Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Материал и методы 9
1.1. Гематологические исследования молоди лососевых 11
1.2. Экспериментальные работы по подбору кормов 13
1.3. Исследования по оценке влияния возбудителей болезней на физиологическое состояние лососевых рыб 20
1.4. Статистическая обработка полученных результатов 22
Глава 2. Современное состояние и особенности биотехнологии искусственного разведения кеты на некоторых рыбоводных заводах Сахалина 23
Глава 3. Морфофизиологическая характеристика молоди кеты 51
3.1. Морфологические особенности клеточных элементов периферической крови молоди кеты 52
3.2. Картина крови молоди кеты естественных популяций в пресноводный период жизни 61
3.3. Морфофизиологическая характеристика молоди кеты выращенной при разных температурах 67
Глава 4. Испытание различных стартовых кормов для подращиваемой молоди на ЛРЗ Сахалина 72
4.1. Экспериментальное выращивание молоди кеты на различных стартовых кормах в условиях Соколовского рыбоводного завода 75
4.2. Экспериментальное выращивание молоди кеты на стартовом корме, содержащем «Витатон-рыбный» в условиях Березняковского ЛРЗ 82
4.3. Экспериментальное выращивание молоди кеты на стартовых кормахразличных рецептур на Адо-Тымовском и Буюкловском рыбоводных заводах 89
4.4. Выращивание молоди кеты разных возрастных групп на кормах импортного производства в условиях Ясноморского рыбоводного завода 96
Глава 5. Морфофизиологическая характеристика кеты при заболеваниях 108
5.1. Морфологическая картина крови кеты, больной миксозомозом 108
5.2. Морфологическая характеристика молоди кеты при псевдомонозе 115
Заключение 126
Выводы 137
Список использованной литературы 140
- Исследования по оценке влияния возбудителей болезней на физиологическое состояние лососевых рыб
- Современное состояние и особенности биотехнологии искусственного разведения кеты на некоторых рыбоводных заводах Сахалина
- Картина крови молоди кеты естественных популяций в пресноводный период жизни
- Экспериментальное выращивание молоди кеты на стартовом корме, содержащем «Витатон-рыбный» в условиях Березняковского ЛРЗ
Введение к работе
Одним из путей увеличения запасов тихоокеанских лососей является их искусственное воспроизводство. Примером тому служит опыт сопредельных стран (Япония, США и Канада), где лососеводство развито наиболее эффективно, обеспечивая высокие коэффициенты возвратов заводских лососей и стабильно высокий уровень промысловых возвратов (Кобаяси, 1988). По мнению специалистов, в последнее десятилетие наблюдается увеличение уловов лососевых в северной части Тихого океана, благодаря именно успешному развитию отечественного лососеводства, и в частности, - заводскому воспроизводству лососевых рыб в Сахалино-Курильском регионе (Романчук, 2000; Кловач, 2002). Первостепенной задачей искусственного воспроизводства г~ проходных лососевых рыб является увеличение эффективности разведения за счет повышения жизнестойкости выпускаемой молоди, определяющими критериями которой являются, в основном, размерно-весовые показатели и физиологическая полноценность. Крупные покатники успешнее приобретают защитные реакции и отличаются повышенной жизнестойкостью, как в период миграции, так и при обитании в эстуариях (Тарасюк, Кушнарева, 1998; Канидьев, 1984). Особое внимание следует уделять составу кормов на ранних этапах развития молоди Обеспечение молоди соответствующими кормами в этот период может играть решающую роль во всем дальнейшем выращивании (Скляров и др, 1984; Гамыгин и др, 1989, 1992; Фомин, 1994; Остроумова и др., 1999; Остроумова, 2001). Молодь лососей отличается высокими пищевыми потребностями, особенно в белке, незаменимых аминокислотах и энергии (Щербина, 1973, 1975, 1980; Щербина. Гамыгин. 2006; Phillips, Brockway, 1959; Остроумова, Шабалина, 1972; Канидьев, Гамыгин, 1975, 1977; Гамыгин и др., 1989). В настоящее время рыбоводы не испытывают недостатка в кормовых смесях, произведенных как в нашей стране, так и за рубежом. Тем не менее, важной задачей является выбор
5 такой кормовой смеси, основные, питательные элементы которой, были бы максимально доступны организму для обеспечения их жизненных функций. Любые биотехнические разработки невозможны без оценки жизнестойкости выращиваемой молоди. Судить о качестве рыбы по одним биологическим и рыбоводным показателям не представляется возможным. Быстрота и точность реакции крови на изменения внутренней и внешней среды, сравнительная несложность методов изучения сделали гематологический метод пригодным для оценки физиологического состояния рыб (Остроумова, 1964а; Глаголева, 1975, 1981; Глаголева, Бодрова, 1988, Вялова, 1989, Головина, 1997). Поэтому анализ крови имеет важное значение как для оценки физиологического состояния молоди лососевых рыб в условиях конкретного рыбоводного завода при существующей биотехнологии, так и для оценки влияния болезней (Вялова, Хоревина, 1991). В настоящее время нормативная рыбоводная документация предусматривает получение качественной покатной молоди исключительно за счет максимально высокой рыбоводной навески. В практическом рыбоводстве недостаточно учитывается влияние болезней, факторов среды и различных кормов на физиологическую полноценность покатной молоди. Поэтому разработка оценок и их применение для совершенствования биотехнологии -своевременны и актуальны.
