Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы 8
1.1. Краткая характеристика возбудителей ботриоцефалеза и кавиоза карповых рыб 8
1.2. Характеристика противоцестодозных препаратов 24
2. Собственные исследования 40
2.1. Материалы и методы 40
2.1.1. Методы клинического и патологоанатомического обследования рыб 40
2.1.2. Методы изучения гематологических и биохимических показателей у рыб 42
2.1.3. Метод оценки терапевтической эффективности ряда препаратов при цестодозах карповых рыб 45
2.1.4. Схемы опытов по определению оптимальных терапевтических доз феномикса и альбена гранул для рыб 46
2.1.5. Токсикологическое исследование феномикса и альбена гранул на рыбах 47
2.1.5.1. Исследование острой токсичности препаратов на рыбах 48
2.1.5.2. Методы исследования субхронической токсичности препаратов на рыбах 49
2.1.6. Методика определения остаточных количеств феномикса в мышечной ткани рыб 50
2.1.7. Методика определения остаточных количеств альбена гранул в мышечной ткани рыб 56
2.1.8. Методы производственных испытаний препаратов в различных типах рыбоводных хозяйств 57
2.1.9. Статистическая обработка данных 57
2.2. Результаты исследований 58
2.2.1. Эффективность ряда препаратов при цестодозах карповых рыб 58
2.2.2. Определение оптимальной терапевтической дозы феномикса для рыб 59
2.2.3. Определение оптимальной терапевтической дозы альбен гранул для рыб 60
2.2.4. Токсикологическая оценка феномикса для рыб 61
2.2.4.1. Острая токсичность феномикса при введении карпам 61
2.2.4.2. Субхроническая токсичность феномикса при введении карпам 62
2.2.5. Токсикологическая характеристика альбен гранул для рыб 66
2.2.5.1. Острая токсичность альбен гранул при введении карпам 66
2.2.5.2. Субхроническая токсичность альбен гранул при введении карпам 67
2.2.6. Определение остаточных количеств феномикса в мышечной ткани рыб 72
2.2.7. Определение остаточных количеств альбен гранул в мышечной ткани рыб 74
2.2.8. Терапевтическая эффективность феномикса и альбена гранул при цестодозах карповых рыб 87
Обсуждение 99
Практические предложения 103
Выводы 104
Список литературы 105
Приложение 126
- Краткая характеристика возбудителей ботриоцефалеза и кавиоза карповых рыб
- Методика определения остаточных количеств феномикса в мышечной ткани рыб
- Субхроническая токсичность феномикса при введении карпам
- Терапевтическая эффективность феномикса и альбена гранул при цестодозах карповых рыб
Введение к работе
Актуальность проблемы. Рыбоводство - одна из перспективных отраслей сельскохозяйственного производства, базирующаяся на выращивании в естественных и искусственных водоемах различных видов товарных рыб.
Современные, интенсивные формы ведения рыбоводства предусматривают уплотненные нормы посадки рыб, что обуславливает их тесный контакт, а отсюда и благоприятные условия для распространения различных болезней. Определенную роль в распространении инвазии в водоеме имеют проводимые мероприятия по повышению естественной кормовой базы прудов, обеспечивающих повышенную численность промежуточных хозяев некоторых паразитов, в частности цестод.
При паразитировании ленточных гельминтов гибель рыб наблюдается сравнительно редко, но резко снижаются темпы роста, неэффективно расходуются корма, ухудшается качество посадочного материала, что наносит серьезный экономический ущерб рыбоводным хозяйствам (Лысенко, Христич, 2006). Таким образом, весьма актуальной является проблема борьбы с этими гельминтозами.
Современный рынок противопаразитарных средств с выраженным цестодоцидным действием на первый взгляд поражает большим изобилием и широтой. Однако при более близком и детальном рассмотрении ассортимента современных антгельминтиков можно сделать ряд довольно неутешительных выводов. Во-первых, среди данных препаратов мало средств, которые отвечали бы современным требованиям безопасности, предъявляемым к лекарственным средствам, отличались высокой эффективностью и приемлемой ценой. Во-вторых, в рыбоводстве для борьбы с цестодозами рыб до недавнего времени применяли только микросал (Скачков, Горохов и соавт., 1995).
Требования современного высокоинтенсивного рыбоводства обуславливают необходимость разработки новых препаратов для борьбы с цестодозами рыб, в связи с экономической нецелесообразностью применения готовых лечебных кормов, новыми требованиями к безопасности лекарственных средств.
