Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 12
1.1. История развития и принцип метода фото динамической терапии 12
1.2. Фотосенсибилизаторы для флуоресцентной диагностики и фотодинамической терапии 18
1.3. Механизмы внутриклеточного и внутритканевого распределения фотосенсибилизаторов 29
1.4. Флуоресцентные молекулярные роторы в оценке ответа клеток на фотодинамическое воздействие 37
Глава 2. Материалы и методы исследования 46
2.1. Флуорофоры 46
2.2. Культуры эукариотических клеток 47
2.3. Животные и опухолевая модель 48
2.4. Оценка гидрофобности тетраарилтетрацианопорфиразинов 49
2.5. Анализ спектров поглощения и флуоресценции 49
2.6. Определение времени жизни возбужденного состояния 50
2.7. Определение квантового выхода генерации синглетного кислорода... 50
2.8. Исследование динамики накопления тетраарилтетрацианопорфиразинов опухолевыми клетками 51
2.9. Исследование поглощения и внутриклеточной локализации тетраарилтетрацианопорфиразинов 51
2.10. Время-разрешенная микроскопия 52
2.11. Анализ фото динамической активности
тетраарилтетрацианопорфиразинов в отношении опухолевых клеток в культуре 53
2.12. Светодиодный излучатель для получения равномерного светового потока в стандартных 96-луночных планшетах 53
2.13.МТТ-тест 55
2.14. Исследование фармакокинетики и специфичности накопления в опухоли тетраарилтетрацианопорфиразинов в эксперименте in vivo 55
2.15. Исследование специфичности накопления в опухоли тетраарилтетрацианопорфиразинов в эксперименте ex vivo 56
2.16. Статистическая обработка результатов 56
Глава 3. Результаты и их обсуждение 58
3.1. Фотофизические свойства тетраарилтетрацианопорфиразинов 58
3.2. Исследование динамики накопления и внутриклеточной локализации тетраарилтетрацианопорфиразинов 71
3.3. Анализ фото динамической активности тетраарилтетрацианопорфиразинов в отношении опухолевых клеток в культуре 79
3.4. Исследование фармакокинетики и специфичности накопления в опухоли тетраарилтетрацианопорфиразинов в экспериментах in vivo 95
Заключение 102
Выводы 104
Цитируемая литература
- Механизмы внутриклеточного и внутритканевого распределения фотосенсибилизаторов
- Флуоресцентные молекулярные роторы в оценке ответа клеток на фотодинамическое воздействие
- Исследование динамики накопления тетраарилтетрацианопорфиразинов опухолевыми клетками
- Исследование динамики накопления и внутриклеточной локализации тетраарилтетрацианопорфиразинов
Механизмы внутриклеточного и внутритканевого распределения фотосенсибилизаторов
Фотодинамическая терапия (ФДТ) — это метод локальной активации накопившегося в ткани флуоресцентного красителя-фотосенсибилизатора видимым светом, что в присутствии кислорода тканей приводит к развитию свободно-радикальных реакций и, в конечном итоге, к гибели клеток-мишеней [38]. Неравномерность распределения таких красителей в нормальных и патологически-измененных тканях лежит в основе флуоресцентной диагностики (ФД).
Реакции, лежащие в основе современных медицинских направлений -ФДТ и ФД, использовались еще несколько десятков веков назад. В найденных египетских папирусах и древнеиндийской медицинской литературе дано описание лечения кожных заболеваний, в частности, витилиго, растительными препаратами на основе зверобоя, тмина, петрушки и пастернака. Известно, что в этих растениях содержатся фотоактивные соединения, производные кумаринов — псоралены [30]. Выделенные растительные препараты применялись внутрь или местно, последующая инсоляция патологических участков ярким солнечным светом способствовала развитию фотосенсибилизирующих реакций [55].
