Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы 8
1.1. Распространение и вредоносность клястероспориоза и монилиоза на косточковых культурах 8
1.2. Биологические и экологические особенности возбудителей клястероспориоза и монилиоза на косточковых культурах 16
1.3. Устойчивость сортов косточковых культур к монилиозу и клястероспориозу 22
1.4. Защитные мероприятия против клястероспориоза и монилиоза на косточковых культурах 24
ГЛАВА 2. Место, условия и методика проведения исследований 31
2.1. Объекты исследований 31
2.2. Почвенно-климатические условия 31
2.3. Методика проведения исследований 33
2.3.1. Лабораторные исследования З 3
2.3.2. Полевые исследования 37
ГЛАВА 3. Результаты исследований 47
3.1. Биологические особенности возбудителей клястероспориоза и монилиоза 47
3.1.1. Клястероспориоз 47
3.1.1.1. Идентификация возбудителя и его требования к условиям питания 47
3.1.1.2. Условия роста гриба Clasterosporium carpophilum (Lev.) Aderh. 65
3.1.1.3. Инкубационный период и количество генераций гриба Clasterosporium carpophilum (Lev.) Aderh. 67
3.1.1.4. Зимующая инфекция гриба — возбудителя клястероспориоза 74
3.1.2. Монилиоз 76
3.1.2.1. Идентификация возбудителя и его требования к условиям питания 76
3.1.2.2. Условия роста гриба Monilia cinerea Bon. 91
3.1.2.3. Инкубационный период гриба Monilia cinerea Bon . 93
3.1.2.4. Зимующая стадия возбудителя монилиоза 93
3.2. Экологические особенности развития заболеваний вишни 95
3.2.1. Клястероспориоз 95
3.2.2. Монилиоз 103
3.2.3. Устойчивость сортов вишни к клястероспориозу и монилиозу 106
3.3. Разработка экологизированных систем защиты вишни и персика от клястероспориоза и монилиоза 107
3.3.1. Влияние фунгицидов на возбудителей болезней in vitro ПО
3.3.2. Биологическая эффективность систем защиты против клястероспориоза и монилиоза вишни и персика 111
3.3.2.1. Клястероспориоз 111
3.3.2.2. Монилиоз 121
3.4. Хозяйственная и экономическая эффективность систем защиты вишни от клястероспориоза и монилиоза 127
Выводы 129
Предложения производству 131
Список использованной литературы 132
- Биологические и экологические особенности возбудителей клястероспориоза и монилиоза на косточковых культурах
- Защитные мероприятия против клястероспориоза и монилиоза на косточковых культурах
- Методика проведения исследований
- Инкубационный период гриба Monilia cinerea Bon
Биологические и экологические особенности возбудителей клястероспориоза и монилиоза на косточковых культурах
Установлено, что гриб CI. carpophilum активнее заражает молодые листья, чем старые (Aderhold, 1901, 1902). Ю. Ф. Кулибаба (1963) и Е. М; Стороженко (1970) указывают, что ранней весной в начале распускания листьев, появляются мелкие красновато-малиновые точки, на месте которых затем образуются коричнево-бурые пятна различного размера - от 0,2 до 0,7 см. Чаще они округлой, иногда неправильной формы с вишнево-малиновой каймой. Пятна очень быстро выпадают. Лист становится ажурным от многочисленных отверстий, части его отламываются, иногда большими кусками. Быстрота выпадения пятен зависит от плодовой породы, особенностей сорта и погодных условий. Иногда пятна не выпадают 2 — 3 недели, что особенно часто бывает на черешне и вишне.
На абрикосе заболевание наиболее проявляется на листьях и плодах, значительно меньше - на побегах; у персиков резко выражено на побегах, ветвях, почках и листьях, меньше на плодах; у черешни и вишни - на листьях и плодах. Листья же всех без исключения косточковых пород болеют в большей или меньшей степени. В течение всего лета болезнь продолжает развиваться на молодых приростах (Веденеева, 1928; Лившиц, Петрушова, Галетенко, 1955; Дементьева, 1962; Стороженко, 1970; Исаева, 1977).