Исходя из вышесказанного, создание и разработка новых противопаразитарных средств для рыбоводства является востребованной и весьма актуальной исследовательской задачей.
Цель и задачи исследований. Целью нашей работы была разработка современных цестодоцидных препаратов для российского рыбоводства. Для решения намеченной цели было необходимо решить ряд следующих задач:
скрининг цестодоцидных препаратов;
определение оптимальных терапевтических доз феномикса и альбена гранул в экспериментальных условиях;
- изучение параметров безопасности препаратов для рыб (острая и
субхроническая токсичность);
исследование параметров безопасности для потребителей рыбной продукции (сроки выведения остаточных количеств действующих веществ лекарственных средств и их метаболитов);
испытание эффективности препаратов в производственных условиях при ботриоцефалезе и кавиозе карповых рыб в различных типах хозяйств.
Научная новизна.
Разработаны новые препараты для рыбоводства, отвечающие современным требованиям безопасности. Определены оптимальные терапевтические дозы препаратов для карповых рыб.
Проведена токсикологическая оценка феномикса и альбена гранул с исследованием параметров острой и субхронической токсичности для рыб.
Установлены сроки выведения остаточных количеств действующих веществ препаратов и их метаболитов из организма рыб.
Показана терапевтическая эффективность феномикса и альбена гранул при ботриоцефалезе и кавиозе карповых рыб в различных типах хозяйств.
Практическая значимость.. Результаты исследований являются основой для широкого внедрения в ветеринарную практику препаратов феномикс и альбен гранулы для лечения и профилактики цестодозов карповых рыб. Данные, полученные в ходе исследований, легли в основу материалов, предназначенных для регистрации препаратов и использованы при разработке «Инструкция по применению Феномикса для лечения и профилактики цестодозов карповых рыб» (ПВР-2-5.7/02021) и «Инструкция по применению Альбена гранул для дегельминтизации животных» (ПВР-2-5.0/00576).
Апробация работы. Результаты исследований были доложены на заседании научно-консультативного совета по болезням рыб ФГУ «Межведомственная ихтиологическая комиссия» и Секции патологии рыб и охраны гидробионтов Отделения ветеринарной медицины Россельхозакадемии (2006, 2007), Ученом совете ГНУ ВИГИС Россельхозакадемии (2006) и на I научно-практическом семинаре «Болезни рыб и методы их лечения» (2007).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 4 научных работы, из них 2 в изданиях, рекомендованных ВАК РФ.
Личный вклад соискателя. Представленная диссертационная работа является результатом четырехлетних научных исследований автора. Исследования по определению оптимальных терапевтических доз, изучению фармакотоксикологических свойств феномикса и альбена гранул, а также оценка эффективности препаратов при ботриоцефалезе и кавиозе карповых рыб выполнены лично. В опубликованных работах совместно с другими авторами более 70% работы выполнено соискателем (справки от соавторов имеются в совете).
Работы выполнялись под научным руководством доктора ветеринарных наук, профессора, академика РАСХН Ф.И. Василевича, который оказывал научно-методическую помощь в проведении исследований и анализе полученных результатов.
Основные положения, выносимые на защиту:
-
Скрининг ряда препаратов при цестодозах карповых рыб.
-
Фармакотоксикологические свойства эффективных препаратов при цестодозах рыб.
-
Эффективные лекарственные средства при ботриоцефалезе и кавиозе карповых рыб в различных типах хозяйств.
Объем и структура диссертации. Диссертация изложена на 125 страницах компьютерного текста и состоит из введения, обзора литературы, главы собственных исследований, обсуждения, выводов, практических предложений, списка литературы и приложения. Список литературы включает 201 источник, в том числе 141 отечественный и 60 иностранных. Работа иллюстрирована 20 таблицами и 22 рисунками.
