоциированного с наночастицами ТФ в печени. Как видно из результатов нашего эксперимента (рис. 17), через 5 мин после введения уровень концентрации ТФ-НЧ выше уровня свободного ТФ более чем на 42% (р 0,05), что может свидетельствовать о большей скорости поглощения исследуемого препарата тканью печени. Через 30 мин значимой разницы в уровне концентрации свободного препарата и препарата, связанного с наночастицами, в ткани печени мы не нашли. В обоих случаях максимальный уровень ТФ в печени создается к 6-му часу после введения. Однако, к концу наблюдения — после 9 — ч, заметна более интенсивная элиминация из ткани печени ТФ в форме наночастиц. В течение 6 ч уровень наночастиц снижается почти вдвое, в то время как концентрация свободного препарата в ткани печени в этот временной промежуток существенно не меняется
Фармакокинетические константы, полученные в условиях нашего эксперимента, свидетельствуют об интенсивном накоплении исследуемых препаратов в печени здоровых крыс. При этом нам не удалось выявить существенной разницы накопления в указанном органе препарата свободного и препарата, ассоциированного с полимерными наночастицами (см. табл. 12). Можно лишь отметить некоторое увеличение объема распределения (VI) препарата, введенного в составе наночастиц на 33,3% и уменьшение на 11,3% интегрального параметра площади под фармакокинетической кривой (AUC).
Из приведённых выше данных можно полагать, что применение наночастиц не приведет к усилению гепатотоксичности препарата, так как уровень накопления коллоидной формы терафтала не превышает уровня накопления свободного препарата в печени.
В результате проведённых исследований были синтезированы конъюгаты доксорубицина с АФП с помощью глутарового альдегида, аконитового ангидрида и диальдегиддекстрана. Во всех полученных конъюгатах антибиотик связан с носителем через лабильные в физиологических условиях спейсеры. Также был синтезирован конъюгат терафтала с АФП с помощью метода активированных эфиров. Были получены коллоидные формы доксорубицина и терафтала на основе наночастиц из полибутилцианоакрилата. Разработанная методика позволяет получать наночастицы с высоким содержание доксорубицина и терафтала, а также с узким распределением частиц по размерам.
При исследовании цитотоксической активности транспортных форм доксорубицина была выявлена высокая цитотоксическая активность конъюгата доксорубицина с АФП, полученного с помощью глутарового альдегида, в отношении всех клеточных культур, используемых в экспериментах. Следует отметить, что данный конъюгат имел также высокую цитотоксическую активность в отношении клеток MCF-7A r , резистентных к доксорубицину. Включение доксорубицина и терафтала в наночастицы предложенным в работе методом, позволяет сохранить цитотоксические свойства данных препаратов. Коллоидная форма ДОКС, как и другие системы доставки, эффективно обращала резистентность клеток линии MCF-7AdrR.