Цель и задачи исследований. Целью работы являлось изучение морфофизиологической характеристики молоди кеты при ее воспроизводстве на ЛРЗ Сахалина.
В связи с поставленной целью были определены следующие задачи:
Дать сравнительную морфофизиологическую характеристику молоди естественных популяций.
Проанализировать биотехнологию воспроизводства кеты на рыбоводных заводах Сахалина с целью выявления факторов, определяющих эффективность воспроизводства.
Охарактеризовать физиологическое состояние кеты, выращиваемой при разных температурах воды.
Оценить состояние молоди, выращиваемой на разных стартовых кормах в условиях рыбоводных заводов.
5. Подобрать наиболее эффективные стартовые комбикорма применительно к различным условиям рыбоводных заводов Сахалина.
6. Дать морфофизиологическую характеристику молоди кеты при заболеваниях.
Научная новизна. Проведен анализ современного состояния и особенности биотехнологии воспроизводства кеты на некоторых рыбоводных заводах Сахалина. Впервые изучена картина крови молоди естественного нереста, которая использована в работе как эталонный показатель физиологической полноценности. Дана сравнительная морфофизиологическая характеристика молоди, выращиваемой на ЛРЗ Сахалина и молоди естественных популяций. Изучена морфофизиологическая характеристика молоди кеты при некоторых заболеваниях. Показана возможность ее использования в диагностике в доклиническом периоде. По анализу гемограмм установлены сроки перевода молоди кеты на смешанное питание. Выявлены отличия в биометрических и физиологических показателях молоди при кормлении ее кормами разных рецептур, при разных температурах и в различных условиях рыбоводных заводов.
Практическая значимость. Рекомендованы наиболее эффективные стартовые корма, соответствующие физиологическим потребностям молоди, в условиях конкретных рыбоводных заводов. Предложены рекомендации по совершенствованию биотехники кормления и получения физиологически полноценной молоди кеты в условиях конкретных рыбоводных заводов, г Рекомендованы сроки перевода личинок кеты на смешанное питание с учетом их физиологического состояния в условиях некоторых ЛРЗ.
7 Предложена оценка морфофизиологического состояния молоди методом гематологического исследования кеты заводского происхождения и природных популяций.
Защищаемые положения. Эффективность разведения кеты можно повысить за счет жизнестойкости выпускаемой молоди, определяющими критериями которой являются, в основном, размерно-весовые показатели и физиологическая полноценность. Правильный выбор корма, максимально доступного организму, подращиваемой молоди кеты в конкретных условиях рыбоводного завода, является одним из способов получения жизнестойкой молоди и одним из направлений совершенствования биотехнологии разведения.
Биотехнические разработки невозможны без оценки жизнестойкости выращиваемой молоди, поэтому оценить влияние возбудителей болезней и других факторов среды, а также кормов различных рецептур и биодобавок на рост и физиологическое состояние молоди представляется возможным гематологическим методом, приняв за эталон физиологической полноценности картину крови молоди естественных популяций.