Краткая характеристика возбудителей ботриоцефалеза и кавиоза карповых рыб
Ботриоцефалез - одно из наиболее распространенных гельминтозных заболеваний рыб, возбудителями, которого являются ленточные гельминты Bothriocephalus acheilognathi Yamaguti, 1934 и B.opsariichthydis Yamaguti, 1934, относящиеся к семейству Bothriocephalidae, Blanchard, 1849; отряда Pseudophyllidea Cams, 1863 (Определитель по ред. Бауера, 1987). Согласно данным Дубининой М.Н. (1982), синонимами названий данных возбудителей являются B.gowkongensis Yeh, 1955; Schyzocotyle fluviatilis Achmerov, 1960; В. fluviatilis Алигаджиев, 1968 и B.phoxini Monlar, 1968. Заболевание регистрируется в прудовых и садковых рыбоводных хозяйствах и в естественных водоемах. Заболеванию подвержены многие виды рыб: карп (Cyprinus carpio Linnaeus, 1758), сазан (Cyprinus carpio Linnaeus, 1758), карась (Carassius carassius Nilsson, 1832), лещ (Abramis brama Linnaeus, 1758), белый амур (Ctenopharyngodon idella Valenciennes in Cuvier and Valenciennes, 1844), толстолобик (Hypophthalmichthys molitrix Valenciennes in Cuvier and Valenciennes, 1844), плотва (Rutilus rutilus Linnaeus, 1758), усач (Barbus barbus Linnaeus, 1758), сом (Siluras glanis Linnaeus, 1758) и другие.
Ботриоцефалюс, имеющий большой круг дефинитивных и промежуточных хозяев, распространен почти повсеместно, как в прудовых хозяйствах, так и в естественных водоемах, озерах, водохранилищах, реках и др. (Музыковский, 1970). Известно, что ботриоцефалюсы являются типичными представителями Сино-Индийской зоогеографической области. Они адаптированы к паразитированию на многих видах карповых рыб (Головина, Головин, 1997). Широкому распространению заболевания на территории РФ послужил тот факт, что в 1955-1957 гг. в большом количестве завозилась молодь белого амура с Дальнего Востока (р. Амур) и КНР в европейскую часть страны. Завоз белого амура с конца пятидесятых до середины шестидесятых осуществлялся систематически и многократно, при этом завозили чаще всего молодь, но неоднократно и рыб старших возрастов. У белого амура паразита обнаруживали в тех хозяйствах, куда рыб завозили непосредственно из материнских водоемов. Позднее гельминт был найден у карпа - нового для него хозяина.
Ботриоцефалез является причиной значительных потерь в рыбоводстве. Особенно большой ущерб заболевание наносит рыбопитомникам, которые не могут вырастить полноценный посадочный материал. В Китае от ботриоцефалеза гибнет иногда до 90% посадки молоди белого амура. Особенно широко заболевание распространилось в прудовых хозяйствах и рыбопитомниках, где применяются уплотненные посадки рыбы (Васильков, 1999; Бауер, Мусселиус, Стрелков, 1981).
В. acheilognathi имеет удлиненно-лентовидное тело с хорошо выраженной членистостью. Половозрелые гельминты достигают 25-35 см длины, при ширине 1-4 мм (рис. 1.1.1.)- Головка (сколекс) сердцевидной формы имеет две ботрии, при помощи которых паразит прикрепляется к слизистой оболочке кишечника рыб. Тело (стробила) состоит из множества члеников, имеющих форму квадратов. Наружная сегментация не всегда совпадает с внутренней. Членики имеют по два половых комплекса (мужской и женский), округлые семенники располагаются двумя зонами в боковых полях проглоттид (количество их от 50 до 90 в каждом членике). Циррус и вагина открываются общим половым отверстием на дорсальной поверхности членика. Желточные фолликулы, значительно меньше семенников, находятся в корковом слое боковых зон стробилы. Яичник двухлопастной, лежит медианно у заднего края члеников. Матка имеет вид извитой трубки и открывается в одну из боковых сторон каждого членика. Яйца размером 0,045-0,055 х 0,034-0,038 мм, бледно-серого цвета, овальной формы с крышечкой, содержат эмбрион на начальных стадиях развития (Бауер, Мусселиус, Стрелков, 1981; Васильков, 1999; Amlacher, 1992).
Возбудителем кавиоза является гвоздичник Khawia sinensis Hsu, 1935 из сем. Caryophyllaeidae, Leuckart, 1878, паразитирующий в кишечнике карпа, сазана и их гибридов. Цестоды были завезены в европейскую часть страны вместе с амурским сазаном из р. Амура (Бауер, Мусселиус, Стрелков, 1981).
Возбудитель нечленистый крупный белый гельминт длиной от 80 до 170 мм и шириной от 3,5 до 5,0 мм. Головной конец веерообразно расширен, с фестончатым передним краем. Семенники и желточники расположены на некотором расстоянии от головы. В области полового комплекса находятся, единичные желточные фолликулы. На заднем конце тела расположена большая постовариальиая группа желточников. Яичник Н-образный, передние лопасти его значительно шире задних. Петли матки не заходят вперед сумки цирруса, сумка цирруса крупная, размером 0,76X0,80 мм. Яйца серовато-белые, размером 0,042-г0.048Х 0,25-f0,30 мм (рис. 1.1.2.).
