Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы 17
1.1 Современное состояние и развитие мирового производства биоэтанола. 17
1.2 Биотехнологические аспекты переработки растительного сырья на топливный этанол 20
1.3. Ферментные препараты и их характеристика. Микроорганизмы продуценты гидролитических ферментов 24
1.3.1 Ферменты амилолитического действия, катализирующие расщепление крахмала 27
1.3.2 Ферменты протеолитического действия, катализирующие расщепление белков 33
1.3.3 Ферменты гемицеллюлазного действия, катализирующие гидролиз некрахмальных полисахаридов 41
1.4 Процессы микробной конверсии полимеров зернового сырья в биоэтанол и кормовые белково-аминокислотные добавки 47
1.4.1 Основные направления создания ресурсосберегающей технологии переработки зернового сырья на спирт 47
1.4.2 Дрожжи спиртового производства 48
1.4.3 Способы переработки отходов производства этанола 54
1.4.4 Существующие технологии получения кормовых добавок 56
1.5. Биоконверсия микробной биомассы в белково-аминокислотные и биологически активные добавки 58
1.5.1 Структура и биохимический состав микробной биомассы 62
1.5.2 Существующие методы трансформации микробной биомассы в белково-аминокислотные и биологически активные добавки 68
1.5.3. Биологические методы конверсии полимеров микробной биомассы 72
1.6. Заключение по обзору литературы
ГЛАВА 2 Методология проведения исследований 84
2.1 Организация исследований и структурно - методологическая схема их проведения 84
2.2 Объекты исследований 86
2.3 Методы исследований 87
Результаты исследований и их обсуждение
ГЛАВА 3. Скрининг продуктивных штаммов микромицетов для биокаталитической деструкции полимеров микробного и растительного сырья 102
ГЛАВА 4. Исследование биотехнологических процессов глубокой переработки зерна и ВСР в комплексной ресурсосберегающей технологии биоэтанола и кормовой лизино-белковой добавки 116
4.1 Сравнительные исследования биосинтетической способности осмофильных рас спиртовых дрожжей и скрининг наиболее активного штамма Saccharomyces cerevisiae для технологии биоэтанола 117
4.2 Влияние ферментативных систем на биохимический состав зернового сусла и культуральные свойства осмофильной расы спиртовых дрожжей Saccharomyces cerevisiae 1039 122
4.3 Влияние субстратной специфичности ферментативных систем на метаболизм осмофильных рас дрожжей S. cerevisiae 1039 128
4.4 Биотехнологические основы производства топливного биоэтанола 131
4.5 Исследование процессов биоконверсии зернового сырья и вторичных сырьевых ресурсов АПК в кормовую лизино-белковую добавку 134
4.6 Разработка биотехнологических основ комплексной ресурсосберегаю-щей технологии переработки зернового сырья и ВСР в биоэтанол и кормовую лизино-белковую добавку 138
4.7 Результаты применения кормовой лизино-белковой добавки в животноводстве 145
ГЛАВА 5. Исследование процессов направленной конверсии полимеров дрожжевой и мицелиальной биомассы в белково-аминокислотные и биологически активные добавки 150
5.1 Биотехнологические аспекты использования биомассы гриба Aspergillus oryzae в качестве перспективного источника биологически активных веществ 150
5.2 Исследование процесса направленной биокаталитической деструкции полимеров дрожжевой биомассы для получения белково-аминокислотных и биологически активных добавок 169
5.3 Разработка научных основ направленной биотрансформации полимеров дрожжевой биомассы в белково-аминокислотные и биологически активные добавки с заданными структурно-функциональными свойствами 179
ГЛАВА 6. Научное и экспериментальное обоснование перспективных направлений использования белково-аминокислотных и биологически активных добавок 191
Заключение 199
Основные результаты и выводы 204
Список использованной литературы
- Биотехнологические аспекты переработки растительного сырья на топливный этанол
- Организация исследований и структурно - методологическая схема их проведения
- Влияние ферментативных систем на биохимический состав зернового сусла и культуральные свойства осмофильной расы спиртовых дрожжей Saccharomyces cerevisiae
- Исследование процесса направленной биокаталитической деструкции полимеров дрожжевой биомассы для получения белково-аминокислотных и биологически активных добавок
Биотехнологические аспекты переработки растительного сырья на топливный этанол
Распоряжением Правительства РФ от 18.07.2013 г. № 1247-р утвержден план мероприятий по развитию биотехнологии. Планом предусмотрено в IV квартале 2014 г. создание пилотного производства биоэтанола, что подтверждает значимость и актуальность решаемой проблемы. При организации в России промышленного производства биоэтанола на основе возобновляемого растительного сырья возникает основная острая проблема -это отходы производства, которые могут потенциально являться вторичными ресурсами для биотехнологических производств.