Апробация. Основные положения и фрагменты работы представлялись и обсуждались на: Всесоюзной конференции молодых ученых (Владивосток, 1995); Международной научно-практической конференция «Прибрежное рыболовство-XXI век» (Южно-Сахалинск, 2001); симпозиуме «Памятные научные чтения к 85-летию профессора В. А. Мусселиус-Богоявленской» (ВНИИПРХ, 2004); международной конференции «Современные проблемы физиологии и биохимии водных организмов» (Петрозаводск, 2004 г.); Всероссийской научно-практической конференции-семинаре (Москва, МИК, 2005); Международной конференции «Проблемы патологии, иммунологии и охраны здоровья рыб и других гидробионтов-2» (Борок, 2007); заседаниях Ученых Советов ФГУП «СахНИРО» (2001, 2002, 2003, 2004).
Публикации. По материалам диссертации опубликовано 10 печатных работ.
Структура работы. Диссертация состоит из введения, 5 глав, заключения, выводов и списка литературы, включающего 138 источников: 125 работ отечественных авторов и 13 -зарубежных.
Благодарности. Автор выражает искреннюю благодарность моим руководителям доктору биологических наук, профессору Н. А. Головиной и доктору биологических наук Г. П. Вяловой за помощь в выполнении данных работ.
Автор приносит свою глубокую благодарность специалистам лососевых рыбоводных заводов Сахалинрыбвода директорам Буюкловского ЛРЗ В. М. Кривоносу и Березняковского ЛРЗ Д. Н. Хара, заведующей лабораторией искусственного воспроизводства Сахалинрыбвода С. В. Сидоровой и главному рыбоводу М. А. Хихлуха за оказанную поддержку при сборе материала и постановке экспериментов на рыбоводных заводах.
Работа выполнялась в лаборатории болезней рыб Сахалинского научно-исследовательского института рыбного хозяйства и океанографии (СахНИРО). Автор выражает искреннюю признательность к.б.н. В. В. Стексовой, за консультации при освоении ряда методик, а также другим коллегам за поддержку и помощь.
Исследования по оценке влияния возбудителей болезней на физиологическое состояние лососевых рыб
Опытные работы были выполнены в аквариальной СахНИРО в июле 2004 года. Их продолжительность составляла 20 суток. Рыбу, предназначенную для биологической пробы, в количестве 150 экз. поместили в общий карантинный аквариум в аквариальной института и выдерживали с целью адаптации в течение 14 суток при температуре 10-1 ГС. Кормление проводили три раза в день сухим гранулированным кормом японского производства "Oriental Kobo" из расчета 5% от средней массы тела рыб. Для чистоты эксперимента в определении патогенности выделенных бактериальных культур использовали молодь кеты (поколение 2004 г.) из относительно благополучного по псевдомонозу Березняковского рыбоводного завода. Каждый вид или штамм микроорганизмов обладает так называемой вирулентностью, которая характеризует степень их патогенности в момент исследования. Для определения степени вирулентности нами использовались следующие показатели: 1. Наименьшая безусловно смертельная доза: Del (Dosis certe letalis) - наименьшая доза микробов, являющаяся смертельной для всех 100% зараженных рыб. 2. Средняя смертельная доза микробов: LD5o (Dosis letalis) - доза микробов, вызывающая гибель 50% зараженных рыб. При постановке опытов и в ходе экспериментов соблюдались следующие условия: 1. Введение в опыт одинакового числа рыб на каждую испытуемую дозу микробов. 2. Постоянство отношения каждой последующей дозы микробов к предыдущей. Величину LD50 вычисляли по методу Кербера (Лабораторный практикум, 1983): LgDLi50= lg Dn - 5 (l Li - 0,5) LD50 = anti lg DLi50, где: Dn - максимальная доза микробов, взятая в опыт, 8 - логарифм отношения каждой последующей дозы к предыдущей, т. е. логарифм кратности испытанных разведений, Li - отношение числа погибших рыб к общему числу рыб, которым введена данная доза, X Li - сумма значений Li, найденных для всех испытанных доз. При постановке биологических тестов использовали двухсуточные бульонные и агаровые культуры Pseudomonas fluorescens, предварительно полученные из посевов методом средней пробы (гомогенат) на чашки Петри с РПА от молоди кеты другого (Буюкловского) ЛРЗ.