Согласно данным Василькова Г.В. (1999), Бауера О.Н. и соавторов (1981) прежде чем поселиться в организме рыб, ботриоцефалюсы проходят личиночную стадию своего развития в организме промежуточного хозяина - циклопа. Цикл развития протекает следующим образом. Половозрелые цестоды паразитируют в кишечнике рыб, куда и выделяют яйца. Яйца с экскрементами рыб выходят в воду и попадают на дно водоема. В воде в яйцах формируется зародыш - корацидий. При температуре воды 16-18С формирование зародыша и выход его из яйца происходит за 4-5 сут, а при температуре 23-25С формирование и выход корацидия из яйца ускоряется до 2-3 суток (рис. 1.1.4.).
Личинка - корацидий размером 55-60 мкм имеет округлую форму тела с множеством ресничек и тремя парами хитиновых крючьев, обладает слабой устойчивостью и в воде остается жизнеспособной всего в течение 2-3 дней. Высушивание и замораживание действует на корацидий губительно. Веслоногие рачки (циклопы) заглатывают плавающих в воде корацидиев, и в организме ракообразного происходит дальнейшее развитие личинки, которая превращается в стадию процеркоида - инвазионную личинку. Развитие последней в циклопе происходит при температуре воды 17-19С в течение 10-12 суток, а при температуре 23-25С - за 5-7 сут. Процеркоид достигает длины 100-115 мкм и характеризуется наличием у него церкомера - особого мешковидного отростка на заднем конце тела. В цикле развития участвуют следующие виды циклопов широко распространенные в пресноводных водоемах: Mesocyclops leuckarti, М. oithonoides, М. crassus, М. dybowskii, Cyclops strenuus, Acanthocyclops vemalis, A. bicuspidatus и другие (Музыковский, 1970) (рис. 1.1.5.).
По данным Кротенкова В.П. (1987) наибольшим разнообразием видовой состав циклопид в средней полосе России представлен с мая по август (7 видов). С сентября выпадают виды A. bicuspidatus, М. crassus. В октябре - ноябре не обнаруживаются A. viridie, М. oithonoides. На протяжении всего года регистрируется Mesocyclops leuckarti, при этом в январе только данный вид является промежуточным хозяином ботриоцефалюсов. С февраля видовой состав ракообразных начинает увеличиваться. Видов циклопид, приуроченных только к садкам, не отмечено. Однако этим не исчерпывается круг промежуточных хозяев гельминта.
Процеркоиды в циклопах остаются жизнеспособными в течение 20-25 дней, и в это время они могут вызвать заражение рыб. Рыбы, особенно мальки, питаясь ракообразными, заглатывают инвазированных циклопов и заражаются ботриоцефалезом. В кишечнике рыб циклоп переваривается, а высвободившаяся личинка - процеркоид прикрепляется к стенке кишечника и начинает расти.
По данным Кротенкова В.П. (1987) половозрелого состояния, при условии активного питания рыб, ботриоцефалюсы достигают при температуре воды 30-32С на 10-11 день, при 25-26С на 11-12 день, при 24С на 12-14 день, при 14С на 16, при 10-12С на 26-30, при 9-10С на 31-35 день. Полный цикл развития от яйца до половозрелого гельминта в весенне-летний период может завершаться за 30-40 дней, и паразит, выделив яйца, погибает. При осеннем заражении рыбы ботриоцефалюсы остаются в кишечнике в течение всего зимнего периода и лишь весной, выделив яйца, отмирают. Срок жизни паразита достигает 9-10 мес. В период зимовки гельминт в кишечнике не развивается, жизненные функции его ослабляются. Происходит дестробиляция цестоды, являющаяся морфофизиологической адаптацией (Дубинина, 1950). С весенним потеплением гельминт приобретает обычные формы (Васильков, 1999).
Методика определения остаточных количеств феномикса в мышечной ткани рыб
Остаточные количества определяли на 30 карпах, которым скармливали лечебный корм с препаратом в дозе 0,5 г/кг (40 мг/кг по ДВ) однократно. Лечебный корм изготавливали путем смачивания гранул корма суспензией препарата, с последующим подсушиванием при комнатной температуре. Через 10; 12; 14; 16; 18 и 20 суток отбирали по 5 экз. рыб и исследовали их ткани на наличие действующего вещества (фенасала).
