Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 21
1.1. Функционирование и механизмы регуляции кроветворной и иммунной систем в нормальных условиях 21
1.2. Влияние противоопухолевых препаратов на кроветворную и иммунную системы экспериментальных животных 34
1.2.1. Ранние эффекты повреждающего действия противоопухолевых препаратов 34
1.2.2. Отдаленные эффекты повреждающего действия противоопухолевых препаратов 49
1.2.3. Вторичные иммунодефициты 65
1.3. Коррекция изменений в иммунной и кроветворной системах, вызванных введением противоопухолевых препаратов 68
1.3.1. Биологические эффекты препаратов шлемника байкальского 68
1.3.2. Продукты пантового мараловодства 74
1.3.3. Биологические свойства эхинацеи пурпурной 82
1.3.4. Применение бадана толстолистного в медицине 85
1.3.5. Химический состав пиона уклоняющегося и применение его в медицине 88
1.3.6. Применение лабазника вязолистного в медицине 89
1.3.7. Биологические свойства душицы обыкновенной 91
Заключение 92
Глава 2. Материал и методы исследования 94
Глава 3. Результаты собственных исследований 110
3.1. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии СВА/Са Lac на введение тимусзависимого антигена и циклофосфана 110
3.1.1. Состояние кроветворной ткани мышей линии СВА/Са Lac после однократного введения циклофосфана в МПД и иммунизации ти-мусзависимым антигеном 110
3.1.2. Влияние цикдофосфана и тимусзависимого антигена на лимфондную ткань мышей линии СВА/Са Lac 114
3.1.3. Влияние циклофосфана на некоторые показатели гуморального мунитета и неспецифической резистентности мышей линии СВА/С Lac 119
3.2. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии DBA/2 на введение тимусзависимого антигена и циклофосфана 132
3.2.1. Состояние кроветворной ткани мышей после однократного введения циклофосфана и иммунизации тимусзависимым антигеном 132
3.2.2. Влияние циклофосфана и тимусзависимого антигена на лимфоидную ткань мышей линии DBA/2 135
3.2.3. Влияние циклофосфана на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности мышей линии DBA/2 138
3.3. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии C57Bl/6 на введение тимусзависимого антигена и циклофосфана 147
3.3.1. Состояние кроветворной ткани мышей после однократного введения циклофосфана и иммунизации тимусзависимым антигеном 147
3.3.2. Влияние циклофосфана и тимусзависимого антигена на лимфоидную ткань мышей линии С57В1/6 149
3.3.3. Влияние циклофосфана на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности мышей линии СС57В1/6 151
3.4. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии BALB/c на введение тимусзависимого антигена и циклофосфана 161
3.4.1. Состояние кроветворной ткани мышей после однократного введения циклофосфана и иммунизации тимусзависимым антигеном 161
3.4.2. Влияние циклофосфана и тимусзависимого антигена на лимфоидную ткань мышей линии BALB/c 163
3.4.3. Влияние циклофосфана на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности мышей линии BALB/c 165
3.5. Реакции кроветворной и иммунной систем мышей линии CC57W на введение тимусзависимого антигена и циклофосфана 170
3.5.1. Состояние кроветворной ткани мышей после однократного введения циклофосфана и иммунизации тимусзависимым антигеном 170
3.5.2. Влияние циклофосфана и тимусзависимого антигена на лимфоидную ткань мышей линии CC57W 172
3.5.3. Влияние циклофосфана на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности мышей линии CC57W 174
3.6. Коррекция иммунодефицитного состояния у мышей линии СВ A/CaLac препаратами природного происхождения 178
3.6.1. Показатели кроветворной и иммунной систем мышей линии CBA/CaLac, получивших эритроциты барана после воздействия циклофосфана, на фоне введения экстракта шлемника байкальского 178
3.6.2. Показатели кроветворной и иммунной систем у мышей линии CBA/CaLac, иммунизированных после воздействия циклофосфана,на фоне введения пантовита 198
3.6.3. Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии CBA/CaLac, настойкой эхинацеи пурпурной 211
3.6.4. Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии DBA/2, экстрактом бадана толстолистого 216
3.6.5. Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии CBA/CaLac, настойкой пиона уклоняющегося 220
3.6.6. Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии CBA/CaLac, экстрактом лабазника вязолистного 224
3.6.7. Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии CBA/CaLac, экстрактом душицы обыкновенной 229
Глава 4. Обсуждение полученных результатов 234
Выводы 384
Список литературы 388
- Ранние эффекты повреждающего действия противоопухолевых препаратов
- Состояние кроветворной ткани мышей линии СВА/Са Lac после однократного введения циклофосфана в МПД и иммунизации ти-мусзависимым антигеном
- Влияние циклофосфана на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности мышей линии BALB/c
- Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии CBA/CaLac, экстрактом лабазника вязолистного
Введение к работе
Актуальность исследования. Одним из важных вопросов в медицинской практике является учет индивидуальной чувствительности особей на однотипное воздействие. Применение знаний такого рода позволяет выбрать патогенетически обоснованную терапию, что, способствует положительному эффекту и практически исключает возможность проявления побочного действия от лечения.
Иммунная и кроветворная система являются одними из основных индикаторов гомеостаза организма и осуществляют компенсаторно-приспособительные реакции при воздействии какого-либо раздражителя [Лаврова B.C., Чердынцева Н.В., Васильев Н.В. и соавт., 1992; Капля О .А, Шерстобоев Е.Ю., Зуева Е.П. и соавт., 2004; Ichiki Y., TakenoyamaM., Mizukami М. е.а., 2004; Isenberg J.S., 2004]. Иммунные механизмы защиты срабатывают всегда, когда конкретный организм сталкивается с тем или иным чужеродным в антигенном отношении материалом - будь то бактерии, вирусы, мутационно измененные собственные клетки тела, тканевые или органные трансплантаты или простые химические соединения, которым приданы иммуногенные свойства [Быкова АА, ЮшковаТ.А, 1997; Селиванов Е.В., 1998; Булыгин Г.В., Кам-залаковаН.И., Андрейчиков А.В., 1999; Коненков В.И., 1999]. В восстановлении гомеостаза значительную роль играет и кроветворная система [Гольдберг Е.Д., Дыгай AM., Жданов В.В., 2000]. К тому же известно, что существует взаимное регуляторное влияние кроветворной и иммунной систем друг на друга [Гольдберг Е.Д., Дыгай AM., Шерстобоев Е.Ю., 2001; Козлов В.А, 2002].