Идентификацию выделенных культур проводили на основании их морфологических, культуральных и биохимических особенностей по определителю Берджи (Определитель..., 1997). Для приготовления микробной взвеси необходимой концентрации, использовался бактериальный стандарт мутности № 10 (ГИСК им. Л. А. Тарасевича) на 10 единиц, что соответствует 1 млрд. микробов в 1 мл. Молодь, предназначенная для опыта, была поделена на шесть групп по 25 экземпляров рыб и помещена в соответствующие промаркированные аквариумы. В аквариум № 2 (далее - группа № 2) была помещена молодь, которой введен инокулят в дозе 1х 10 кл./мл. В остальных аквариумах (аквариумы № 3, 4, 5, 6) содержались рыбы, инъецированные микробной культурой с концентрацией соответственно: lxlO6; lxlO5; ІхЮ4; 1х103 кл./мл. В качестве контроля была использована группа рыб, которым вводился стерильный изотонический раствор хлорида натрия (аквариум № 1). Объем суспензии, содержащей патогенный агент и объем физиологического раствора были одинаковыми и составляли 0,05 мл.
Параллельно с исследованиями рыб проводили микробиологический контроль их среды обитания. Специальные сборы материала по зараженности половозрелой осенней кеты миксоспоридиями (Myxosoma dermatobia) проводили в октябре 2005 г. Для анализов кету отбирали на Буюкловском, Охотском и Ясноморском ЛРЗ. Методом неполного паразитологического анализа исследовали 90 экз. кеты. Исследования проводили согласно методикам, изложенным в «Лабораторном практимуме по болезням рыб» (Мусселиус и др., 1983).
Все морфометрические данные, размерновесовые, гематологических и ихтиопатологических исследований подвергнуты статистической обработке с использованием программы Exsel пакета «MS Office». Основными показателями, характеризующими выборку, приняты средняя арифметическая и статистическая ошибка (М±т). Достоверность полученных различий оценивали по критерию Стъюдента. Сокращения, принятой терминологии Градусодень - среднесуточная интегральная температура Del - наименьшая безусловно смертельная доза микробов LD5o - средняя смертельная доза микробов ЛРЗ - лососевые рыбоводные заводы М±т - величина среднего значения МММ - метамиелоцит
Современное состояние и особенности биотехнологии искусственного разведения кеты на некоторых рыбоводных заводах Сахалина
Лососи рода Oncorhynchus являются одной из важных составляющих биологических ресурсов Дальнего Востока и занимают одно из первостепенных мест в общей добыче. Лососевый промысел стал интенсивно развиваться с 20-х годов XX столетия. В середине 50-х годов он достиг своего расцвета. Однако хозяйственное освоение бассейнов нерестовых рек и, прежде всего, обширная заготовка леса, его сплав, вырубка деревьев по берегам, приводящая к оползням и разливам рек, загрязнение водоемов сточными водами - все это стало причиной резкого снижения уровня естественного воспроизводства лососевых (Рухлов, 1969; Лихатович, 2004). Кроме того, негативное влияние на снижение численности тихоокеанских лососей оказал чрезмерный морской их промысел (Костарев, 1975; 1983).
Снижение уловов тихоокеанских лососей произошло не только в части Тихого океана, омывающей Дальний Восток России. Это изменение относится ко всей северной части Тихого океана, что вызвало серьезную обеспокоенность стран, на территории которых обитают эти виды. В 70-х годах в Канаде, США, СССР, Японии были приняты национальные программы увеличения численности лососевых рыб и улучшения условий их естественного воспроизводства. Большое значение придавалось искусственному воспроизводству, как способу восстановления популяций этих рыб. Работы по искусственному рыборазведению приобрели широкий размах, удельный вес которого непрерывно возрастал. И в настоящем времени рыбоводство по-прежнему остается главным способом восстановления лососей. Так, в 70-80-е годы XX века (Рухлов, 19836; Рухлов, Шубин, 1986) доля лососевых заводского происхождения составляла около 20% общего улова России, а общий вылов рыб заводского происхождения - 15 тыс. т (Шевцова, 19906). За последние десять лет XX столетия доля горбуши искусственного воспроизводства в общем улове возросла от 12,4 до 30,5 тыс. т (Романчук, 2000). Сейчас в Сахалино-Курильском бассейне действуют 32 рыбоводных завода, и ведутся изыскательские работы водоисточников для 20 заводов (табл. 2.1). До 1967 года на рыбоводных заводах Сахалина в выпуске преобладала молодь кеты, а с 1969 года основным объектом выращивания стала молодь горбуши. Перевод заводов на преимущественное разведение горбуши был связан с тем, что этот вид лососевых являлся основой промысла. Разведение же кеты осуществлялось, как правило, в бассейнах малых рек, где рыба подходила к берегам уже в брачном наряде, и ее пищевая ценность была невысока; коэффициент возврата кеты был очень низок - до 0,3% (Рухлов, 1989). Хотя мировой опыт, в частности результаты воспроизводства лососей в Японии, показал, что возврат кеты может достигать 3-х и более процентов (Кобаяси, 1988).