В настоящее время на спиртовых заводах отрасли ежегодно образуется порядка 8-10 млн. тонн послеспиртовой барды [144, 167, 182]. При производстве биоэтанола объем производства спирта возрастет не менее чем в 3 раза, что повлечет за собой пропорциональное увеличение количества образующихся отходов.
Биотехнологической основой производства спирта для топлива (так же как и в технологии пищевого спирта) являются процессы конверсии высокомолекулярных полимеров растительного сырья для последующей микробной трансформации Сахаров в этанол [156]. Существуют два основных способа подготовки зернового сусла: методом химического и биокаталитического гидролиза высокомолекулярных полимеров растительного сырья. В последнее время химический метод практически не используется, а производство гидролизного спирта незначительно. При этом существуют технологии, позволяющие оптимизировать процессы кислотного гидролиза растительного сырья, а также использование совмещенных процессов в технологии спирта на гидролизных производствах [224-226]. Для реализации технологии биоэтанола приоритетным направлением является создание современных ресурсосберегающих биотехнологий переработки различных видов растительного сырья в этанол с использованием ферментных препаратов широкого спектра действия и новых высокопродуктивных рас дрожжей [156, 348].
Проводятся исследования по совершенствованию биотехнологических процессов получения спирта, направленные на расширение сырьевой базы; создание новых высокопродуктивных штаммов спиртовых дрожжей и бактерий, синтезирующих спирт при повышенных температурах и осмосе; на изучение процессов биокатализа высокомолекулярных полимеров растительного сырья и разработку мультиэнзимных комплексов целевого назначения; на создание новых современных биотехнологий переработки отходов производства спирта в высокоэффективные добавки пищевого и кормового назначения [147,197, 265, 266, 275, 288, 353].
Выбор источника растительной биомассы для производства биоспиртов зависит от климатических особенностей региона и соответствующей им доминирующей сельскохозяйственной культуры. Биотопливо можно производить из любого сахаро- и крахмалсодержащего сырья: сахарный тростник и свекла, картофель, топинамбур, кукуруза, пшеница, ячмень, рожь, сорго. В Центральной и Южной Америке основным источником производства биотоплива является сахарный тростник, в Северной Америке превалирует кукуруза, составляющая 95% перерабатываемого сырья, в странах Европы -пшеница, реже сахарная свекла [254, 273, 352, 367]. Чрезвычайно перспективны новые способы получения биотоплива из лигноцеллюлозного сырья быстрорастущих энергоемких культур (например, трав) или сельскохозяйственных отходов (например, стержни кукурузы) [265, 266, 275].
Для производства биотоплива в России могут быть использованы обычные, традиционные в средней полосе типы сырья, такие зерновые культуры как пшеница, рожь, тритикале, сорго, по качеству относящиеся к некондиционному сырью (ранее к IV группе дефектности), но применяемые в производстве спирта и не используемые в пищевых технологиях [147]. В настоящее время для производства высококачественных сортов пищевого этилового спирта с хорошими органолептическими свойствами рекомендуется использовать зерно с более высокими качественными показателями, а для производства топливного биоэтанола таких ограничений нет [3, 196].
Важной особенностью спиртового производства является тесная зависимость от сырьевой базы, а также его большая материалоемкость. Доля расходов на зерно в себестоимости спирта составляет 65 - 75 % [75, 241]. Следует отметить, что в производстве спирта зерно принято оценивать с точки зрения содержания в нем главного сбраживаемого компонента - крахмала, основная масса которого сосредоточена в эндосперме зерна. При разработке новых технологий такой подход не может в полной мере охарактеризовать сырье, являющееся многокомпонентным субстратом. Как показали результаты последних исследований, эффективность технологических процессов генерации дрожжей и спиртового брожения зависит от качества перерабатываемого зернового сусла, его реологических свойств, азотистого и углеводного состава, которые определяются не только степенью конверсии крахмала, но также и степенью гидролиза некрахмальных полисахаридов и белковых веществ зерна [190, 197].