Удобным объектом для исследования особенностей в реагировании систем организма при однотипных воздействиях являются генетически отличающиеся линейные мыши. Отбор и инбридинг лабораторных животных позволили закрепить некоторые, относительно редко встречающиеся в популяции признаки и использовать ин-бредные линии мышей в качестве разных биологических моделей [Бландова З.К., Душкин В.А, Малашенко AM., и соавт., 1983; Девойно Л.Б., Ашерина Е.Л., Подгорная Е.К. и соавт., 2000]. Для изучения реакций иммунной системы на антиген, часто используется введение животным тимусзависимого антигена как наиболее часто встречающегося в природе [Брин Е.В., Утешев Б.С., 1995; Быкова АА, Юшкова Т.А., 1997; Абрамов В.В., 1998; Галактионов В.Г., 1998; Hartmann СВ., McCoy K.L., 2004]. Существуют разрозненные сведения о линиях мышей, генетически отличающихся по силе иммунного ответа и реакции кроветворной системы на тимусзависимый антиген [Козлов В. А, Журавкин И. К, Цырлова И. Г., 1982; Бландова З.К., Душкин В.А, Малашенко AM. и соавт., 1983]. Различия в иммунных реакциях на один итотже антиген у мышей разных линий позволяют предположить наличие количественных и функциональных отличий в фоновом пуле иммунокомпетентных клеток. Возможно, этот фактор является одним из важных в объяснении существования животных различных по генотипу, отличающихся высокой и низкой степенью предрасположенности к развитию определенных патологических состояний, например, онкологических заболеваний [Бландова З.К., Душкина ВА, Малашенко AM., 1983]. Вероятно предположить, что на фоне развивающегося патологического процесса формирование иммунного ответа будет у разных линий также отличным друг от друга. Изучение таких особенностей является важным в плане прогнозирования осложнений заболевания. Например, часто развитие опухолевого процесса сопровождается присоединением вторичного иммунодефицита, а применение противоопухолевых препаратов усугубляет это состояние, приводя к срыву функционирования как иммунной, так и кроветворной систем. Существуют данные о побочных эффектах, связанных с действием
РОС Й/ЩИОИЛЛЬП** I БИБЛИОТЕКА I . srsw
противоопухолевых препаратов на эти системы, регистрирующихся не только в ранние, но и в отдаленные сроки после его воздействия [Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., 1986; Козинец Г.И., Котельников В.М., Бергер И.И., 1986; Гольдберг В.Е., Дыгай A.M., Новицкий В.В., 1992; WakizakaY., Yang Z.В., Hosokawa М. е.а., 1993; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Жданов В.В., 2000]. В результате иммунного дисбаланса, инициированного противоопухолевой терапией, возможно и (или) прогрессирование новообразования, и (или) возникновение новой опухоли, отличающейся по морфогенезу от первичной [Гершанович М.Л., 1982; Gale R.P., 1985; Киселев А.В., Гордина ГА., Дурнов Л.А. и соавт., 1987; Hoffman M.S., Roberts W.S., Peter B.C. е.а., 1988]. Вероятность развития иммунодефи-цитного состояния в процессе лечения противоопухолевыми препаратами, делает актуальной для исследователей тему поиска корректоров побочных эффектов данного ряда лекарственных средств. В этой связи, несомненный интерес представляют препараты природного происхождения, не обладающие токсическими свойствами, характерными для синтетических лекарственных средств [Зуева Е.П., 1999, 2004; Гольдберг Е.Д., Зуева Е.П., 2000; Поветьева Т.Н., 2002; Аксиненко С.Г., Горбачева А.В., Климентова ДА., 2004; Капля О.А., Шерстобоев Е.Ю., Зуева Е.П. и соавт., 2004].
Таким образом, предполагаемые различия в реагировании иммунной и кроветворной систем, вследствие индивидуальной чувствительности, у животных разных линий на введение чужеродного антигена после воздействия противоопухолевых препаратов, вызывают научный интерес в области расшифровки механизмов регуляции иммунного ответа в вышеописанных условиях. Кроме того, в случае индукции введением противоопухолевых препаратов вторичного иммунодефицитного состояния требуется поиск методов коррекции побочных эффектов.
Нель исследования. Изучить особенности в реагировании иммунной и кроветворной систем на тимусзависимый антиген у мышей с разным генотипом после введения противоопухолевого препарата (циклофосфан) и провести коррекцию выявленных изменений препаратами природного происхождения.
Задачи исследования.
Изучить особенности реагирования кроветворной системы на тимусзависимый антиген у мышей разных линий.
Изучить различия в реакции кроветворной системы у мышей разных линий на введение циклофосфана.
Выявить различия в реагировании кроветворной системы на тимусзависимый антиген у мышей разных линий в ранние и отдаленные сроки после введения циклофосфана.
Выявить общие закономерности и особенности формирования иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном, у животных с разным генотипом.
Изучить особенности формирования иммунного ответа на тимусзависимый антиген у генотипически различных животных в ранние и отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата.
Исследовать возможность коррекции изменений, вызванных введением цик-лофосфана, у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2 с помощью препаратов природного происхождения.
Выбрать наиболее эффективный препарат природного происхождения для коррекции иммунодефицитного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии СВА/Са Lac.
Положения, выносимые на защиту.
Существуют различия в реагировании клеток кроветворных органов и иммунной системы у мышей линий СВА/Са Lac, С57В1/6, DBA/2, BALB/c и CC57W на введение тимусзависимого антигена, циклофосфана.
Введение антигена мышам линии СВА/Са Lac приводит к стимуляции в костном мозге лимфоидного, у С57В1/6, BALB/c и CC57W миелоидного ростка кроветворения. У мышей линии DBA/2 происходит угнетение гемопоэза, у мышей линий С57В1/6 и CC57W эритроидного, у С57В1/6 и BALB/c лимфоидного (кратковременно) ростка кроветворения. Иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линии СВА/Са Lac, DBA/2, С57В1/6, BALB/c и CC57W приводит к стимуляции лимфоидного ростка кроветворения в селезенке и тимусе и эритроидного в селезенке.
Угнетение лимфоидного и эритроидного ростков кроветворения в костном мозге после введения циклофосфана наблюдается у мышей всех изученных линий, кроме лимфоидного у CC57W (увеличение их числа); стимуляция миелоидного ростка отмечена у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6 и CC57W, подавление у мышей линий DBA/2 и BALB/c. В селезенке у мышей линий СВА/Са Lac, С57В1/6 и DBA/2 (кратковременно) после введения циклофосфана наблюдается снижение содержания лимфоидных элементов, а у BALB/c и CC57W - увеличение, наряду со стимуляцией миелоидного и эритроидного ростка у мышей всех исследуемых линий, кроме DBA/2. В тимусе снижение числа лимфоидных клеток наблюдается у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и у CC57W (кратковременно), у мышей линии С57В1/6 их количество значительно не меняется, а у мышей линии BALB/c увеличивается. В отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линии СВА/Са Lac и DBA/2 происходит восстановление показателей, но в дальнейшем наблюдаются признаки дезорганизации морфологического состава в костном мозге, гиперплазия селезеночного кроветворения и увеличение с последующим снижением числа лимфоидных элементов в тимусе у мышей линии DBA/2.
После введения тимусзависимого антигена у мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан, происходит более раннее восстановление морфологического состава клеток в кроветворных и лимфоидных органах, у мышей линии С57В1/6 и BALB/c - в костном мозге, относительно значений у мышей, получивших только цитостатик. У мышей линии CC57W происходит уменьшение количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, у CC57W, BALB/c и С57В1/6 содержания лимфоидных элементов в селезенке и тимусе. Иммунизация мышей линии СВА/Са Lac и DBA/2 в отдаленные сроки после введения циклофосфана приводит к дезорганизации морфологического состава кроветворных и лимфоидных органов, при этом содержание клеток в них выше, чем у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения цитостатика.
По ответу на тимуезависимый антиген мыши делятся на высокоотве-чающих (СВА/Са Lac и DBA/2), среднеотвечающих (BALB/c) и низкоотвечающих
(C57B1/6 и CC57W). У мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофос-фан, происходит угнетение формирования первичного гуморального иммунного ответа на тимусзависимый антиген, а у мышей линий C57BI/6, BALB/c и CC57W активация. У мышей линии СВА/Са Lac, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, наблюдается угнетение первичного гуморального иммунного ответа (накопление антителообразующих клеток и синтез ими специфических иммуноглобулинов), у BALB/c (содержание клеток-антителопродуцентов) и DBA/2 (синтетическая способность антителообразующих клеток) соответствует таковому у только иммунизированных мышей.