За точку отсчета современного научного и экспериментального подхода к изучению фотосенсибилизаторов и их действия на биологические объекты принято считать работу Оскара Рааба, опубликованную в 1900 году [9, 16, 210], в которой была описана гибель парамеций в среде с небольшими концентрациями таких красителей, как акридин, эозин, флуоресцеин, при воздействии солнечного света, в то время как в темноте гибели клеток не наблюдалось.
Термин «фотодинамический эффект» впервые был предложен Германом фон Таппейнером, научным руководителем О. Рааба, и использовался для обозначения действия света на подвижность (динамику) микроорганизмов [16].
Первые данные об использовании фотодинамического эффекта для терапии злокачественных новообразований и кожных заболеваний, таких как псориаз и герпес, были опубликованы Г. фон Таппейнером и А. Джезиоником в 1903 году [46, 247]. В качестве фотосенсибилизатора данными авторами был использован краситель природного происхождения эозин.
Фотодинамические свойства гематопорфирина, ставшего основой для первого поколения клинических фотосенсибилизаторов, впервые были обнаружены В. Хаусманном и опубликованы в 1911 году в работе [124], в которой описывалась обусловленная светом гибель клеток парамеций при наличии в питательной среде гематопорфирина. Первым, кто испытал действие гематопорфирина на человеческий организм, был Ф. Мейер-Бетц. В 1912 году он ввел себе внутривенно 0,2 г гематопорфирина, вследствие чего под действием солнечного света проявились отеки и гиперпигментация, удерживавшиеся в течение 2 месяцев [16, 191].
Способность гематопорфирина к избирательному накоплению в опухоли была показана в 1924 г. А. Поликаром [9, 206], что открыло перспективы использования этого соединения для фотодинамической терапии и флуоресцентной визуализации злокачественных новообразований.
Обработка гематопорфирина уксусной и серной кислотами с последующим щелочным гидролизом, проведенная С. Шварцем и Р. Липсоном с целью повышения селективности накопления гематопорфирина в опухолевой ткани позволила получить смесь различных производных, обогащенную олигомерными порфиринами, впоследствии получившую название «производное гематопорфирина» [98, 172]. Позднее была показана возможность использования нового фотосенсибилизатора для флуоресцентной диагностики рака шейки матки, легких и желудка [173].
В 1974 г. из смеси производных гематопорфирина методом мембранной фильтрации была получена фракция, содержащая в основном тримеры. Полученный препарат был запатентован [251] и получил название «Фотофрин I» (Photofrin I). Препарат применялся для лечения рака мочевого пузыря, кожи и головного мозга [63, 168].
Широкое распространение фотодинамической терапии началось во второй половине 1970-х годов, что связано с появлением работ Т. Догерти и соавторов. В 1978 г. Т. Догерти сообщил о результатах успешного применения производного гематопорфирина в ФДТ для лечения больных с плоско- и базальноклеточным раком кожи, метастазами меланомы и рака молочной железы [95]. В 1984 г. была выделена активная фракция гематопорфирина, получившая название «Фотофрин II» (Photofrin II). Новый препарат отличался от «Фотофрина I» повышенной селективностью накопления в опухолях, а также, что не менее важно, более выраженным противоопухолевым эффектом. Это позволило снизить терапевтическую дозу фотосенсибилизатора без ущерба для эффективности лечения [62, 96].
После этих работ началось взрывное изучение фотодинамического эффекта и применение ФДТ для лечения рака и ряда других заболеваний. В последующие годы происходило усовершенствование метода ФДТ и связанное с этим открытие новых фотосенсибилизаторов.