Для определения остаточных количеств никлозамида (международное название фенасала) в мышечной ткани рыб использовали жидкостной хроматограф высокого давления Hewlett Paccard 1090 А с УФ - детектором, обращеннофазовую колонку Hypersil С 18 ODS 120 А и компьютерную программу «Мультихром 1.48», при помощи которых анализировали пробы после экстракции, очистки, и концентрирования очищенных экстрактов. Полученные данные статистически обрабатывали при помощи компьютерной программы «DataBase Biostatistic 4.02 vs».
Описание метода высокоэффективной жидкостной хроматографии с ультрафиолетовым детектированием для определения никлозамида в мышечной ткани рыб приводим ниже.
Оборудование, посуда, реактивы:
- Стандарт никлозамида РСО с активностью 99,8% (ООО «Экохимтех»).
- Жидкостной хроматограф высокого давления Hewlett Paccard 1090 А с УФ-детектором. - Хроматографическая обращеннофазовая колонка Hypersil С 18 ODS 120 А (150 х 4,6 мм) с диаметром сорбента 5 мкм.
- Компьютерная программа сбора и анализа хроматографических данных «Мультихром 1.48» («Ampersand Ltd.»).
- Компьютерная программа статистической обработки полученных результатов «DataBase Biostatistic 4.02 vs».
- Весы лабораторные, ГОСТ 24104 - 01.
- рН - метр Наппа рН 213.
- Вакуумный ротационный испаритель IKA RV 06 ML 1-В.
- Центрифуга лабораторная ОПН-3.
- Ультразвуковая ванна Branson В 8510 DTH.
- Встряхиватель Elmi (Шейкер S-3.01).
- Посуда мерная, лабораторная стеклянная, ГОСТ 1770-74.
- Фильтровальная установка «Milli-Q50».
- Вода дистиллированная, ГОСТ 6709-72.
- Аммоний фосфорнокислый двузамещенный ((ГЩ НРОД 98%, А 5764 («Sigma»).
- Фосфорная кислота (Н3РО4) 85%, Р 5811 («Sigma»).
- Соляная кислота (НС1), 1,0 Н раствор, Н 3162 («Sigma»).
- Метанол, LiChrosolv для жидкостной хроматографии («Merck»).
- Этилацетат, х.ч., ГОСТ 22300-76 (ООО «Авогадро»).
- Ацетонитрил, ч.д.а., ТУ 6-09-5497 («Криохром»).
- Ацетон, ч., ГОСТ 2603-79 (ЗАО «Экое-1»).
- Гексан, ч., ТУ 6-09-337578 (АО «Мосреактив»).
Приготовление элюента.
0,05 М раствор (NH4)2HP04 (6,6 г (NH4)2HPO4/1000 см3 деионизированной воды) фильтровали через установку «Milli-Q50», после чего при помощи Н3Р04 доводили рН до 3,6. Отфильтрованый 0,05 М раствор (NH4)2HP04 с рН 3,6 смешивали с метанолом в соотношении 70/30. Настройка хроматографической системы.
Для ввода системы в рабочий режим колонку Hypersil С 18 ODS 120 А промывали элюентом в количестве 15 свободных объёмов колонки при скорости протекания элюента 0,3 см3/мин. После окончательного уравновешивания колонки устанавливали УФ-волну анализа на 254 нм.
Приготовление стандартных растворов.
На аналитических весах взвешивали 10,0 мг (с точностью до четвёртого десятичного знака) никлозамида, переносили навеску в мерную колбу объёмом 100 см3, добавляли 50 см3 элюента и тщательно перемешивали до полного растворения. Затем объем раствора водой доводили до метки. Полученная концентрация исходного раствора -100 мкг/см3. Из исходного раствора методом последовательных разведений готовили стандартные растворы с концентрацией 10; 5; 2,5 и 1 мкг/см".
Параметры хроматографирования образцов.
Наиболее приемлемые результаты были достигнуты при следующих параметрах хроматографирования:
- обращеннофазовая хроматографическая колонка Hypersil С 18 ODS 120 A 00F-0152-EO (150 х 4,6 мм) с диаметром частиц 5 мкм;
- элюент: 0,05 М раствор (NH HPCU с рН 3,6 / метанол - 70/30;
- скорость протекания элюента: 1,5 см3/мин;
- давление: 19,2 МПа;
- объем вводимой пробы: 50 мкл;
- УФ-волна анализа: 254 нм;
- время удерживания пика: 7,4 мин.