В настоящее время объектами искусственного разведения на Сахалине являются горбуша, осенняя кета, частично кижуч и сима. Доля молоди кеты в выпуске среди разводимых видов постоянно увеличивается. Так, в 80-е годы кета составляла 38% в выпуске, в 90-е годы - 40,6%, в 2005 году ее доля возросла до 49,4%.
Биологической особенностью кеты и горбуши является короткий речной период жизни, а также посленерестовая гибель. Исходя из этого, биотехника разведения дальневосточных лососей имеет свои специфические особенности и направлена на получение жизнестойкой молоди за счет создания оптимальных условий на всех этапах развития. Процесс искусственного воспроизводства лососевых рыб на рыбоводных заводах разделяется на этапы, каждый из которых характерен своими особенностями.
Забойка - это комплекс сооружений, включающих рыболовное заграждение, садки для выдерживания производителей до созревания, площадку для забоя рыбы, оплодотворительный цех и средства механизации при сборе и оплодотворении икры. Рыболовные заграждения устанавливаются ниже нерестилищ или около них, и лососи подходят к ним с почти зрелой икрой и молоками. Сразу за заграждениями располагаются садки, в которых производители выдерживаются до созревания половых продуктов. Такая садковая система применяется для краткосрочного выдерживания производителей с IV-V стадией зрелости. Менее зрелых производителей выдерживают в прудах, а на отдельных заводах - в питомниках (рис. 4). Пруд имеет несколько отсеков для отдельного помещения производителей по сроку и по дням. Пункт сбора икры устанавливают, как правило, в местах вылова производителей - у рыболовных сооружений (забоек).
II. Сбор и оплодотворение икры. Сбор икры для воспроизводства производится с учетом теории популяционной генетики рыб Ю. П. Алтухова (1974). Сбор икры на инкубацию ведется в течение всего времени нерестовой миграции в следующих пропорциях: 25% икры в начале, 50% - в середине и 25% - в конце хода лососей в реки. Такое разделение усилий сбора икры обеспечивает сохранение генофонда и генетического разнообразия стад у выращиваемой рыбы. Исследования Ю. П. Алтухова с соавторами (1980) показали, что соотношение полов в нерестовом стаде в начале, середине и в конце хода различное: в начале хода преобладают самцы, в середине соотношение самок и самцов выравнивается, а в конце преобладают самки. И если усилие по разведению сосредотачивать только на головную часть нерестового стада рыб, то среди вернувшихся особей будет существенное преобладание самцов, то есть генетическая структура стада будет нарушена. Сбор икры производится в оплодотворительном цехе (рис. 5). В отобранную икру отцеживают молоки и проводят оплодотворение сухим способом. После процесса оплодотворения и промывки икру осторожно пересыпают в емкость для набухания. После окончания процесса набухания, который в зависимости от температуры продолжается 1,5-2 часа, икру загружают в транспортные контейнеры и доставляют в инкубационный цех. После взвешивания икры и выравнивания температуры инкубационной воды и живой икры приступают к загрузке икры в инкубационные аппараты.
Картина крови молоди кеты естественных популяций в пресноводный период жизни
Для оценки физиологического состояния подращиваемых в искусственных условиях рыб по данным анализа крови, необходимо знать их гематологическую «норму», то есть те значения показателей красной и белой крови, при которых достигается оптимальное состояние равновесия организма с окружающей средой (Соколов, Грибова, 1972). По мнению М. В. Калининой (1999) и Т. П. Глаголевой (1977), такой норме могут соответствовать гематологические показатели рыб естественных водоемов. Для изучения картины крови молоди кеты естественных популяций мы воспользовались сборами проб, любезно предоставленными Г. П. Вяловой (р. Найба, 1983 г.), и сборами, которые проводили при отлове молоди кеты в реке Тымь в 2003 году. Из анализа таблицы видно, что красная кровь молоди кеты р. Найба характеризовалась интенсивным эритропоэзом. Доля молодых форм эритроцитов составляла 21,2%. Общее количество эритроцитов -1,2 млн/мкл. В белой крови интенсивность лейкопоэза находилась на высоком уровне, общее число лейкоцитов составляло 14,3 тыс./мкл. Среди лейкоцитов в крови молоди кеты 99,0% составляли лимфоциты. Нейтрофилы (0,17%) представлены были в основном сегментоядерными формами. Миелопоэз был незначительным. В статье В. Н. Валовой (1999) приводится рыбоводный стандарт молоди кеты для лососевых рыбоводных заводов Дальнего Востока. Молодь, перешедшая в стадию смолтификации, характеризуется увеличением числа лейкоцитов, лимфоцитов и снижением нейтрофильных клеток.