В настоящее время самой обширной областью применения ФД и ФДТ является онкология. Ограничением для использования этих методов является небольшая глубина доступных для воздействия участков патологии. Это связано с тем, что используемое для диагностики и терапии лазерное излучение проникает в ткани только на глубину до нескольких миллиметров [43], определяемую процессами поглощения оптического излучения биотканью [44]. Поэтому основными точками приложения ФД и ФДТ являются опухоли, локализованные на поверхности кожи, слизистых, а также внутренней поверхности полых органов, к которым можно доставить излучение с помощью гибкого световода
Флуоресцентные молекулярные роторы в оценке ответа клеток на фотодинамическое воздействие
Эндоплазматический ретикулум (ЭПР) и аппарат Гольджи также считаются высокочувствительным в отношении фотодинамического воздействия [200]. В этих органеллах локализуются гидрофобные фотосенсибилизаторы, такие как гиперицин [79], фталоцианин цинка [104], производные гематопорфирина [132].
Гидрофильные отрицательно заряженные ФС преимущественно накапливаются в лизосомах. Известно, также, что большим сродством к лизосомам обладают фотосенсибилизаторы, имеющие высокую степень агрегации. Фотодинамическое воздействие приводит к разрыву лизосом и высвобождению ФС в цитозоль клетки [228].
Известно, что ФС, представляющие терапевтический интерес, не способны накапливаться в ядрах клеток [36, 201]. В то же время клеточное ядро является одной из наиболее чувствительных мишеней для активных форм кислорода [171, 217, 236, 254]. Однако ФС могут индуцировать повреждения в структуре ДНК, так как часть молекул находится в контакте с ядерной мембраной. В этом случае, фотодинамическое воздействие может вызывать образование сшивок ДНК-ДНК, ДНК-белок и повреждение хромосом [46, 48, 199].
В некоторых работах было показано, что после облучения может происходить релокализация фотосенсибилизатора, это предполагает, что помимо основного место локализации, фотоповреждение распространяется и на другие субклеточные структуры [67, 150, 151, 185].
При фотодинамическом воздействии могут реализовываться различные типы клеточной гибели: апоптоз, некроз и автофагия. Для развития апоптоза необходимо сохранение целостности плазматической мембраны и достаточный уровень АТФ. При апототической гибели клеток происходит фрагментация ДНК, конденсация хроматина и образование апоптотических телец [46]. Этот процесс «самоуничтожения» клетки строго контролируется на уровне регуляторных белков и участвующих эффекторных ферментов. Ключевую роль в апоптозе играют протеолитические каспазы. Активация каспаз может инициироваться как снаружи, так и изнутри клетки. В первом случае запуск каспазного каскада начинается с активации одного из расположенных на клеточной мембране рецепторов, воспринимающих внешний сигнал (например, Fas, TNF, DR-4, DR-5). Во втором случае, который является наиболее вероятным при фотодинамическом воздействии, сигналы для запуска апоптоза могут исходить от митохондрий, ЭПР и лизосом [20, 21, 87]. Некроз является пассивным процессом, не требующим энергии. При некрозе наблюдается нарушение целостности и, соответственно, проницаемости мембраны, денатурация белков, выход клеточного содержимого во внешнюю среду [1]. В случае автофагии в цитоплазме клеток происходит накопление мембранных пузырьков, которые содержат обломки органелл. При слиянии аутофагосом с лизосомами происходит образование аутофаголизосом и переваривание их содержимого [170].
Молекулярная природа ФС оказывает существенное влияние на путь клеточной гибели, индуцированной фото динамическим воздействием. Как правило, ФС, локализующиеся в митохондриях или ЭПР, стимулируют апоптоз, в то время как ФС, расположенные в плазматической мембране или лизосомах, индуцируют некроз [147, 196].