Пробоподготовка мышечной ткани рыб.
Отобранные пробы мышечной ткани рыб гомогенизировали, отбирали навески гомогената массой 4 г и переносили в конические колбы объемом 100 см3. К гомогенатам добавляли по 2 см3 0,1 Н НС1. Образцы повторно гомогенизировали в течение 3-х минут. В каждую колбу к полученной смеси добавляли по 5 см3 ацетона, пробы встряхивали на шейкере в течение 1 часа и центрифугировали в течение 5 минут при 4000 об/мин. После экстрагирования супернатанты фильтровали через бумажные фильтры под вакуумом и количественно переносили в стеклянные пробирки объемом 25 см3 с притертыми пробками. Осадки на фильтрах вторично промывали 5 см ацетона. К экстрактам в стеклянные пробирки добавляли по 5 см" этилацетата и аккуратно встряхивали на шейкере в течение 5 минут. Верхние слои органического растворителя (смеси этилацетата и ацетона) переносили из пробирок в круглодонные колбы объемом 50 см3 для последующего упаривания. Водные фазы повторно двукратно экстрагировали по 5 см3 этилацетата (повторно встряхивали на шейкере в течение 5 минут). Объединенные экстракты смеси этилацетата и ацетона упаривали досуха на ротационном испарителе при температуре 40С и силе вакуума 300 mbar. Полученные после упаривания сухие остатки растворяли в 4 см3 ацетонитрила при нагреве до 35С и одновременной обработке ультразвуком в течение 5 мин. Ацетонитрильные растворы переносили в пробирки с завинчивающимися пробками объемом 20 см3 и промывали 3-кратно по 4 см гексана (встряхивали на шейкере в течение 5 мин). Гексановые фракции отбрасывали, а фракции ацетонитрила, промытые гексаном, переносили в круглодонные колбы объемом 50 см и упаривали досуха на ротационном испарителе при температуре 40С. Сухие остатки растворяли в 1 см элюента при одновременной ультразвуковой обработке в течение 5 минут. Приготовленные по данной схеме пробы анализировали методом жидкостной хроматографии высокого давления с УФ-детектированием.
Для проведения качественного и количественного анализа полученных экстрактов применяли процедуру градуировки хроматографических данных в компьютерной программе «DataBase Biostatistic 4.02 vs».
Для построения графика корелляции площади пика и концентрации использовали ряд стандартных разведений никлозамида 20; 10; 5; 2,5; 1; 0,5 мкг/см , приготовленных по схеме, приведенной выше. Результаты, полученные при определении корелляции «площадь пика/концентрация» представлены в таблице 2.1.6.1 и на рисунке 2.1.6.1.
Субхроническая токсичность феномикса при введении карпам
Было сформировано 2 опытных и 1 контрольная группы карпов (по 25 экз. в каждой). Всего в опыте участвовало 75 рыб. В течение 20 дней рыбам вводили препарат в дозах 1/10 от LD5o, что соответствует 600 мг/кг по препарату или 48 мг/кг по ДВ, и 1/100 от LD5o, что соответствует 60 мг/кг по препарату или 4,8 мг/кг по ДВ. Гидробионы в контрольной группе получали крахмальную суспензию без препарата.
За время опыта гибели рыб ни в одной из групп не отмечено. Рыбы вели себя активно, реагировали на внешние раздражители. Измерений массы тела и внутренних органов не проводили, так как рыбы содержались в ограниченном объеме воды. Согласно литературным данным при содержании гидробионтов в ограниченном объеме воды прироста массы тела, а соответственно и внутренних органов не происходит (Иванов, 2003).
В последний день опыта в опытных и в контрольной группах произведено выборочное (по 5 экз.) вскрытие рыб. Видимых изменений внутренних органов не отмечено, желчный пузырь светло-зеленый, что характерно при нормальном питании рыб. При токсикозе рыб желчный пузырь, как правило, принимает темно-зеленую, почти черную окраску.
Как следует из результатов изучения гематологических показателей представленных в таблице 2.2.4.2.1., количество эритроцитов, лейкоцитов и уровень гемоглобина опытных рыб находились на одном уровне с контролем (Р 0,05).
При исследовании общего белка установлено, что у рыб подопытных групп данный показатель достоверно не отличался от того же показателя рыб контрольной группы (Р 0,05). Результаты исследования представлены в таблице 2.2.4.2.2.