На Черноморском побережье Кавказа деревья персика сбрасывают иногда до 90% листьев уже в конце июля. Преждевременный листопад влечет за собой вторичный (осенний) рост побегов, вследствие чего древесина не вызревает, деревья уходят в зимовку ослабленными, неподготовленными к низким температурам (Дементьева, 1985)..
Плодовые косточковые культуры обладают некрогенной реакцией на внедрение паразита в ткань листа. Сущность этой реакции сводится к быстрому отмиранию клеток участка пораженной ткани, которая служит барьером, изолирующим паразита. Это приводит к гибели или резкому ограничению развития патогена. Растения относительно устойчивые к клястероспо-риозу, быстрее реагируют на внедрение патогена — изоляция мест поражения листовой пластинки происходит быстрее, чем у восприимчивых, что ограничивает интоксикацию патогеном прилегающей здоровой ткани. У устойчивых сортов выпадение пятен наступает на 9 — 10 сутки, у восприимчивых — на 14 — 15. Листья относительно устойчивых сортов после выпадения ткани не опадают, остаются здоровыми, нормально функционируют, величина дырчатости незначительна, спороношение часто отсутствует (Хохрякова, 1978).
Однако, по мнению некоторых ученых (Головин, 1950; Патерило, 1956, 1957; Забранская, 1961; Овчаренко, 1967; Юганова, 1946), наиболее вредоносной является не листовая, а стеблевая форма заболевания.
На молодых побегах образуются сначала небольшие, диаметром от 2 до 5 мм, округлые пятна яркой оранжево-красной окраски. Средина их почти всегда более светлая. По мере развития болезни пятна вытягиваются в длину и растрескиваются. В: случае проникновения возбудителя болезни до камбиального слоя или при глубоком растрескивании раны из пораженного участка выделяется тягучая, клейкая камедь. Ткань вокруг раны разрастается, образуя вздутия, на поверхности которых появляются спороношения гриба — конидии в виде темного налета. Следствием такого поражения может явиться отмирание больных ветвей или побегов. При этом скорость гибели побега или ветви зависит от количества пораженных участков и быстроты развития болезни. При массовом заражении отмирание побегов может быть настолько быстрым; что они не успевают даже распустить почки (Лившиц, Петрушова, 1961; Попушой, 1970).
При поражении ветвей на них образуются также округлые пятна красновато-бурого, иногда малинового цвета. Пятна слегка вдавлены, часто сливаются в одно большое пятно, на котором образуются продольные трещины и выступает камедь. Пораженные ветви останавливаются в росте и очень часто погибают (Липецкая, Сухорукова, 1948).
На: растениях устойчивых сортов косточковых культур разрастание ран ограничено. Пораженные ветви функционируют нормально. У восприимчивых - разрастание ран происходит в течение всего вегетационного пе 12 риода ив следующие вегетации, вызывая крупные наросты или разрастание раны по длине ветви. Такие повреждения нарушают нормальное передвижение пластических веществ, ослабляют больные ветви. Зимой они подмерзают и усыхают (Хохрякова, 1978).
Опасной формой болезни является поражение почек (особенно у персика) и цветков. Больные почки отмирают. В отличие от поврежденных морозами, они имеют черный блестящий;, как бы лакированный вид. Такой блеск придает почкам тонкий слой выделяющейся из них камеди. Микроскопический анализ отмерших цветочных почек показывает, что основная масса инфекции (в виде мицелия и конидиеносцев гриба) располагается между чешуйками, концентрируясь, главным образом, у их основания. При заражении цветков основным местом скопления инфекции до раскрытия цветка являются чашелистики. Пестик и тычинки заражаются после раскрытия лепестков. Зараженные клястероспориозом цветки осыпаются, не образуя завязи (Веденеева, 1956; Исаева, 1977; Дементьева, 1985).
Наблюдениями И; 3. Лившиц, Н. И. Петрушовой, СМ.. Галетенко (1955) и П. 3. Шеренговой (1968) установлено, что заражение почек происходит осенью, развитие болезни протекает в период их относительного покоя, так как весной обычно обнаруживаются почерневшие или буро-коричневые, сухие или залитые камедью уже погибшие почки:
По данным, С. А. Алексеевой (1976) в условиях Кабардино-Балкарии гибель почек от дырчатой пятнистости может достигать 70 — 80%. При заражении 10 - 13% почек в октябре (Средняя і Азия) пораженность! их к марту следующего года может достичь 81 — 100% (Веденеева, 1956).