Исследование фотодинамической активности и механизмов клеточной гибели является одним из основных начальных этапов при разработке новых препаратов для ФДТ. Вместе с тем необходимо отметить, что единого подхода для этих исследований до сих пор не разработано. Это обуславливает сложность сравнительного анализа данных различных научных групп. В настоящее время не сформулировано единых требований к используемым при работе источникам и режимам облучения. Большинство исследовательских групп использует источники широкополосного излучения, такие как газоразрядные галогеновые лампы, лампы накаливания, «белые» светодиоды [12, 58, 69, 105, ПО, 112, 162, 195, 241]. У такого подхода есть ряд недостатков, важнейшим из которых является избыточная световая мощность, воздействующая на клеточную культуру, поскольку спектр излучения источников белого света в несколько раз шире спектра поглощения фотосенсибилизаторов (типичная ширина полосы поглощения около 50 нм) [85, 140, 220, 250]. Излучение, выходящее за границы этой спектральной полосы, может приводить к нежелательному нагреву клеток, побочным химическим реакциям и биологическим эффектам. Методологически более верным представляется и использование узкополосных источников, что позволяет исследовать световую активность препаратов в условиях, максимально приближенных к клиническим [40, 78, 239, 266]. Отстутствует также и унификация в отношении методов количественной оценки токсического эффекта и исследования механизмов его развития.
На уровне целого организма биологический эффект при проведении ФДТ может определяться различными механизмами. В частности, при лечении онкологических заболеваний в настоящее время рассматриваются три механизма разрушения опухолевых клеток: прямое фотоповреждение клеток, действие на сосуды и действие на иммунную систему [83].
Прямое фотоповреждение обусловлено развитием фотоиндуцированных окислительных процессов непосредственно в опухолевых клетках. По ряду причин оно не всегда приводит к полному уничтожению опухоли [90, 101, 113]. Одной из причин является неравномерное распределение красителя в опухоли. Было показано, что количество клеток, поврежденных в ходе ФДТ, снижается по мере удаления от сосуда, приносящего краситель [83].
Исследование динамики накопления тетраарилтетрацианопорфиразинов опухолевыми клетками
На основании полученных данных о сильной зависимости квантового выхода флуоресценции исследуемых соединений от параметров среды нами было сделано предположение о возможной принадлежности тетраарил-тетрацианопорфиразинов к классу флуоресцентных молекулярных роторов. Особенностью этих соединений является вращение (или скручивание) одной части молекулы относительно другой при переходе в возбужденное и, обратно, в основное состояние (п. 1.4 глава 1). Индуцированное светом внутримолекулярное движение оказывает сильное влияние на вероятность безызлучательной и излучательной релаксации возбужденного состояния молекулы. Такие соединения показывают сильную зависимость фотофизических свойств от вязкости среды [115, 243].
Нами было показано, что зависимость квантового выхода флуоресценции исследуемых тетраарилтетрацианопорфиразинов ср от вязкости ц подчиняется установленному для молекулярных роторов уравнению Фёрстера-Хоффмана [108]: где z и а — константы.
Значения тангенса угла наклона а прямых, характеризующих степень «вязкостной чувствительности» квантового выхода флуоресценции, составили 0,5 и 0,37 для Pz(I) и Pz(II) соответственно (рисунок 166). Известно, что для молекулярных роторов а определяется, по разным источникам, в диапазоне 0,5-0,75 [118, 137] или 0,33-0,67 [166, 261].