Как следует из представленных данных, пероральное введение феномикса рыбам в тестируемых дозах не приводило к статистически значимому изменению уровня гемоглобина у опытных групп (81,6+1,1 и 81,7+1,2 г/л) по сравнению с контролем (80,8±1,2 г/л), а также количества эритроцитов (1,27±0,03; 1,27+0,04 и 1,28+0,03 10б/мкл соответственно) и лейкоцитов (2,75+0,6; 2,75+0,7 и 2,72+0,6 104/мкл соответственно). Уровень общего белка при введении феномикса рыбам аналогично не приводил к статистически достоверному изменению данного показателя у опытных (3,19±0,13; 3,20+0,11 г/л) и контрольных групп рыб (3,18±0,22 г/л). Представленные данные указывают на нормальное физиологическое состояние рыб используемых в опыте.
Суммируя в целом данные, представленные в данном разделе, можно говорить о том, что феномикс в двух тестированных дозах не изменял общего состояния и поведения рыб, прием корма и гематологические показатели.
Терапевтическая эффективность феномикса и альбена гранул при цестодозах карповых рыб
Испытания терапевтической эффективности феномикса и альбена гранул проводились в 2005-2008 годах в Тульской (ЗАО «Черепетский рыбхоз»), Ростовской (ООО «Рыбколхоз им. И.В. Абрамова») и Московской областях (ЗАО «Клинский рыбхоз»), а также в ООО «Крафт» (г. Москва). Данные хозяйства относятся к 5 и 2 зонам карповодства, различаются технологией выращивания рыбы. Хотелось бы подробно остановиться на характеристике наиболее крупных хозяйств.
ЗАО «Черепетский рыбхоз» - единственное в Тульской области тепловодное, садковое, полносистемное хозяйство, занимающееся разведением и выращиванием рыбы (рис. 2.2.8.). Само его существование стало возможным лишь благодаря теплым стокам Черепетской ГРЭС, питающим воды Черепетского водохранилища. Температура воды, в которой разводят рыбу, зимой не опускается ниже +6С. Организовано хозяйство в 1968 году на базе небольшого рыбопромыслового участка, возникшего вскоре после пуска электростанции и затопления местности водой.
Площадь водного зеркала водохранилища составляет 850 гектаров. Рыбоводы арендуют 10 гектаров в самой теплой зоне. На сегодняшний день рыбхоз освоил выращивание 11 видов рыб, большинство из которых редкие для Тульской области: амуры белый и черный, канальный сомик, буффало, осетр, стерлядь, веслонос и, конечно, традиционные в нашей полосе карп и толстолобик.
ООО «Рыбколхоз им. И.В. Абрамова» (ранее СПК «Рыбколхоз им. И.В. Абрамова») - крупнейшее прудовое хозяйство в России, специализирующееся на выращивании высококачественной товарной рыбы. В объеме производимой продукции 50% составляет карп навеской более 1 килограмма, 30% - толстолобик навеской более 1,2 килограмма. Создан на базе рыболовецкой артели «Красный Октябрь» в 1929 году в станице Семикаракорская. Рыбколхоз ведет круглогодичную отгрузку товарной живой рыбы (карп, толстолоб, карась) и сезонную продажу рыбопосадочного материала, производимого в собственном инкубационном хозяйстве.
ЗАО «Рыбхоз Клинский», одно из крупнейших рыбоводных хозяйств Московской области, расположеное на границе с Завидовским государственным заповедником. Введено в эксплуатацию в 1965 году как полносистемное карповое хозяйство с проектной мощностью 800 тонн товарной рыбы в год. Технологический процесс включает в себя все этапы выращивания карпа, начиная от икринки и до товарного веса. Племенное стадо представлено тремя линиями карпа - местной, парской и румынской. С 1979 года в хозяйстве функционирует зимовальный комплекс, процесс зимовки рыбы полностью контролируется и управляется. В 1982 году был построен инкубационный цех, и рыбхоз перешел на заводской метод получения личинок карпа. В настоящее время в хозяйстве выращивается 600-700 тонн товарной рыбы.
Для проведения испытаний кормолекарственные смеси с препаратами готовили либо на заводе методом тритурации (трехступенчатого смешивания) с последующим гранулированием, экструдированием или другой технологией изготовления гранул корма; либо непосредственно в хозяйстве путем смачивания гранул корма суспензией препарата с последующим подсушиванием.