Поражению также подвержены плоды, которое начинается с момента образования завязи и может достигать 50 - 60%. Плоды вишни и черешни из-за клястероспориоза разрастаются однобоко, так как в местах заражения ткань перестает расти и засыхает до косточки. Иногда заболевание полностью охватывает всю ягоду. На деревьях часто можно видеть их высохшими, обтянутыми пленкой.
Защитные мероприятия против клястероспориоза и монилиоза на косточковых культурах
Определение биологических- особенностей грибов — возбудителей клястероспориоза и монилиоза вишни в условиях Кубани проводили на базе Северо-Кавказского зонального НИИ садоводства и виноградарства.
Идентификация возбудителя и его требования к условиям питания (Билай, 1973;- Чумаков, 1974).
Определение вида гриба. Во влажных камерах и на искусственных питательных средах проращивали грибы из пораженных частей растений. Для изготовления влажных камер дно чашек Петри и внутреннюю поверхность крышек выстилали кругами фильтровальной бумаги соответствующего диаметра, стерилизовали в термостате при температуре +110С в течение двух часов и увлажняли стерильной водой. Небольшие части исследуемых частей растений в количестве 3 — 10 образцов после поверхностной стерилизации (в течение 1-1,5 минуты в 5%-ном растворе медного купороса или 4-х часов струей воды) равномерно раскладывали на дно чашек непосредственно на фильтровальную бумагу и на агаровую среду. Затем помещали чашки Петри с образцами в термостат при температуре +22С.
Микроскопирование грибов, развивающихся во влажных камерах и на среде, проводили непосредственно в чашках при малом увеличении микроскопа в проходящем или отраженном свете.
После появления спороношения или признаков развития мицелия гриб пересевали предварительно на питательную агаровую среду. Для дальнейшей работы проводили очищение культуры штриховой разводкой: небольшое количество гриба брали на культуральную петлю и наносили штрихом на поверхность агара в чашки Петри. По мере продления штриха все более разделяются до тех пор, пока в итоге не получаются индивидуальные колонии, возникшие из нескольких или единичных спор. Для определения влияния субстрата на величину колоний грибов использовали агаризированные питательные среды: голодная, рисовая, морковная, картофельная, картофельно-глюкозная, пшеничная, овсяная, картофель-но-сахарозная, агары с вытяжкой из побегов, плодов, листьев вишни и сусло - агар.
Наблюдения за появлением, характером и ростом колоний гриба про-водили через 24 часа после посева, затем на 2, 3 5,7, 10, 15, 20, 25 и 30 дни после посева путем измерения диаметра колоний гриба, отметки срока появления спороношения конидий. Величину конидии и мицелия измеряли микрометром окулярным винтовым МОВ - 1 - 15х, состоящим из компенсационного окуляра 15х с диоптрийным механизмом и отсчетного приспособления. В таком микрометре неподвижная шкала служит для отсчета целых миллиметров перемещения перекрестия окуляра, а шкала на барабане винта — для отсчета сотых долей миллиметра. Барабан винта разделен на 100 частей с ценой деления в 0,01 мм (10 мкм). Для измерения размеров объекта расчитывали количество микрон соответствующее каждому делению окуляр — микрометра. Для этого использовали объект- микрометр. Необходимо, чтобы два любых деления окуляр — микрометра точно совпадали с двумя делениями объект - микрометра. Цена деления в конкретном опыте составила 1,03 микрона. Величину изображения объекта определяют по разности первого и второго отсчетов, умноженной на число микрон, равное одному делению окуляр - микрометра. Конидии — 50 измерений по каждому варианту и мицелий — 20 измерений.
При определении оптимальной температуры для роста колоний гриба CI. carpophilum помещали в термостат и холодильник в следующие условия: +10С, +20...+22С, +30С. М. cinerea-+10C, +22...+26С, +30С.