В работах многих исследователей широко представлены данные, характеризующие биохимический состав зерновых культур и структуру зерновки [3, 7, 47, 57, 59, 90, 196]. Важным показателем является содержание в зерне не только крахмала, а также белковых веществ и некрахмальных полисахаридов (глюканов, ксиланов, целлюлозы). В табл. 1 представлены усредненные данные биохимического состава зерновых культур, подтверждающие их многокомпонентность [3, 47, 57, 59, 90, 196, 328]. В зависимости от количества и соотношения этих полимеров в зерне подбирается ферментативная система, обеспечивающая их эффективную деструкцию до мономеров, ассимилируемых дрожжами [190, 191].
Организация исследований и структурно - методологическая схема их проведения
Объектом исследования служил промышленный штамм плесневого гриба Aspergillus oryzae POM-156 (ВКПМ F-981) [111] - продуцент комплекса протеаз, а-амилазы и сопутствующих ферментов гемицеллюлазного действия. Штамм получен в ГНУ ВтШИПБТ Россельхозакадемии на основе многоступенчатой селекции и мутагенеза A. oryzae 387.
В результате многоступенчатой селекции и мутагенеза получен новый штамм A. oryzae 12-84 (RCAM01134) - продуцент комплекса протеаз, хитиназы, маннаназы, Р-глюканазы, нуклеаз [46]. Культивирование штаммов осуществляли на натуральных питательных средах глубинным и твердофазным методами. В работе были использованы селекционированные расы дрожжей Saccharomyces cerevisiae 987-О, 19, 1039 обладающие осмофильными свойствами [115;116;121;175;188], а также различные расы дрожжей S. cerevisiae из коллекции промышленных штаммов микроорганизмов ВНИИПБТ.
В качестве продуцента лизина использовали селекционированный штамм Brevibacterium sp. 27-8, активно развивающийся на исследуемых зерновых субстратах [124]. Штамм депонирован в Ведомственной коллекции полезных микроорганизмов сельскохозяйственного назначения Россельхозакадемии (RCAM 01129). Микробная биомасса Объектами исследований служили дрожжи Saccharomyces cerevisiae в виде водно-дрожжевой суспензии (после культивирования и сепарации), а также остаточные дрожжи бродильных производств.
Объектом исследований служила мицелиальная биомасса грибов Aspergillus oryzae, отделяемая от культуральной жидкости после ферментации. Ферментные препараты
В работе использовали ферментные препараты протеолитического и гемицеллюлазного действия различного микробного происхождения, полученные осаждением этанолом или ультрафильтрацией из культурных жидкостей, а также готовые товарные формы ферментов различных производителей.
Экспериментальные исследования проводили с использованием современных микробиологических, физико-химических, спекрофотометрических и хроматографических методов анализа и оборудования: спектрофотометра Spekol 1300, счетчика колоний микроорганизмов Scan 500а, шейкера-инкубатора ES-20, термостата с таймером ТТ-2 «Термит», анализатора-влагомера ЭВЛАС-2, центрифуги универсальной ОПС-16, микроскопа СХ41 фирмы Olympus, аминокислотного анализатора KNAUER (Германия), капиллярного электрофореза «PrinCE 560», а также современные методы ВЭЖХ (квадрупольно масс-спектрометрической системы для ВЭЖХ Agilent 6120), тонкослойной хроматографии и электронной микроскопии на приборах ИНТЕГРА Прима NT-MDT, электронном микроскопе JEOL 1200 СХ II, сканирующем электронном микроскопе Hitachi ТМ-3000.
Для приготовления суспензии спор выращивали культуру микромицетов на сусло-агаре, смывали споры дистиллированной водой, пропускали смыв спор через стеклянный фильтр и в полученную суспензию стерильно добавляли ПАВ Твин-80 в концентрации 0,1%. Полученную таким образом суспензию спор хранили в холодильнике; срок хранения не превышал 7 суток. Для подсчета количества спор в суспензии осуществляли последовательные разведения, из которых микроорганизмы высевали на агаризованную среду (сусло-агар), выращивали в стационарных условиях при 28С до появления отдельных колоний, подсчитывали их количество с учетом разведения. Число спор в суспензии в разных опытах колебалось от 250 тыс. до 3 млн/см3.
При проведении мутагенеза полученную суспензию спор в количестве 1 см3 вносили в стерильные ч. Петри и подвергали воздействию УФ с применением лампы БУВ-15. Облучение проводили на расстоянии 25 см при экспозиции 240, 270 и 300 секунд.