6. Циклофосфан приводит к изменениям в кроветворной и иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 характерным для иммунодефицитного состояния. Применение экстракта шлемника байкальского либо пантовита у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан, приводит к ускорению регенераторных процессов в исследуемых органах за счет активации практически всех ростков кроветворения (помимо лимфоидного в тимусе и селезенке у мышей, получивших панто-вит). Применение в качестве корректоров иммунодепрессии у мышей линии СВА/Са Lac пантовита, настоек эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося, экстрактов шлемника байкальского, лабазника вязолистного и душицы обыкновенной позволило выявить, что наиболее эффективным является пантовит.
Научная новизна. Впервые проведено подробное изучение реакций кроветворной системы на тимусзависимый антиген у мышей разных линий (СВА/Са Lac, DBA/2, С57В1/6, BALB/c, CC57W). Выявлены различия в реагировании костномозгового кроветворения. Показано, что у мышей линии СВА/Са Lac наблюдалась стимуляция, а у мышей линии DBA/2 подавление практически всех ростков кроветворения. У мышей линий С57В1/6, BALB/c и CC57W уменьшалось количество лимфоидных и эритроидных клеток и увеличивалось содержание миелоидных. В селезенке и тимусе у мышей всех изученных линий наблюдается однотипная реакция стимуляции лимфоидного и в селезенке - эритроидного ростка гемопоэза.
В работе показано существование различий в чувствительности клеток кроветворных и, в большей степени, лимфоидных органов у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2, С57В1/6, BALB/c и CC57W на введение циклофосфана в дозе 250 мг/кг. У мышей всех изучаемых линий наблюдалось снижение числа лимфоидных (у CC57W кратковременно), эритроидных, а у DBA/2 и BALB/c и миелоидных клеток в костном мозге, наряду с увеличением количества миелоидных (у СВА/Са Lac, С57В1/6 и CC57W) элементов. Введение циклофосфана приводило к снижению содержания лимфоидных элементов в селезенке у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6 и DBA/2 (кратковременно), к их увеличению у BALB/c и CC57W и возрастанию количества миелоидных и эритроидных элементов у мышей всех исследуемых линий, кроме DBA/2. Применение циклофосфана приводило к снижению числа лимфоидных клеток в тимусе у мышей линий СВА/Са Lac, DBA/2 и у CC57W (кратковременно), у мышей линии С57В1/6 их количество было в пределах интактных значений, а у мышей линии BALB/c увеличено.
Впервые изучены реакции кроветворных и лимфоидных органов в отдаленные сроки после введения циклофосфана у мышей линии DBA/2 и СВА/Са Lac. Показано, что у мышей указанных линий происходило восстановление к концу первого месяца исследования количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, увели-
чение числа миелоидных элементов (у мышей линии СВА/Са Lac). В последующем наблюдалось уменьшение содержания лимфовдных, эритроидных и миелоидных клеток у мышей линии DBA/2. В отдаленные сроки после введения циклофосфана наблюдалась гиперплазия селезеночного кроветворения и увеличение числа лимфовдных элементов в тимусе с последующим снижением у мышей линии DBA/2.
Впервые были проведены исследования по изучению реакций кроветворных и лимфовдных органов у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана. Показано, что иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан, приводила к ускоренному восстановлению количественного и качественного состава клеток во всех изучаемых органах, у мышей линии С57В1/6 и BALB/c - в костном мозге, относительно значений у мышей, получивших только цитостатик. У мышей линии CC57W происходило уменьшение количества лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, а у BALB/c, С57В1/6 и CC57W содержания лимфоидных элементов в селезенке и тимусе.
При исследовании кроветворных и лимфоидных органов мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, иммунизированных в отдаленные сроки после введения циклофосфана, было показано, что содержание лимфоидных и эритроидных клеток в костном мозге, лимфоидных элементов в селезенке и тимусе выше, чем у мышей этих линий, иммунизированных в ранние сроки после введения цитостатика.
Проведенные эксперименты позволили выделить высокоотвечающие (СВА/Са Lac и DBA/2), среднеотвечающие (BALB/c) и низкоотвечающие (С57В1/6 и CC57W) линии мышей по ответу натимусзависимый антиген.
Введение циклофосфана мышам линий СВА/Са Lac и DBA/2, приводит к угнетению первичного гуморального иммунного ответа на тимусзависимый антиген, вследствие подавления функциональной активности иммунокомпетентных клеток и уменьшения их количественного состава
Впервые показано, что у мышей линий С57В1/6, BALB/c и CC57W, получивших циклофосфан, происходит активация первичного гуморального иммунного і/гве-та, что обусловлено сохранением числа и функциональной активности иммунокомпетентных клеток.
В отдаленные сроки после введения циклофосфана мышам линии СВА/Са Lac, происходит угнетение первичного гуморального иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном. У мышей линии DBA/2 восстанавливается синтетическая способность клеток-антителопродуцентов, у мышей линии BALB/c - количество аитителообразующих клеток до уровня у только иммунизированных мышей.
Изменения в кроветворной и иммунной системе мышей линий СВА/Са Lac и DBA/2, получивших циклофосфан в дозе 250 мг/кг, можно охарактеризовать как им-мунодефицитное состояние.
Показано, что применение экстракта шлемника байкальского либо пантовита у мышей линии СВА/Са Lac, получивших циклофосфан, приводит к ускорению регенераторных процессов в исследуемых органах за счет активации практически всех ростков кроветворения (кроме лимфоидного в тимусе и селезенке у мышей, получивших пантовит).
Впервые изучены механизмы коррекции иммунодепрессии у мышей линии СВА/Са Lac препаратами природного происхождения. Показано, что применение пантовита, настоек эхинацеи пурпурной и пиона уклоняющегося и экстракта шлемника байкальского после введения циклофосфана приводит к восстановлению дина-
мики образования антителообразующих клеток до уровня у иммунизированных животных; после применения пантовита, экстрактов лабазника вязолистного, душицы обыкновенной и шлемника байкальского наблюдается усиление синтетической активности клеток - антителопродуцентов; курсовое введение пантовита, настойки пиона уклоняющегося, экстрактов лабазника вязолистного и душицы обыкновенной приводит к стимуляции неспецифической резистентности (фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов). Наиболее эффективным корректором иммунодефицит-ного состояния у мышей линии СВА/Са Lac, вызванного введением циклофосфана, является пантовит.
Практическое значение работы, Данные, полученные в ходе работы, значительно расширяют представление об особенностях реагирования кроветворной и иммунной систем на введение тимусзависимого антигена и циклофосфана у мышей линий СВА/Са Lac, C57BI/6, DBA/2, BALB/c и CC57W. В частности, показаны различия в чувствительности клеток костного мозга, тимуса и селезенки, а также клеток, участвующих в формировании иммунного ответа у мышей разных линий к антигену и цик-лофосфану. Благодаря этому удалось внести вклад в понимание общих закономерностей и особенностей развития иммунного ответа, стимулированного тимусзависимым антигеном, в ранние и отдаленные сроки после введения противоопухолевого препарата у мышей исследованных линий. Использование модели циклофосфановой имму-нодепрессии позволило вскрыть некоторые механизмы действия препаратов природного происхождения, что позволит использовать их в качестве патогенетически обоснованных корректоров.