Фотографирование объектов исследований проводилось универсальным исследовательским биологическим микроскопом МБИ- 15-2. Условия роста возбудителя заболевания (Голышин, 1970).
Конидии проращивали в термостате во влажных камерах — чашках Петри, на предметном стекле в капле следующих субстратов: дистиллированной, дождевой, колодезной, водопроводной водах, 1%-ных растворах лимонной кислоты и сахарозы. Споровую суспензию готовили в таком разбавлении, чтобы в капле было не более 10 - 15 конидий. Учет проросших спор производили через 24, 48 часов с момента посева. При определении зависимости прорастания конидий и роста колоний от температуры учет производили каждый час. Определение оптимальной температуры для проращивания: конидий осуществляли при тех же температурных условиях, что и для роста колоний изучаемых заболеваний. Инкубационный период и количество генераций возбудителя заболевания (Чумаков, 1974).
Искусственное заражение растений грибом — возбудителем болезни проводили путем нанесения водной суспензии спор гриба, взятых из чистой культуры или непосредственно с пораженных предварительно простерилизо-ванных в течение 2 — 4 часов в струе воды побегов. Для заражения использовали здоровые, одновозрастные листья вишни, расположенные по два на отрезках побегов: Для более четкого учета результатов по искусственному заражению, суспензию спор наносили не на всю поверхность листа — капли споровой суспензии располагали параллельно жилке листа в определенном порядке и количестве. Споровую суспензию готовили в таком разбавлении, чтобы в капле было не более 40 - 50 конидий.
При определении влияния поранения-на возможность проникновения; инфекции; в листовую пластинку на5 одну половину листа наносили капли суспензии спор на неповрежденную ткань, а на другой половине листа ино-кулюм наносили на предварительно поврежденный легким уколом препаровальной иглы эпидермис. Зараженные листья помещали во влажную камеру — химический стакан с налитым в него физиологическим раствором Кнопа и накрытый сверху крышкой с прокладкой — влажной фильтровальной бумагой.
Для определения зависимости величины инкубационного периода от температуры стаканы с зараженными листьями хранили в термостате и холодильнике при следующих режимах: +10С,+16С, +22С, +26С, +30С. Относительная влажность воздуха в таких камерах колебалась от 90 до 100%.
Количество генераций в период развития заболевания подсчитывали в зависимости длины инкубационного периода от температуры, количества и периодичности выпадающих осадков и относительной влажности воздуха.
Методика проведения исследований
По данным наблюдений и анализу графиков 3-х групп сред установлено, что в условиях in vitro мицелий гриба CI. carpophilum лучше растет на средах с низким (до 5%) содержанием сахарозы, нейтральной реакцией среды (рисовая, морковная, вытяжки из побегов и листьев вишни). Слабощелочные субстраты - картофельно-сахарозный (содержание сахарозы 5%) и карто-фельно-глюкозный, кислые - пивное сусло - агар и агар с вытяжкой из плодов вишни не тормозят рост мицелия.
Сдерживание роста колоний гриба наблюдается на средах с низким содержанием сахара, относящихся к первой группе. Они имеют нейтральную реакцию среды (голодный, овсяной, пшеничный) и слабощелочную (картофельный). Сдерживают рост гриба условия, когда в состав субстратов, кроме голодного, входит крахмал. На картофельной среде колонии гриба на 20-й день, достигнув в диаметре 1,23 см, прекращают рост. Такая реакция среды, наличие крахмала и полное отсутствие сахара являются неблагоприятными факторами для развития гриба CI. carpophilum. Искусственные питательные среды с повышенным содержанием сахара более 5% постепенно тормозят рост мицелия возбудителя дырчатой пятнистости, то есть оптимальные среды с содержанием сахара до 5%.
В таблице 12 представлены результаты влияния субстрата на размеры конидий, мицелия и количества перегородок гриба CI. carpophilum. Анализ этих результатов показал, что размер конидий полученный на всех средах (кроме морковного и картофельно-сахарозного с концентрации сахарозы 15%) составляет 32,96 — 62,83 X 10,30 — 19,57 мкм, количество перегородок от 2 до 8, в среднем 4 - 5.