Выживаемость спор составляла 3-5%. После выдержки облученную суспензию высевали на ч. Петри с агаризованной средой Чапека с казеинатом натрия и выдерживали в термостате при 30С в течение 2-х суток. Колонии с наибольшими зонами гидролиза (просветления) питательной среды пересевали вновь на ч. Петри. После образования гигантских колоний культуру отсевали на скошенную агаризованную среду Чапека с казеинатом натрия. Каждая выросшая культура представляла собой отдельный клон (мутант), который затем проверяли на протеолитическую и амилолитическую активность при глубинном культивировании на жидкой питательной среде.
Изучение процессов дрожжегенерации и динамики брожения осуществляли биологическим методом постановки бродильных проб. Концентрацию сусла, дрожжей, остаточные углеводы (РВ) и концентрацию спирта контролировали согласно инструкции технохимического и микробиологического контроля спиртового производства [140,170]. Контроль за состоянием дрожжей осуществляли по количеству дрожжевых клеток, в т. ч. почкующихся и мертвых, в 1 см3 сбраживаемого сусла с использованием камеры Горяева. Размер дрожжевой клетки определяли при 1000-кратном увеличении на микроскопе СХ41 фирмы Olympus.
При подготовке маточных культур засев чистых культур дрожжей осуществляли мазком с пробирки с агаризованной средой на 100 см3 солодового сусла с концентрацией сухих веществ (СВ) 15%. Продолжительность дрожжегенерации составляла 18-20 часов. Выращенные дрожжи отфуговывали, промывали водопроводной водой и задавали в виде суспензии в сбраживаемое пшеничное сусло различной концентрации из расчета 20 млн/см3. Сбраживание сусла высокой концентрации осуществляли при температуре 30С и продолжительности 72 часа.
Кислотоустойчивость дрожжей проверяли путем сбраживания пшеничного сусла при значениях рН от 1,55 до 5,2. При этом контролировали состояние дрожжей: общее количество, почкующиеся и мертвые клетки.
Спиртотолерантность изучали методом добавления в бражку с различным содержанием растворимых сухих веществ на 18-часов брожения этилового спирта в концентрации 5%. В процессе брожения контролировали состояние дрожжей: общее количество клеток, количество почкующихся и мертвых.
Влияние ферментативных систем на биохимический состав зернового сусла и культуральные свойства осмофильной расы спиртовых дрожжей Saccharomyces cerevisiae
Исследовали возможность использования биомассы гриба Aspergillus oryzae 12-84 - отхода производства протеаз, как перспективного источника биологически активных веществ (БАВ) для создания функциональных добавок, сбалансированных по углеводам, незаменимым аминокислотам, витаминам и микроэлементам.
Наибольший интерес для проведения работы по биодеструкции субклеточных структур микробной биомассы представляют ферменты протеолитического действия, особенно пептидазы, обеспечивающие глубокий гидролиз белков до аминокислот и низкомолекулярных пептидов, а также ферменты, катализирующие гидролиз глюканов, маннанов, хитина, нуклеиновых кислот. Максимальное накопление эн до ферментов наблюдалось на 1 сутки. Как было показано ранее, культивирование продуцента для накопления максимального количества экзоферментов в КЖ осуществляют в течение двух суток. Затем фильтрат КЖ отделяют и используют для получения ферментных препаратов. При этом в биомассе гриба - отходе ферментного производства, остается порядка 22-24% от общего уровня активности протеаз, маннаназ и Р-глюканаз. В этот же период содержание общих белковых веществ составляет 16,8%, полисахаридов - 31,3% (рис.41). Полученные данные позволяют рассматривать биомассу гриба не как отход производства ферментных препаратов (ФП), а как перспективный источник полноценного белка, полисахаридов и биологически активных веществ.
Структурный и биохимический состав биомассы в процессе роста микромицета изменялся, т.к. содержащиеся в биомассе высокомолекулярные полимеры подвергались каталитическому воздействию внутриклеточных ферментов. В связи с этим, проведен комплексный масс-спектральный анализ A. oryzae 12-84 в процессе роста гриба. Для повышения выхода экстрактивных веществ биомассу обрабатывали ферментами гемицеллюлазного действия, катализирующими гидролиз Р-глюкана - структурного полимера клеточных стенок.