Период смолтификации сопровождается у молоди резким возрастанием активности обменных процессов, происходит глубокая физиологическая перестройка организма. Индикатором активного роста молоди, начала и интенсивности смолтификации является увеличение эритроцитарных показателей. Значительное увеличение незрелых эритроцитарных клеток в конце периода подращивания в нашем случае может свидетельствовать о начальном периоде смолтификации и высоком темпе роста молоди, характерном для этого периода. Развитие стрессовых реакций в организме рыбы в период смолтификации и при смене среды обитания, повышение мышечной активности в период покатной миграции, снижение доступности растворенного кислорода в соленой воде из-за высокой концентрации солей -все это увеличивает потребление кислорода на 20% и более (Остроумова, 1964; Wedemeyer, 1996). И такой активный эритропоэз будет способствовать обеспечению организма необходимым количеством кислорода на всех этапах смолтификации и подготовит молодь для жизни в морской воде. Исследованиями Н. С. Пустовит, О. П. Пустовит (2005) физиологического состояния камчатской микижи на разных этапах смолтификации было показано, что во время миграционного пути (особенно в нижнем течении реки) и раннего морского периода у молоди происходит значительное сокращение числа лейкоцитов в крови, связанное с резким снижением лимфоцитов. Так как лимфоциты являются главными клеточными элементами иммунной системы, то снижение их числа может свидетельствовать о снижении клеточного иммунитета (Manning, Nakanishi, 1996; Ellis, 2001). Во время позднего миграционного и раннего морского периода, когда организм перестраивается к морскому образу жизни, в этот период молодь подвержена наибольшему физиологическому стрессу, а снижение количества лейкоцитов в периферической крови не может обеспечить надежную защиту организма от различных заболеваний (Wedemeyer, 1996).
Гемограмма молоди кеты, выловленной в ре&н_ Тымь, характеризовалась следующими показателями (табл. 3.2.2). Общее количество эритроцитов было довольно высоким (0,94±0,1 млн./мкл). Доля молодых эритроцитов составляла 27,6±2,7%, что свидетельствует об интенсивном эритропоэзе. Согласно литературным данным, значительное увеличение этих клеток является индикатором лучшего роста и развития мальков (Остроумова, 1974а; Пустовит, Пустовит, 2005,/. Можно предположить, что на момент исследования молодь в р. Тымь находилась в начале миграционного периода, когда активный рост, повышение клеточного и респираторного дыхания оказывают стимулирующие действие на эритропоэз .
Экспериментальное выращивание молоди кеты на стартовом корме, содержащем «Витатон-рыбный» в условиях Березняковского ЛРЗ
К началу опыта молодь имела среднюю массу тела 423,59 мг, 100% особей имели остаток желточного мешка, который составлял 3,26%. В конце кормления прирост массы тела молоди кеты во всех опытных вариантах был достоверно выше, чем в контрольном, но наиболее значительными эти различия наблюдались между контролем и вариантом 2 (см. табл. 4.2.1). Выживаемость молоди в ходе опыта была высокой и примерно одинаковой во всех вариантах.
Гематологическую оценку молоди кеты отражают данные таблиц 4.2.2 и 4.2.3. Перед началом кормления основную массу красной крови составляли вторичные эритроциты. Первичные эритроциты встречали единично (0,4±0,1%). Большое число эритроцитов (1,1±0,06 млн./мкл) и доля незрелых форм красных кровяных телец (31,4±0,9%) указывали на активное состояние кроветворных органов. В белой крови наблюдали сдвиг в лейкоцитарной формуле в сторону гранулоцитов: лимфоциты составляли 33,3±3,4%, а на долю нейтрофилов приходилось 63,7±3,4%.