Апробация работы. Материалы диссертации докладывались и обсуждались на Ш-м Съезде физиологов Сибири и Дальнего Востока (Новосибирск, 1997); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1997); на юбилейной конференции, посвященной 35-летию ЦНИЛ г. Томска «Медико-биологические аспекты нейро-гуморальной регуляции» (Томск, 1997); на конференции, посвященной 15-летию НИИ фармакологии ТНЦ СО РАМН «Актуальные проблемы фармакологии и поиска новых лекарственных препаратов» (Томск, 1999); на международной научной конференции «Поиск, разработка и внедрение новых лекарственных средств и организационных форм фармацевтической деятельности» (Томск, 2000); на 2-й Российской конференции молодых ученых России с международным участием «Фундаментальные науки и прогресс клинической медицины» (Москва, 2001); на научной молодежной конференции СО РАМН «Фундаментальные и прикладные проблемы современной медицины» (Новосибирск, 2001); на конференции «Актуальные проблемы экспериментальной и клинической фармакологии» (Томск, 2000, 2001); на IV съезде физиологов Сибири с международным участием (Новосибирск, 2002); на Всероссийской конференции «Компенсаторно-приспособительные процессы: фундаментальные и клинические аспекты» (Новосибирск, 2002); на конференции «Актуальные проблемы фармакологии» (Томск, 2004).
Публикации. По теме диссертации опубликовано 38 научных работ, из них 13 -в центральных журналах.
Объем и структура работы,
Диссертация представлена в двух томах. Том I изложен на 440 страницах машинописного текста и состоит из введения, четырех глав, выводов, списка литературы. Том II (приложение) - на 146 страницах. Работа иллюстрирована 52 рисунками и 139 таблицами (таблицы 14-139 размещены в приложении). Библиографический указатель включает 557 источников, из них 412 отечественных и 145 иностранных.
Ранние эффекты повреждающего действия противоопухолевых препаратов
Применяемые в онкологической практике противоопухолевые препараты обладают достаточно низкой избирательной способностью и, вследствие высокой чувствительности к активнопролиферирующим клеткам, помимо опухолевых, воздействуют и на нормальные клетки кроветворных и лимфондных органов, эпителий желудочно-кишечного тракта, слизистые оболочки, волосяные фолликулы, пролиферирующие ткани репродуктивных органов. На протяжении многих лет исследователями накапливается материал по вопросам изучения реакций этих систем у животных и человека в ответ на введение противоопухолевых препаратов [Антн-пов И.Г., Гольдберг Д.И., Гольдбсрг Е.Д. и соавт., 1972; Козинец Г.И., Иванова Л.Е., Руднева НА, Кузнецова Т.В., 1982; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Карпова Г.В., 1983; Имханова М.А., Митряева Н.А., Гайсснюк Л. А., 1985; Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., 1986; Luebke R.W., Rogers R.R., Riddle М.М. е. а., 1987; Nikcevich D.A., Duffie G.P., Young M.R. e.a., 1987; Степовая E.A., 1991; Гольдберг B.E., Дыгай A.M., Новицкий В.В., 1992; Anne S.C., Lorenzo D., Massimo M. e. a., 1996; Bryniarski K., Ptak M., Ptak W., 1996; Matsuzaki G., Li X.Y., Ohyama Y. e.a., 1996; Гольдберг Е.Д., Дыгай A.M., Хлусов И.А., 1997; Магомедова А.У., Андреева Н.Е., 1997; Городецкий В.М., 1998; Гусева Н.В., Дурнев А.Д., Плесковская Г.Н., Середе-нии СБ., 1998; Sazaki G., Satoh Т., Yokozeki Н. e.a., 2000; Ben-Hur Н., Kossoy G., Tendler Y. e.a., 2002; Rabinovich G.A., Rubinstein N., Matar P., 2002; Binotto G., Trenin L., Semenzato G., 2003; Hadden J.W., 2003].
Экспериментальными данными показано, что имеются различия в чувствительности здоровых тканей на противоопухолевые препараты, в том числе это касается и системы крови. Например, эритроидный росток кроветворения наиболее чувствителен к токсическому действию антибиотиков антрациклинового ряда (фарморубицина, карминомицина, рубомицина, эпирубицина), применяемых как однократно в ЛД50/30, МПД, так и курсом [Пичугина Т.В., 1983; Новицкий В.В., Пичугина Т.В., Гольдберг Е.Д., 1984; Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., 1986; Колмогорова Л.А., Карпова Г.В., Гольдберг В.Е, 1990; Гольдберг Е.Д., Карпова Г.В., Колмогорова Л.А и соавт., 1991]. К спиробромину, введенному однократно мышам в дозе 500 мг/кг [Таран Н.И., 1985], и 5-фторурацилу (5-ФУ), введенному крысам и белым мышам в дозе 140, 125 мг/кг или мышам линии СВА в МПД [Мслик-Гайказян Е.В., 1980; Кафтановская Е.М., Михайлова Т.Н., Зингер Г.В., 1983; Мина-кова МЛО., 1997], также выявлена наибольшая чувствительность эритроидных элементов костного мозга с развитием анемии и ретикулоцитопении в периферической кровн. Введение 5-ФУ приводит к глубокой депрессии числа кроветворных клеток-предшественников. При этом увеличение выхода прекурсоров типа КлОЕ-Э мало выражено, а стимуляция роста эритроидных колоний наблюдается только к 14-16 суткам [Минакова МЛО., 1997]. Введение веиезида в МПД крысам приводит в первые часы его действия к снижению числа эритроцитов, интенсивному гемоли 36 зу клеток, уменьшению КОЕ-Э с восстановлением обнаруженных изменений к 21-28 сут [Карпова Г.В., Фомина Т.И., Ветошкина Т.В. н соавт., 1998].
Несмотря на то, что эритропоэз менее чувствителен к воздействию цикло-фосфана, содержание эритрокариоцитов в костном мозге уже на 2 сутки после его введения мышам однократно в МПД составляет всего 0,72%, а число ретикулоци-тов в течение 3-4 дней снижается до 7-10% от фона [Valeriote F.A., Collins Р.С., Bruce W.R., 1968; Минакова М.Ю., 1997]. Восстановление данных показателен происходит к 14-16 и 9 суткам соответственно. Дальнейшее возрастание содержания молодых форм эритроцитов приводит к развитию ретикулоцитоза с нормализацией их числа к 14-16 суткам исследования. Введение циклофосфана в дозе 100 мг/кг [Talmadge J.E., Jeckson J.D., Borgeson CD. e.a, 1994] также способствует уменьшению количества ретикулоцитов на 3-4 день опыта с последующим быстрым возрастанием и нормализацией изучаемого показателя в более ранний период (к 8-11 дню).
К действию противоопухолевых препаратов чувствительны и другие ростки кроветворения. После однократного введения 5-ФУ в МПД мышам линии СВА максимальная депрессия общего количества миелокариоцитов отмечается на 5 сутки и сопровождается выраженными изменениями колонне- и кластсрообразующей способности костного мозга. Введение цитостатика приводит к глубокой депрессии числа кроветворных клеток-предшественников со 2 по 6 сутки. Снижение общего содержания ядерных клеток костного мозга характеризуется длительным уменьшением количества лимфоидных элементов, моноцито-макрофагальных клеток. Подавление костномозгового граігулоцитопозза сопровождается выраженным снижением числа нейтрофильных и эозинофильных граігулоцнтов в периферической крови мышей вплоть до полного их исчезновения в гемограммах с 5 по 9 сутки. Восстановление показателей наблюдается к 14 суткам эксперимента [Минакова М.Ю., 1997].