На спектре, полученном при анализе фильтрата КЖ видны низкомолекулярные вещества белковой природы (рис.42). По-видимому, в связи высокой активностью ферментов, секретированных в КЖ, происходит ферментативная деструкция полимеров питательной среды. По поглощению в УФ области можно судить о наличии ароматических аминокислот. На спектре образца, приготовленного из обработанной Р-глюканазой биомассы, видно наличие большого количества аминокислот и низкомолекулярных пептидов с молекулярной массой до 225 Да (рис.43). Предположительно - это дипептиды. В процессе роста гриба наблюдалось снижение количества отдельных компонентов с молекулярными массами 172, 204, 218 Да и появление большего количества низкомолекулярных соединений с ММ - 100-150 Да.
Исследовали влияние субстратной спеифичности ферментативных систем и длительности процессов гидролиза на степень деструкции внутриклеточных полимеров мицелиальной биомассы гриба A. oryzae 12-84. В работе использовали как собственные внутриклеточные ферменты гриба (эндогенные), так и ферменты, задаваемые из вне (экзогенные).
Для проведения автолиза биомассу гриба A. oryzae 12-84 после отделения культуральнои жидкости подвергали каталитической деструкции под действием собственной протеолитической системы микромицета при 45С в течение 18 ч.
Приготовление биомассы к направленной биокаталитической деструкции субклеточных структур экзогенными ферментами осуществляли после тепловой инактивации собственной ферментативной системы гриба (85С в течение 15 мин.). На этом этапе происходила полная инактивация ферментов биомассы, что позволило рассматривать ее только в качестве субстрата и устранить зависимость результатов ферментативного гидролиза от уровня активности синтезированных грибом ферментов. Такой способ дает возможность стабилизировать процесс, снизить уровень контаминации в результате пастеризации биомассы и осуществлять направленное ферментативное воздействие на полимеры клетки. Процесс деструкции полимеров биомассы осуществляли экзогенными ферментными комплексами глюкано-, маннано- и хитинолитического действия (ГкС) совместно с бактериальными протеиназами (БПС) и комплексом грибных протеаз (ГПС) при 45С в течение 5 и 18 ч.
С применением метода ВЭЖХ проведен спектральный анализ фракционного состава пептидов в ферментолизатах биомассы. Установлено, что состав ферментативного комплекса существенно влиял на степень гидролиза белковых веществ грибной биомассы. По полученным спектрам можно сказать, что наибольшее влияние на деструкцию клеточных стенок гриба оказывали ферменты Р-глюканазного действия, способствующие гидролизу полисахаридов КлС, и комплекс грибных протеаз (ГПС), содержащий пептидазы, катализирующие глубокий гидролиз пептидов до свободных аминокислот (табл. 17). С увеличением времени воздействия с 5 до 18 ч повышалась глубина гидролиза белковых веществ и увеличивалось содержание свободных аминокислот и низкомолекулярных пептидов с молекулярной массой (ММ) до 500 Да: их количество составило 59 и 71 % соответственно от общей массы веществ белковой природы. После глубокого гидролиза в течение 18 ч в ферментолизате преобладали вещества с массой до 350-400 Да. Общее содержание низкомолекулярных пептидов с ММ до 1000 Да составило 92 %. При этом прослеживалась следующая зависимость: чем глубже протекал гидролиз, тем больше образовывалось веществ, которые светятся в УФ диапазоне (т.е. молекул, имеющих в своем составе ароматический фрагмент: фенилаланин, триптофан, тирозин, гистидин).
Исследование процесса направленной биокаталитической деструкции полимеров дрожжевой биомассы для получения белково-аминокислотных и биологически активных добавок
В результате исследований и установленных закономерностей метаболизма дрожжей осуществлен скрининг осмофильного штамма Saccharomyces cerevisiae 1039, обладающего направленной способностью к синтезу этанола с пониженным образованием сопутствующих метаболитов. При этом установлена зависимость степени гидролиза полимеров концентрированного зернового сусла, процессов роста и метаболизма дрожжей S. cerevisiae 1039 от субстратной специфичности ферментативных систем. Показано, что ферменты протеолитического и Р-глюканазного действия, катализирующие глубокий гидролиз растительных белков и полисахаридов, способствуют снижению синтеза побочных метаболитов в 1,5-1,7 раза за счет снижения образования высших и ароматических спиртов.