После 30 дней кормления в крови молоди как в контрольном, так и в экспериментальных вариантах произошли изменения. Красная кровь характеризовалась уменьшением числа эритроцитов. Так, у молоди из 3-го варианта эритроциты составляли всего 630 тыс. клеток в объеме крови. У кеты из 1-го и 2-го вариантов также отмечалось некоторое снижение числа эритроцитов (0,84±0,03 и 0,93±0,06 млн./мкл соответственно), но было в пределах нормы (Валова, 1999). Снижение числа эритроцитов привело к интенсификации эритропоэза и увеличению доли незрелых эритроцитов до 43% за счет увеличения всех эритроцитарных форм (см. табл. 4.2.3). Количество гемоглобина во всех вариантах было практически одинаковым, кроме 4-го варианта, где этот показатель был достоверно ниже (65,0±0,1 г/л). Общее число лейкоцитов достоверно не изменилось только в вариантах 1 и 2 (см. табл. 4.2.2). В то же время в 4-м и контрольном вариантах в крови рыбы наблюдалось значительное уменьшение лейкоцитов до 2,1±0,4-й 1,9±0,3 тыс./мкл, за счет абсолютного снижения лимфоцитных (1,6±0,3 и 1,4±0,3 тыс./мкл) и нейтрофильных клеток (0,4±0,05 и 0,6±0,1 тыс./мкл). Кроме того, в лейкоцитарной формуле в этих же вариантах наблюдалось значительное увеличение доли незрелых нейтрофилов (метамиелоцитов).
Заключительный гематологический анализ, проведенный в конце кормления (54-й день), показал увеличение многих показателей в гемограммах, по сравнению с аналогичными показателями предыдущего периода. Высокая интенсивность эритропоэза и увеличение числа эритроцитов связана (как можно полагать) с усилением обменных процессов, и является индикатором лучшего роста и развития мальков (Остроумова, 1974а). Кровь выращиваемой молоди характеризовалась высоким содержанием гемоглобина, при этом во 2-м и 3-м вариантах значения данного показателя были достоверно выше аналогичных показателей из других вариантов (105,0±0,3 и 106,0±0,2 г/л) (см. табл. 4.2.2). В белой крови произошло увеличение числа лейкоцитов у кеты, как в контроле, так и в опытных вариантах. При этом у молоди 1, 2 и 3 опытных вариантов данный показатель был достоверно выше, чем в контроле (8,3±0,2; 11,3±0,2 и 10,3±0,3 тыс./мкл против 6,3±0,3 тыс./мкл соответственно). Увеличение лейкоцитов произошло за счет увеличения лимфоцитов и нейтрофилов в крови. При этом изменения в лейкоцитарной формуле различались по вариантам (см. табл. 4.2.3). Более лимфоцидный характер имела кровь молоди кеты 2-го варианта: доля лимфоцитов составляла 74,1%, нейтрофилов - 25,4%. Однако снижение нейтрофилов является только относительным, поскольку их абсолютное число осталось на прежнем уровне (2,7 тыс./мкл), в то время как число лимфоцитов возрастало с 4,9 до 8,6 тыс./мкл. Следует отметить, что в крови молоди из 2-го варианта, в отличие от остальных групп, на протяжении всего кормления число нейтрофилов (тыс./мкл) оставалось на одном уровне (см. табл. 4.2.2).
Таким образом, если изменения рыбоводно-биологических показателей у молоди кеты проходили динамично на протяжении всего периода кормления (Хоревина, Сергеенко, 2005), то анализ гематологических показателей выявил несколько иную картину.
Кормление начинали с температуры 3-4С, которая за первую половину кормления (1-30-е сутки) практически не повысилась (4,5С). Низкие температуры воды ухудшили физиологическое состояние молоди. Практически во всех вариантах, а также и в контроле, наблюдали снижение интенсивности кроветворения и лейкопению. Зависимость количества лейкоцитов в большей степени от температуры воды, чем от питания, отмечали многие исследователи (Остроумова, 1957, 1979; Яхненко, 1984; Головина, Тромбицкий, 1989). В лучшем физиологическом состоянии находилась молодь кеты 2-го варианта: незначительное снижение эритроцитов, а число лейкоцитов оставалось на прежнем уровне.
Повышение температуры воды во второй половине кормления (5,7С) оказало благоприятное влияние на гематологические показатели молоди кеты во всех вариантах. Но более высокие значения в гемограммах были у молоди кеты 2 варианта. В лейкоцитарной формуле наблюдали абсолютный лимфоцитоз и относительное снижение доли нейтрофилов в конце периода подращивания, что свидетельствует о ее готовности к смолтификации.