В опытах с вспезидом выявлено, что однократное введение его в МПД крысам приводит к снижению клеточности костного мозга за счет уменьшения абсолютного содержания гранулоцитов, лимфоцитов и моноцитов [Карпова Г.В., Фомина Т.Н., Тимина Е.А. и соавт., 1998]. Глубокая лейкопения отмечается на 2-7 сутки после введения этого противоопухолевого препарата. Она обусловлена сннже 37 ниєм числа нейтрофильнвых гранулоцитов (на 5 сутки) и более длительной лим-фоцитопенией (со 2 по 21 сутки). Нормализация показателей костного мозга и периферической крови начинается с 7 суток за счет увеличения количества незрелых форм миелоидных клеток, фигур их митозов и зрелых нейтрофилов (в костном мозге), нейтрофилов и моноцитов (в периферической крови). Однако к 21-28 суткам эксперимента вновь умеренно снижается клеточность костного мозга за счет уменьшения числа зрелых нейтрофилов и лимфоцитов [Карпова Г.В., Фомина Т.Н., Тимина Е.А. и соавт., 1998].
Фарморубицин, введенный однократно в МПД и курсом, приводит к развитию у мышей в периферической крови кратковременной умеренной лейкопении с максимумом депрессии на 5 сутки, которая обусловлена в основном снижением содержания лимфоцитов. В костном мозге также отмечается уменьшение количества лимфоцитов и зрелых нейтрофилов [Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., 1986; Колмогорова Л.А., Карпова Г.В., Гольдберг В.Е., 1990; Гольдберг Е.Д., Карпова Г.В., Колмогорова Л.А. и соавт., 1991]. Карминомицин характеризуется более значительным, но менее продолжительным по времени миелоингнбирующнм эффектом, в отличие от дауномицина [Новицкий В.В., Пичугина Т.В., Гольдберг Е.Д., 1984; Гольдберг Е.Д., Новицкий В.В., Фурсов С.Е., 1988]. Однократное его введение вызывает у крыс резкое угнетение костномозгового кроветворения уже в ранние сроки эксперимента, которое сопровождается глубоким нарушением пролнферативной деятельности клеток центрального кроветворного органа. На фоне опустошения костного мозга доминируют атипичные бластныс формы, начинающие дифферен-цировку в сторону элементов нейтрофильного ряда. Обладая выраженным мутагенным действием, антибиотик индуцирует в клетках костного мозга крыс аберрации хроматидного типа [Пичугина Т.В., 1983; Новицкий В.В., Пичугина Т.В., Гольдберг Е. Д., 1984].
Введение эпирубицина мышам линии СВА в МПД (7,8 мг/кг) и курсом -1/5МПДх5 вызывает образование в костном мозге клеток с цитогенетическими нарушениями с максимумом на 24-48 часов. В периферической крови возрастает количество эритроцитов с микроядрами, имеющими, по существующей гипотезе, происхождение ацентрических фрагментов хромосом [Гольдберг Е.Д., Карпова Г.В., Колмогорова Л.А. и соавт., 1991]. По выраженности мутагенного эффекта ак 38 тивность антибиотиков антрациклинового ряда убывает в направлении кармино-мицин-» доксорубицин-» дауномицин [Новицкий В.В., Гольдберг Е.Д., Хлусова МЛО., 1986]. Из всех антибиотиков антрациклинового ряда наименее токсичным в острых и хронических опытах на различных видах животных является акларубицин [Вядро М.М., Егоренко Г.Г., 1988].
В костном мозге грызунов после введения циклофосфана наблюдается депрессия миело- и лимфопоэза [Юмашева М.А., Фонталин Л.Н., Поверенный A.M., 1973; Шерстобоев ЕЛО., 1992; Кудасва И.В.,1997; Минакова МЛО., 1997; Arrym J., 2003]. Так, в экспериментах на мышах и крысах [Дыгай A.M., Гольдберг Е.Д., Бо-гдашин И.В. и соавт., 1995] показано, что однократные максимально переносимые дозы циклофосфана снижают общее содержание клеток в костном мозге и периферической крови. Максимальное уменьшение числа ядросодержащих клеточных элементов до 15% от исходного уровня у мышей линии СВА наблюдается на 3 сутки эксперимента за счет угнетения гранулоцитарного и эритроидного ростков ге-мопоэза. В последующие сроки у мышей, получивших циклофосфаи, кроветворение восстанавливается.
Применение циклофосфана вызывает экспоненциальное уменьшение фракции колониеобразующих клеток в костном мозге мышей [Bruce W.R., Meeker В.Е., Valeriote F.A., 1966; Brown C.H., Carbone P.P., 1971; Минакова МЛО., 1997]. Однократное введение цитостатика в дозе 275 мг/кг приводит к значительному снижению колониеобразующих клеток в костном мозге уже через сутки, однако через 3-4 суток число их восстанавливается. Нормализация общего количества ядросодержащих клеток костного мозга и лейкоцитов периферической крови наблюдается только к 6-8 дню опыта [De Wys W., Goldvin A., Mantel N., 1970]. При этом в большей мере страдают малые лимфоциты, чем полиморфонуклеарные клетки, моноциты и большие лимфоциты [Friend W., Jonson С, 1968; Lemmel Е.М., Hurd Е., ZifF М., 1970].
Состояние кроветворной ткани мышей линии СВА/Са Lac после однократного введения циклофосфана в МПД и иммунизации ти-мусзависимым антигеном
Изучение влияния иммунизации на клеточный состав костного мозга мышей линии СВА/Са Lac показало, что на 7 сут после антигенной стимуляции было достоверно увеличено по сравнению с ннтактными животными общее количество миелокариоцитов (р 0,05). Наблюдалось высокое содержание лимфоцитов, сохранившееся до 14 сут (р 0,05), недифференцированных бластов (до 21 сут) и ретикулярных клеток (р 0,05) (приложение: табл. 14). На 21 сут опыта было отмечено некоторое снижение числа ядросодержащих клеток но сравнению с группой интакт-ных мышей (р 0,05), в основном благодаря уменьшению количества зрелых ней-трофильных лейкоцитов, сохранившемуся на этом уровне до 30 сут, и моноцитов (р 0,05) (приложение: табл. 14).
После однократного введения циклофосфана в МПД низкое по сравнению с интактной группой мышей содержание общего количества миелокариоцитов сохранилось до 18 сут эксперимента (приложение: табл. 15). Депрессия была обусловлена, как показал анализ миелограмм, значительным снижением абсолютного числа лимфоцитов - на 55,37-60,65% от фона (на 8 и 11 сут), клеток эритроидного ряда - на 55,87-78,95% и мегакариоцитов (с 8 по 18 сут), эозинофилов (р 0,001) и митозов клеток мнелоидного ряда - на 8 сут (р 0,05), а также зрелых нейтрофнль-ных лейкоцитов - на 11 сут (р 0,05). При этом на 8 сут опыта по сравнению с данными у интактных животных было увеличено количество незрелых нейтрофилов на 59,23% (p 0,01) и недифференцированных бластов (р 0,01). К 25 сут общее число ядросодержащих клеток костного мозга мышей опытной группы достоверно не отличалось от такового у интактных мышей (приложение: табл. 15).