На основе анализа и обобщения полученных экспериментальных данных научно обоснована ресурсосберегающая технология биоэтанола, базирующаяся на биокаталитической и микробной конверсии полимеров зернового сырья, обеспечивающая интенсивный процесс сбраживания углеводов концентрированных сред осмофильными расами дрожжей Saccharomyces cerevisiae с пониженным образованием побочных продуктов и направленным синтезом этанола. Установлено, что разработанный ферментативный комплекс (ферменты амилолитического, протеолитического и гемицеллюлазного действия) и условия глубокой конверсии полисахаридных и белковых полимеров зерна в технологии биоэтанола позволяют: - увеличить концентрацию аминного азота и сбраживаемых углеводов в зерновом сусле в 1,5-2,0 раза; улучшить реологические свойства концентрированного зернового сусла, снизив его вязкость в 4 раза; - повысить физиологическую и бродильную активность дрожжей S. cerevisiae 1039, ускорить процессы генерации и спиртового брожения при конверсии концентрированного зернового сусла на 30-40%; - повысить концентрацию этанола в бражке на 25-40% и увеличить выход этанола на 2,5-3,5%; - сократить объемы образования послеспиртовой барды на 40-50% и побочных продуктов - в 1, 5-1,7 раза.
Результаты исследований и установленные закономерности комплексной биокаталитической и микробной конверсии зернового сусла и послеспиртовой барды в L-лизин с использованием бактерий Brevibacterium sp., позволили установить корреляционную зависимость степени конверсии углеводов комплексных питательных сред в L-лизин от содержания в них зерна и барды. Таким образом, разработан и запатентован принципиально новый способ получения лизина на основе биоконверсии зернового сырья и ВСР. Показана целесообразность применения этого метода для рационального использования вторичных сырьевых ресурсов. Комплексный подход к решению этой проблемы позволил создать безотходную ресурсосберегающую технологию производства новых лизино-белковых добавок с повышенной кормовой ценностью. Ввиду идентичности исходного сырья и части технологической схемы производства спирта, а также для обеспечения максимального использования сырья и промежуточных продуктов переработки предложено в технологическую схему производства спирта ввести линию по получению кормового лизина.
Разработанный способ дает возможность не только расширить сырьевую базу для выпуска дефицитной аминокислоты, но и позволит получать комплексный высокоэффективный препарат, содержащий наряду с лизином другие аминокислоты, белок и витамины и обладающий высокой биологической эффективностью. Реализация данной технологии позволит утилизировать отходы спиртового производства, повысить продуктивность сельскохозяйственных животных и птицы на 12 - 15%, сократить расход кормов в результате введения в рацион высокоэффективных кормовых добавок, обогащенных лизином и белком.
Разработан регулируемый биотехнологический процесс получения белково-аминокислотных корректоров пищи и кормов, биологически активных добавок на основе биокаталитической деструкции полимеров дрожжевой и мицелиальной биомассы - отходов перерабатывающих отраслей АПК, позволяющий получать биодобавки целевого назначения с заданными структурно-функциональными свойствами.
Получены новые экспериментальные данные о биохимическом и спектральном составе белковых веществ биомассы грибов Aspergillus oryzae, показавшие наличие в биомассе не только гидролитических ферментов, необходимых для конверсии полимеров микробной биомассы, но и белка с повышенным содержанием незаменимых аминокислот (триптофана и метионина), а также полисахаридов, в т.ч. полиаминосахаридов. При этом теоретически обоснована и экспериментально подтверждена возможность получения биопрепаратов с заданными структурно-функциональными свойствами на основе ферментативного гидролиза полимеров мицелиальной биомассы с использованием внутриклеточных ферментов гриба и эндогенных ферментов.
На основе разработанной модели и установленных закономерностей биокаталитической деструкции полимеров дрожжевой клетки выявлена регуляторная роль ферментов с различной субстратной специфичностью в процессах направленной деструкции субклеточных структур Saccharomyces cerevisiae с получением ферментолизатов с заданным структурно-фракционным составом и функциональными свойствами. С помощью электронной микроскопии наглядно показано и подтверждено эффективное влияние ферментативных систем на степень деструкции субклеточных структур дрожжей.
В результате исследований научно обоснованы, экспериментально подтверждены и разработаны ресурсосберегающие технологии переработки зернового сырья и вторичных биоресурсов в кормовые белково-аминокислотные добавки с использованием новых высокопродуктивных штаммов микроорганизмов, биокаталитических и биосинтетических процессов (рис. 65).
Проведены комплексные испытания целевых продуктов, позволившие установить, что применение кормовых добавок оказывает положительное влияние на организмы животных, рыбы, птиц и пчел, повышает их жизнеспособность и продуктивность.