Исследования показали, что конидии меньшей величины образовывались на картофельной среде, где средняя их длина составила 36,78±0,9 мкм, а средняя ширина - 13,23±0,3 мкм, количество перегородок от 2 до 5, чаще 3. Наибольшие по размеру - на овсяном субстрате (54,26±1,ЗХ 14,29±0,4 мкм; 4 - 8, чаще 4 — 5), агаре с вытяжкой из листьев вишни (59,66±1,1 X 16,15±0,3 мкм; 4 - 8, чаще 5 - 6), картофельно-сахарозном (сахарозы 5%) агаре (52,10±1,4Х14,55±0,3 мкм; 3 — 5, в среднем 4) и пивном сусло — агаре (50,66±0,9Х 14,53±0,4 мкм; 3 - 5, в среднем 4).
Установлено, что увеличение содержания сахарозы до 10% в карто-фельно-сахарозной среде приводит к угнетению спороношения, образованию конидий меньшего размера; Дальнейшее увеличение концентрации сахарозы в субстратах способствует полному прекращению роста конидий.
Толщина мицелия в зависимости от субстрата варьировала от 4,12 до 8,24 мкм. Наибольшая толщина мицелия наблюдалась на картофельном агаре и составила в среднем 6,43±0,6 мкм, наименьшая отмечена на картофельно-глюкозной среде — 4,66±0,3 мкм. В остальных вариантах в среднем колебалась от 5,20 до 6,15 мкм.
На основании анализа образцов, пораженных клястероспориозом, собранных при обследовании садов центральной и предгорной зон Краснодарского края, в условиях in vitro была выделена краснодарская популяция гриба Glasterosporium carpophilum (Lev.) Aderh. возбудителя дырчатой пятнистости
Сравнивая литературные данные с полученными показателями, следует отметить, что конидии краснодарской популяции несколько крупнее и имеют большее число перегородок.
В условиях in vitro установлено, что повышение концентрации сахарозы (выше 10%) в искусственных средах постепенно тормозит рост колоний и подавляет образование конидий гриба CI. carpophilum, то есть повышенное содержание Сахаров в побегах, листьях и плодах вишни может являться лимитирующим фактором для распространения и развития возбудителя дырчатой пятнистости и в селекции могут служить критериями устойчивости сорта к заболеванию.
Полученные экспериментальные данные выделяют краснодарскую популяцию гриба CI. carpophilum по таким принятым устойчивым в таксономии константным показателям, какими являются величина спор и уровень их септированности (Попушой, 1971).
Для определения условий прорастания конидий гриба Gl. carpophilum был произведен посев спор на жидкие субстраты (табл. 13). Наибольшее количество конидий проросло в колодезной воде — 91,6%,. длина ростковых трубок колебалась в пределах 200 — 460 мкм и в водопроводной — 85,9% — 340 — 440 мкм. Наименьший рост и развитие спор гриба наблюдалось в дистиллированной воде и 1%-ном растворе лимонной кислоты, но при этом в варианте с лимонной кислотой длина ростков составила 350 — 500 мкм. В 1%-ном растворе сахарозы проросли 71,0% конидий с длинойтиф от 390 до 480 мкм. Хорошо прорастали конидии также в дождевой воде, но при замедленном росте ростковых трубок. Таким образом, in vivo содержание осадков может влиять на рост мицелия возбудителя клястероспориоза, что важно при частой непредсказуемости состава осадков в современных экологических условиях.
Инкубационный период гриба Monilia cinerea Bon
Установлено, что мицелий гриба располагается внутри пораженных побегов и мумифицированных плодов. При проращивании во влажных камерах процент образцов со спороношением возбудителя монилиоза составил 90,5 - 92,0% и 91,2-91,4% соответственно.
Таким образом, возбудитель монилиоза гриб М. cinerea в условиях Кубани зимует в виде мицелия в пораженных побегах и мумифицированных плодах.