У мышей, иммунизированных на 4 сут после однократного введения циклофосфана (I схема), отмечалось снижение, по сравнению с интактными животными, общего количества кариоцитов костного мозга в первую неделю после антигенного воздействия, с последующим увеличением его к 21 сут (приложение: табл. 16). Анализ миелограмм позволил установить, что депрессия общего числа миелока-риоцитов была связана с низким содержанием абсолютного количества лимфоид-ных и эритроидных клеток и мегакариоцитов, а также, эозинофилов - на 4 сут и митозов клеток миелоидного ряда - на 7 сут. Однако число нейтрофнльных лейкоцитов и недифференцированных бластов на 4 сут эксперимента в этой группе превышали фоновые значения. Повышенное по сравнению с интактными животными содержание общего числа миелокариоцитов на 21 сут опыта было связано с увеличением количества лимфоцитов, недифференцированных бластов и ретикулярных клеток (высокий уровень последних сохранился до 21 сут опыта) (приложение: табл.16).
В период с 34 до 60 сут исследования в группе мышей, получивших цикло-фосфан, было зафиксировано увеличение относительно интактных животных общего числа миелокариоцитов за счет незрелых нейтрофильных лейкоцитов, недифференцированных бластов, ретикулярных клеток, а также на 34 сут - миелобла-стов, на 37 сут - эозинофилов, на 60 сут - эритроидных клеток (приложение: табл. 17). Наряду с этим, на 44 сут было уменьшено количество эозинофилов, на 51 сут -зрелых нейтрофилов, с 34 по 60 сут - митозов клеток миелоидного ряда, на 34 и 51 сут - плазматических клеток, на 37 и 51 сут - мегакариоцитов, с 44 по 60 сут - моноцитов (приложение: табл. 17).
Исследование показателей костного мозга мышей, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана, позволило установить перераспределение морфологического состава исследуемого органа без достоверного изменения общего количества миелокариоцитов (приложение: табл. 18). Так, было выявлено снижение по сравнению с интактными животными абсолютного числа митозов клеток миелоидного ряда и повышение содержания недифференцированных бластов с 4 по 30 сут после антигенного воздействия. Кроме этого обращало на себя внимание более высокое, чем у интактных мышей, количество лимфоцитов - на 7 сут (р 0,05), незрелых нейтрофилов и ретикулярных клеток - на 14 сут (р 0,01 соответственно) и низкое содержание зрелых нейтрофильных лейкоцитов и моноцитов - на 7 сут, эритрондных клеток - на 14 сут и плазматических клеток - на 7 сут эксперимента (приложение: табл. 18).
Таким образом, в костном мозге у иммунизированных мышей линии СВА/Са Lac наблюдалось возрастание преимущественно числа лимфоидных клеток относительно показателей у интактных животных. Однократное введение циклофосфана приводило к уменьшению количества лимфоидных, миелоидных и эритрондных клеток с возрастанием их количества (помимо лимфоцитов) в более отдаленные сроки исследования. У мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, наблюдалось снижение числа лимфоидных и эритрондных клеток и высокое содержание миелоидных клеток с последующим увеличением количества лимфоцитов по сравнению с интактными животными. В костном мозге мышей, получивших антиген на 30 сут после введения противоопухолевого препарата, было выявлено повышение содержания лимфоидных и незрелых миелоидных клеток наряду с низким числом миелоидных, моноцитарных и эритрондных клеток.
В ходе исследования было выявлено, что у мышей, иммунизированных тимуезависимым антигеном, содержание лейкоцитов на протяжении всего опыта практически не отличалось от интактных значений. Исключение составили 7 и 21 сут, когда этот показатель был снижен (р 0,05) (приложение: табл. 19) за счет уменьшения абсолютного количества палочкоядерных нейтрофильных лейкоцитов (р 0,05) и лимфоидных клеток (р 0,001). Наряду с этим наблюдалось также повышение по сравнению с интактными значениями содержания сегментоядерных нейтрофилов с 14 сут по 21 сут исследования (приложение: табл. 19).
После однократного введення цнклофосфана в МПД содержание лейкоцитов в периферической крови на 8 сут эксперимента было снижено по сравнению с ин-тактными показателями (р 0,05), преимущественно за счет низкого содержания абсолютного количества лимфоцитов (на 71,61%, р 0,001) и эозинофнлов (р 0,01) (приложение: табл. 20). В то же время, число сегмептоядерных пейтрофильных лейкоцитов превышало фоновые показатели с 8 (на 80,33%, р 0,001) по 34 (30,49%, р 0,01) сут и лишь на 18 сут было ниже па 21,31% (р 0,05). Лимфопения сохранилась до 25 сут опыта, когда в периферической крови животных, получивших циклофосфан, было также снижено количество моноцитов (р 0,05), а содержание палочкоядерных нейтрофилов было повышено (р 0,001) (приложение: табл. 20).
У мышей, иммунизированных на 4 сут после однократного введения цнклофосфана, отмечалось низкое, по сравнению с шггактными животными, содержание лейкоцитов в периферической крови на 7 и 14 сут (р 0,001 и р 0,01). Как показал анализ гемограмм, лейкопения у животных была обусловлена достоверным уменьшением содержания абсолютного числа лимфоцитов (с 4 по 14 сут). При этом было отмечено увеличение абсолютного числа сегмептоядерных нейтрофилов на 4 и 21 сут исследования (приложение: табл. 21).
На 34 и 60 сут после однократного введения цнклофосфана абсолютное количество лимфоцитов было снижено относительно иптактпых мышей (р 0,05), тогда как содержание сегмептоядерных нейтрофилов было достоверно выше. Также было выявлено увеличение числа моноцитов и палочкоядерных нейтрофилов на 37 и 51 сут эксперимента (приложение: табл. 22).
У мышей, иммунизированных на 30 сут после введения цнклофосфана, на 4 сут после антигенного воздействия было отмечено низкое, по сравнению с показателями у шпаклюй группы, содержание лейкоцитов в периферической крови, преимущественно за счет снижения абсолюлюго количества лимфоцитов, которое было также отмечено и на 14 сут. При этом число моноцитов превышало интактные значения уже с 4 сут, а количество сегмептоядерных нейтрофилов - с 7 сут. Злі показатели сохранились высокими до конца опыта. На 21 сут после иммунизации было выявлено низкое содержание эозинофильных лейкоцитов (р 0,01) (приложение: табл. 23).
Таким образом, у иммунизированных мышей наблюдалось перераспределение числа лимфоидных и мнелоидных клеток в периферической крови (повышение количества зрелых нейтрофильных лейкоцитов, уменьшение содержания молодых форм гранулоцитов и лимфоцитов) относительно интактных животных. В группе мышей, получивших циклофосфан, была выявлена длительно сохранившаяся лим-фопения и повышенное содержание мнелоидных клеток. В группе мышей, иммунизированных на 4 сут после введения цнклофосфана, число лимфоцитов в периферической крови было снижено (менее длительно, чем у животных, получивших только циклофосфан), а нейтрофильных лейкоцитов - повышено по сравнению с показателями у интактной группы. У животных, получивших антиген на 30 сут после введения цнклофосфана, уменьшение количества лимфоцитов было кратковременным, а содержание мнелоидных клеток оставалось высоким до конца эксперимента.