Препараты в составе кормолекарственной смеси скармливали рыбам без предварительной голодной диеты, согласно технологии кормления используемой в хозяйстве. Препараты вводили в корм согласно ранее отработанным дозам и кратности кормления. Доза феномикса составляла 0,5 г на 1 кг живой массы рыб или 40 мг/кг по ДВ однократно. Альбен гранулы задавался рыбам из расчета 0,2 г/кг или 40 мг/кг по ДВ двукратно с интервалом в 24 часа. В последующие сутки проводили кормление рыбы комбикормом, не содержащим препарата по технологии принятой в хозяйстве.
Перед проведением лечебного кормления проводили выборочное вскрытие рыб для определения экстенсивности и интенсивности инвазии.
В мае 2005 года в ЗАО «Черепетский рыбхоз» провели испытания терапевтической эффективности лечебных кормов с феномиксом и альбеном гранулами в комплексе лечебно-оздоровительных мероприятий, проводимых в хозяйстве.
Для определения зараженности рыб до лечения методом случайной выборки отобрали по 50 сеголетков карпа и годовика белого амура из садков 5-ой линии и провели их гельминтологическое вскрытие. При исследовании в просвете кишечника обнаружили цестод вида Bothriocephalus acheilognathi. Зараженность сеголетков карпа и годовиков белого амура составила 72%, при интенсивности инвазии 4,21 паразита на рыбу.
После провели дегельминтизацию 140 тыс. сеголетков карпа и 140 тыс. годовиков белого амура.
Суточная доза лечебного корма соответствовала суточной норме кормления рыбы обычным комбикормом и составляла 8 % от ихтиомассы. Температура воды за время проведения опыта колебалась от 32С до 33С.
На пятые сутки после лечебного кормления рыб, провели гельминтологического вскрытие 25 сеголетков карпа и 25 годовиков белого амура с целью установления эффективности дегельминтизации. Зараженность сеголетков карпа после обработки составила 0%. Экстенсивность инвазии белых амуров составила 21% при интенсивности 2,0 экз. на рыбу.
За время проведения испытания гибели рыб, а так же отклонений в их поведении не отмечали. При вскрытии рыб изменений во внутренних органах и тканях не обнаружили.
Таким образом, в результате однократного лечебного кормления с феномиксом в дозе 0,5 г на 1кг рыбы (40 мг/кг по ДВ) получена 100% экстенс и интенсэффективность дегельминтизации. Экстенсэффективность обработки белых амуров составила 70,9% при интенсэффективности 52,5%.
В период с 5 по 11 августа 2005 года в ООО «Крафт» провели испытание терапевтической эффективности лечебного корма с препаратом альбен гранулы при ботриоцефалезе карпа. У ранее завезенных в хозяйство 2000 экз. сеголетков карпа (Cyprinus carpio), средней массой 30+2 г, отмечали заболевание, характеризовавшееся истощением рыбы и отставанием в росте. При гельминтологическом вскрытии 25 сеголетков карпа, отобранных методом случайной выборки, в просвете кишечника обнаружили цестод вида Bothriocephalus acheilognathi. Зараженность сеголетков карпа составила 64%, при интенсивности инвазии 4,2 паразита на рыбу.
6 августа 2005 г. провели дегельминтизацию сеголетков карпа препаратом альбен гранулы. Лечению подвергли 1975 экз. рыб в двух бассейнах. Суточная доза лечебного корма соответствовала норме кормления рыбы обычным комбикормом и составила 7 % от массы рыб. Температура воды за время проведения опыта колебалась от 30С до 31 С.
На пятые сутки после лечебного кормления рыб, провели гельминтологическое вскрытие 25 сеголетков карпа с целью установления эффективности дегельминтизации. Зараженность карпа после обработки составила 20% при интенсивности инвазии 1,0 экз. на рыбу.
За время проведения испытания гибели, а так же отклонений в поведении рыб не отмечали. При вскрытии карпов изменений во внутренних органах и тканях не обнаружили.
Таким образом, в результате двукратного применения лечебного корма с препаратом альбен гранулы в дозе 0,2 г на 1 кг рыбы (40 мг/кг по ДВ) получили 69% экстенсэффективность и 76,3% интенсэффективность дегельминтизации.
В период с 6 по 25 сентября 2005 г. в СПК «Рыбколхоз им. И.В. Абрамова» (в настоящий момент ООО «Рыбколхоз им. И.В. Абрамова) для борьбы с ботриоцефалезом карпов провели опыт по определению лечебной эффективности лечебного корма с препаратом феномикс.