Результаты исследований, проведенные впервые в регионе, показывают, что возбудитель монилиального ожога гриб Monilia cinerea Bon. в опытах in vitro лучше растет на картофельном агаре с разными источниками углеродного питания и содержанием их до 15%. Также на средах с вытяжкой из побегов, плодов, листьев вишни, рисовом и морковном, агарах. Для благоприятного прорастания конидий изучаемого гриба требуется наличие Сахаров в субстрате. Установлено, что инкубационный период возбудителя болезни при оптимальной температуре - +22...+26С - длится 2 - 3 суток. Зимует гриб М. cinerea в виде мицелия в пораженных побегах и мумифицированных плодах. Возбудитель клястероспориоза, или дырчатой пятнистости вишни гриб CI. carpophilum зимует, как в виде мицелия,.так и в виде конидий в пораженных почках, на ветвях и побегах. Хорошо сохраняются споры гриба на участках коры, в трещинах и ранах, покрытых камедью (Асланов, 1955; Дементьева, 1985).
С первыми весенними дождями даже при относительно низкой температуре воздуха +4...+5С гриб начинает развивать новое конидиальное спо-роношение, которое служит (наряду с перезимовавшими конидиями) источником первичного заражения молодых, едва развернувшихся листьев, завязей и т. д. (Дементьева, 1962). По данным Е. М: Стороженко (1970) в Краснодарском крае заболевание проявляется в довольно прохладную и жаркую погоду, в дождь и сухие периоды, развиваясь за счет ночных рос. Такой строгой приуроченности у клястероспориоза к сырой погоде, как у возбудителя парши яблони и милдью винограда, нет. Так развитие болезни,, при отсутствии осадков, идет довольно интенсивно при достаточно высокой относительной влажности воздуха - 60 — 70%. Э.А. Косогорова (1974) пишет,.что кратковременные небольшие осадки в какой-то день недостаточны для создания устойчивой влажности воздуха: Минимальная влажность воздуха для осуществления заражения 58 — 60%. При кратковременном: повышении влажности выше 60% заражение не происходит. М. И. Дементьева (1962) указывает на то, что распространение инфекции может, происходить и при высокой влажности воздуха: (выше 65 — 70%), но степень развития дырчатой пятнистости при этих условиях будет гораздо меньшей.
Исследования Д. Б. Асланова, М. И. Дементьевой, Э. А. Косогоровой и Е. М. Стороженко были подтверждены нашими наблюдениями в 2001 — 2003 годах за возбудителем клястероспориоза вишни применительно для центральной зоны Кубани. Цикл развития которого, представлен на рисунке
В период проведения исследований условия в осенне-зимние периоды, предшествующие каждому из них, способствовали уменьшению вредоносности заболевания и количества зимующей инфекции.
Так в зиму 2000 — 2001 годов минимальная температура колебалась от -0,1 до -10,1 С. Отмечено 60 дней с минусовой температурой (с ноября по февраль) с морозными непрерывными периодами продолжительностью от 7 до 15 дней. Первые признаки клястероспориоза на листьях вишни (сорт Люб-ская) наблюдались со 2-й декады апреля. В 3-й декаде мая заболевание достигло своего максимального значения (распространение — 51,3%, развитие — 16,4%). Период развития болезни составил 47 дней, в течение которого развивалось 11 основных и 6 сопутствующих генераций. Этому способствовали оптимальные температуры, регулярные осадки и относительная влажность воздуха в среднем 70 - 90%. Повышение температуры и кратковременные осадки с конца мая вызвали постепенное прекращение развития заболевания. При этом влажность воздуха составляла в среднем 54 — 70% (рис. 26).
Отрицательная температура в зиму 2001 — 2002 годов колебалась в пределах -0,2...-16,6С (кратковременно до -24,6С) в течение 47 дней с декабря по февраль месяц с непрерывными периодами отрицательных температур от 21 до 25 дней. С 1-й декады апреля по 1-ю декаду июня отмечалось умеренное распространение (42%) и развитие (14%) дырчатой пятнистости. Период вредоносности гриба CI. carpophilum составил бОдней, за которые развивались 7 основных и 5 сопутствующих генераций. В начале вегетации отмечено медленное нарастание вредоносности болезни, что связано с температурой воздуха ниже +18С. Осадки были нерегулярными. Относительная влажность воздуха колебалась в среднем от 40 до 80%. В июне интенсивность развития болезни пошла на понижение, чему способствовало увеличение температуры