Влияние циклофосфана на некоторые показатели гуморального иммунитета и неспецифической резистентности мышей линии BALB/c
При изучении реагирования перитонеальных макрофагов на введение ТЗА выявлено значительное увеличение ФАПМ на 4 сут эксперимента (до 354,55% от фона, р 0,001) н сохранение высоким этого показателя на протяжении всего исследования (р 0,001) (рис. 4А). Введение циклофосфана приводило к стимуляции ФАПМ на 8 сут эксперимента до 377,62% относительно фона (р 0,001), сохранившейся высокой и в другие сроки наблюдения (рис. 4А). У мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, выявлено менее выраженное повышение ФАПМ, чем в контрольной группе и у мышей, получивших только цитостатик (к 4 сут-269,93% относительно фона, р 0,01) (рис. 4А).
В отдаленные сроки после введения циклофосфана наблюдалась активация ФАПМ на 34 сут (183,96% от фона, р 0,001) и в последующие дни исследования, но в меньшей степени, чем в ранние сроки (рис. 4Б). У животных, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана, показатели ФАПМ были высокими на протяжении всего исследования с пиком на 7 сут (552,45% относительно фона, р 0,001)(рис.4Б).
Таким образом, после иммунизации была выявлена активация фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов. После введения циклофосфана наблюдалось повышение исследуемого показателя, сохранившегося высоким на протяжении всего периода исследования. У мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения цитостатика, фагоцитарная активность была выше фонового уровня, но ниже, чем в группе животных, получивших антиген в отдаленные сроки после введения циклофосфана.
У иммунизированных мышей выявлено снижение содержания СЕ)4+-клеток в селезенке на 7 сут исследования (р 0,01 относительно фона) (табл. 2). После введения циклофосфана не наблюдалось достоверных изменений в изучаемом показателе относительно фона (табл. 2).
В группе мышей, получивших ТЗА, наблюдалось снижение числа CD8+-лимфоцитов в селезенке на 7 сут исследования (р 0,05 относительно фона) (табл. 2). После введения циклофосфана изучаемый показатель был выше фонового на 8 и 11 сут эксперимента (р 0,01 соответственно) (табл. 2).
Таким образом, у иммунизированных мышей было выявлено снижение на 7 сут опыта количества CD4 - и CD8+- лимфоцитов в селезенке относительно фона. У мышей, получивших циклофосфап, не было выявлено достоверных изменений в содержании С04+-лимфоцитов в селезенке, а уровень CD8+- лимфоцитов был выше, чем фоновый во все сроки наблюдения.
У иммунизированных мышей наблюдалось снижение пролиферативной активности Т-лимфоцитов селезенки, стимулированных Кон А, на 7 сут эксперимента (р 0,05 относительно фона) (табл. 3). Введение циклофосфана не приводило к достоверному изменению пролиферативную активность Т-лимфоцитов (табл. 3). После иммунизации была выявлена активация на 4 и 7 сут исследования пролиферативной активности стимулированных ЛПС В-лимфоцитов селезенки (р 0,05 относительно фона, соответственно) (табл. 3). В группе мышей, получивших циклофос-фаи, не было выявлено достоверных изменений в пролифератнвной активности В-лнмфоцитов (табл. 3).
Таким образом, иммунизация тимусзависимым антигеном приводила к угнетению пролифератнвной активности Т-лимфоцитов селезенки и стимулировала пролиферацию В-лимфоцитов. Введение циклофосфана не оказывало существенного влияния на пролиферативную активность Т- и В-лимфоцитов селезенки.
У мышей линии BALB/c, иммунизированных тимусзависимым антигеном, наблюдалось два пика накопления АОК в селезенке - на 4 и 14 сут (217,52% и 212,29% от фона, р 0,001). В группе животных, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, максимальное содержание АОК в селезенке отмечалось на 14 сут исследования (290,53% от фона, р 0,001). У мышей, иммунизированных на 30 сут после введения циклофосфана, пик накопления АОК в селезенке выявлен на 4 сут эксперимента (219,94% от фона, р 0,001) (рис. 4В).
При исследовании динамики выработки специфических антител у мышей, иммунизированных ТЗА, отмечено, что максимальный титр IgM-антител в сыворотке крови приходился на 4 сут (рис. 4Г), переключение на синтез IgG-антител происходило на 4 сут эксперимента с максимумом их содержания на 21 сут (рис. 4Д). У мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, пик накопления IgM-антител в сыворотке крови выявлен на 4 сут и был значительно выше, чем в группе иммунизированных мышей (р 0,01) (рис. 4Г). Переключение на синтез IgG-антител отмечено на 7 сут исследования (рис. 4Д).
Таким образом, у иммунизированных мышей наблюдалось два пика накопления антителообразующих клеток в селезенке - на 4 и 14 сут. Максимальная выработка IgM-антител приходилась на 4 сут, IgG-антител - на 21 сут. У мышей, иммунизированных на 4 сут после введения циклофосфана, накопление клеток антителопродуцентов отмечено на 14 сут, у мышей, получивших антиген на 30 сут после введения цитостатика — на 4 сут. Максимальный титр IgM-антител у животных, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, приходился на 4 сут, н был значительно выше, чем в группе иммунизированных мышей. Переключение на синтез IgG-антител выявлено на 7 сут.
В ходе экспериментов выявлено, что иммунизация тимусзависимым антигеном мышей линии BALB/c приводило к длительному снижению числа лимфоид-ных и зрелых миелоидных и кратковременному - эритроидных клеток в костном мозге, наряду с высоким содержанием лимфоидных элементов в периферической крови, тимусе, селезенке. Введение антигена стимулировало фагоцитарную активность перитонеальных макрофагов, снижает число CD4+- и CD84- лимфоцитов в селезенке, снижало пролиферативную активность Т-лимфоцитов селезенки и повышает - В-лимфоцитов селезенки, стимулировало накопление клеток-антителопродуцентов в селезенке и выработку ими специфических антител.
Введение циклофосфана приводило к длительно сохранившемуся уменьшению количества лимфоидных эритроидных и миелоидных клеток в костном мозге и периферической крови, наряду с увеличением числа лимфоидных и миелоидных элементов в тимусе и селезенке. Цнклофосфан оказывал стимулирующее действие на фагоцитарную активность перитонеальных макрофагов, увеличивал число CD8f-лимфоцитов в селезенке, не влиял на количество С04+-лимфоцитов в селезенке и на пролиферативную активность Т- и В-лимфоцитов селезенки.
У мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, наблюдалось кратковременное, но значительное снижение числа лимфоидных и эритроидных и более длительное — зрелых миелоидных элементов в костном мозге, тимусе (лимфоидные клетки), наряду с высоким содержанием лимфоидных и эритроидных клеток в селезенке, относительно мышей, получивших цитостатик.. Иммунизация мышей в ранние сроки после введения циклофосфана, стимулировала фагоцитарную активность перитонеальных макрофагов, способствовала отдалению срока максимального накопления антителообразующих клеток в селезенке, ускоряя переключение на синтез IgG-антител относительно иммунизированных мышей.
У мышей, иммунизированных в отдаленные сроки после введения цикдо-фосфана, наблюдалась значительная активация фагоцитарной активности перито-неальных макрофагов, ускорение накопления числа клеток-антителопродуцентов в селезенке.
Коррекция иммунодепрессивного состояния, вызванного введением циклофосфана мышам линии CBA/CaLac, экстрактом лабазника вязолистного
Введение циклофосфана приводило к снижению ФАПМ на 8 и 11 сут (р 0,001 относительно фона, соответственно) (рис. 9А). Курсовое применение экстракта лабазника вязолнстного способствовало снижению ФАПМ на 8 сут (р 0,05 относительно фона) и повышению на 11 сут (р 0,01 относительно фона) (рис. 9А). В группе мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолнстного и циклофосфан, наблюдалось снижение на 8 сут (р 0,01) и повышение на 11 сут (р 0,001) ФАПМ относительно группы животных, получивших только цитостатик. Причем, на 11 сут ФАПМ в группе мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолнстного и циклофосфан, была выше фонового уровня (р 0,05) (рис. 9А). У иммунизированных мышей не выявлено достоверных изменений ФАПМ на 4 сут эксперимента относительно фона. Курсовое применение экстракта лабазника вязолнстного у иммунизированных мышей не изменяло ФАПМ относительно группы животных, получивших только антиген (рис. 9Б).
В группе мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, не выявлено изменений в ФАПМ на 4 сут эксперимента относительно фона (рис. 9Б). После курсового применения экстракта лабазника вязолнстного у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, на 4 сут исследования ФАПМ была ниже фонового уровня (р 0,01) и достоверно не отличалась от показателя в группе животных, получивших циклофосфан и антиген (рис. 9Б).
Таким образом, курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у мышей, получивших циклофосфан, приводило к кратковременному угнетению фагоцитарной активности перитонеальных макрофагов с последующим ее повышением. Курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, не приводило к повышению изучаемого показателя, относительно животных, получивших цитостатик и антиген, и не достигало фонового уровня.
Максимальное содержание АОК в селезенке иммунизированных мышей и животных, получивших антиген после введения циклофосфана (контрольная группа), выявлено на 4 сут опыта. Уровень АОК в этой группе был ниже чем в группе иммунизированных мышей на 4 и 7 сут (р 0,05 и р 0,001, соответственно) (рис. 9В). Курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у иммунизированных мышей снизило уровень накопления АОК в селезенке, относительно группы животных, получивших только антиген, в большей степени на 7 сут (р 0,01) (рис. 9В).
У мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолистного, циклофосфан и антиген, отмечено низкое число АОК на 4 сут (р 0,001, относительно контрольной группы и только иммунизированных мышей) и повышение их уровня на 7 сут до значения в группе иммунизированных животных (рис. 9В).
У иммунизированных мышей максимальный титр IgM-антител в сыворотке крови был отмечен на 4 сут, в группе животных, иммунизированных после введения циклофосфана, - на 7 сут. В группе иммунизированных мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолистного, титр IgM-антител был максимальным на 7 сут. Курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у животных, иммунизированных после введения циклофосфана, приводило к увеличению на 4 сут титра IgM-антител в сыворотке крови, что превышало показатели в контрольной группе и у только иммунизированных животных (р 0,01, соответственно) (рис. 9Г).
Уровень IgG-антител в сыворотке крови иммунизированных мышей был высоким на 7 сут. У мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, изучаемый показатель был снижен на 4 сут, относительно контрольной группы (р 0,01). После курсового введения экстракта лабазника вязолистного иммунизированным животным уровень IgG-антител в сыворотке крови достоверно не отличался от показателей в контрольной группе. В группе мышей, получивших курсовое введение экстракта лабазника вязолистного и иммунизированных после введения циклофосфана, титр IgG-антител в сыворотке крови на 4 сут был достоверно ниже, чем в контрольной группе (р 0,001) (рис. 9Д).
Таким образом, курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у мышей, иммунизированных после введения циклофосфана, приводило к смещению пика накопления клеток-антителопродуцентов к 7 сут, но активизировало синтез специфических антител (IgM-антител) на ранние сроки исследования, относительно контрольной группы и только иммунизированных животных.
Изучаемый препарат вводили в течение 5 дней, в последний - одновременно с сенсибилизирующей (1 схема) или разрешающей (2 схема) дозой антигена (эритроциты барана). В первом случае оказывается влияние на процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов, во втором случае - на способность этих лимфоцитов продуцировать ировоспалительные цитокины при встрече с антигеном.
При введении экстракта лабазника вязолистного по 1 схеме ИВР составил 23,60±5,07% (р 0,05 от фона) (табл. 10). После введения экстракта лабазника вязолистного по 2 схеме ИВР составил 13,28+4,54% (табл. 10).
Таким образом, курсовое введение экстракта лабазника вязолистного приводило к активации процесса образования клона антиген-специфических Т лимфоцитов, но не активизировало их способность продуцировать провоспали-телыгыс цитокины при встрече с антигеном.
При изучении пролифератнвной активности Т-лимфоцитов селезенки мышей, получивших цнклофосфан, было выявлено снижение индекса стимуляции (ИС) стимулированных Кон А Т-лимфоцитов на 4 сут опыта (р 0,05 относительно фона) (табл. 3). В группе мышей, получивших цнклофосфан и курсовое ведение экстракта лабазника вязолнстного, ИС Т-лимфоцитов был снижен на 4 сут до 69,13% от фона (р 0,01) и достоверно не отличался от ИС у мышей, получивших только цнклофосфан (табл. 11).
После введения циклофосфана отмечено значительное снижение индекса стимуляции В-лимфоцитов на 4 сут (р 0,05) (табл. 3). Курсовое применение экстракта лабазника вязолнстного у мышей, получивших цнклофосфан, приводило к снижению ИС В-лимфоцитов, стимулированных ЛПС (р 0,05 относительно фона). Этот показатель достоверно не отличался от ИС в группе мышей, которым вводили только цнклофосфан (табл. 11).
Таким образом, курсовое применение экстракта лабазника вязолнстного у мышей, получивших цнклофосфан, не приводило к восстановлению пролифератнвной активности ни Т- ни В-лимфоцитов селезенки, сниженной после введения цитостатика.
Исследования показали, что курсовое введение экстракта лабазника вязолнстного подавляло, затем стимулировало функциональную активность перитонеаль-ных макрофагов после введения циклофосфана, активизировало процесс образования клона антиген-специфических Т-лимфоцитов. При этом не происходило восстановления пролифератнвной активности Т- и В-лимфоцитов, подавленной после введения циклофосфана.
Курсовое применение экстракта лабазника вязолистного у мышей, иммунизированных в ранние сроки после введения циклофосфана, относительно животных, получивших антиген и цитостатик, не восстанавливало функциональную активность перитонеальных макрофагов, замедляло процесс накопления антителооб-разующих клеток в селезенке, но активизировало синтез специфических IgM-антитсл этими клетками относительно иммунизированных мышей.
![Адаптационно-защитные реакции системы мать - плацента - плод при угрожающем аборте у беременных с отягощенным акушерским анамнезом [Электронный ресурс]](/i/i/4264/203804.png "Адаптационно-защитные реакции системы мать - плацента - плод при угрожающем аборте у беременных с отягощенным акушерским анамнезом [Электронный ресурс] Буренина Ирина Александровна")
![Влияние фотомодифицированной крови на метаболические реакции и систему гемостаза при перитоните [Электронный ресурс]](/i/i/4237/211470.png "Влияние фотомодифицированной крови на метаболические реакции и систему гемостаза при перитоните [Электронный ресурс] Мишарин Игорь Валерьевич")