Аналогичным образом для флуоресцентных молекулярных роторов представляется зависимость между вязкостью и временем жизни возбужденного состояния т [108]:
Нами были измерены времена жизни возбужденного состояния Pz (І) в этанол-глицериновых смесях с различной вязкостью и показано, что величина тангенса угла наклона прямой а составила 0,49 (рисунок 17). Рисунок 17. Зависимость времени жизни возбужденного состояния Pz(I) от вязкости раствора а — кривые затухания флуоресценции Pz(I) в этанол-глицериновых смесях с известной вязкостью, б — зависимость времени жизни возбужденного состояния Pz(I) от вязкости раствора
Таким образом, установленные зависимости фотофизических параметров флуоресценции тетраарилтетрацианопорфиразинов от вязкости среды и хорошее соответствие рассчитанных значений а данным других исследователей подтверждают принадлежность исследуемых тетраарилтетрацианопорфиразинов к классу флуоресцентных молекулярных роторов. Предполагаемый нами механизм фотоиндуцированного внутримолекулярного движения Pz(I) может быть связан с поворотом ароматической или CN-группы относительно плоскости макроцикла (рисунок 18). Рисунок 18. Предполагаемый механизм фотоиндуцированного внутримолекулярного движения в Pz(I) Исследование динамики накопления и внутриклеточной локализации тетраарилтетрацианопорфиразинов
На начальном этапе исследования методом спектрофлуориметрии нами была определена зависимость накопления исследуемых тетраарилтетрацианопорфиразинов в опухолевых клетках в культуре от времени инкубации и концентрации красителя в среде (рисунок 19). Исходя из зависимости, представленной на рисунке 19а, для дальнейших исследований был выбран диапазон концентраций 5-15 мкМ. Было показано, что тетраарилтетрацианопорфиразины интенсивно накапливаются опухолевыми клетками уже в течение первых 30 минут после добавления в среду инкубации (рисунок 19). 100 150 200 250 300 350
Нами также было проведено исследование динамики внутриклеточного накопления Pz(I) ПЩ в режиме реального времени методом конфокальной микроскопии. Внесение в лунку планшета Pz(I) ПЩ в концентрации 5 мкМ приводило к увеличению сигнала в среде («фон») на 2-3 условные единицы, тогда как в цитоплазме клеток сигнал возрастал на 100 единиц менее чем за 20 минут наблюдения. Поскольку квантовый выход флуоресценции Pz(I) существенно зависит от параметров среды, в частности от её вязкости, полученные данные не могут быть напрямую использованы для расчета коэффициентов внутриклеточного накопления (отношения средней цитоплазматической концентрации соединения к его концентрации в инкубационной среде). 3-I Ф 3-о ф
Динамика накопления Pz(I) ПЩ (5 мкМ) в культуре клеток А-431. Стрелкой отмечен момент добавления фотосенсибилизатора к клеткам. Показаны данные кривые для 7 индивидуальных клеток в поле зрения микроскопа. Черная линия соответствует иненсивности флуоресценции в среде вне клеток. Хех 633 нм, Хет 650-710 нм
Анализ накопления тетраарилтетрацианопорфиразинов, заключенных в различные полимерные наночастицы, показал, что тип полимера существенно влияет на величину сигнала флуоресценции. При одной и той же концентрации красителя для исследуемых полимеров интенсивность сигнала флуоресценции Pz(I) в клетке увеличивается в ряду n3r ML],=AlgNa ПЩ (рисунок 21).
Внутриклеточная локализация Pz(I) и YbPz(I) при введении в среду инкубации в составе полимерных щеток. Инкубация 45 минут, концентрация 5 мкМ, размер изображения 143x143 мкм, Хех 633 нм, Хвт 650 710 нм
Ключевую роль в механизме фотоповреждения клетки играет внутриклеточная локализация фотосенсибилизатора. Она определяет мишени, которые в первую очередь подвергнутся фотодинамическому воздействию. Это связано, прежде всего, с чрезвычайно малой (10-20 нм) диффузионной длиной синглетного кислорода и радикальных активных форм кислорода — эффекторов фотодинамического действия [46, 91, 159, 160].
Исходя из того факта, что введение порфиразинов в составе ПЩ обеспечивало их максимальное накопление в клетках, а также из предположения, что в клетке происходит выход фотосенсибилизатора из наночастиц и его перераспределение, исследование внутриклеточной локализации порфиразинов было проведено с использованием именно этого типа наночастиц.
На примере Pz(I) было показано, что основными местами внутриклеточной локализации данного порфиразина в опухолевых клетках различных линий являются околоядерная область клетки, внутриклеточные мембранные структуры, предположительно ЭПР, и в ряде клеточных линий — эндосомы (рисунок 23). В митохондриях Pz(I) зарегистрировано не было. Использование клеток, трансфицированных белком слияния TagGFP2 (флуоресцентный белок) и ламина, позволило подтвердить значительное окрашивание порфиразином ядерной мембраны или плотно прилагающих к ней структур.
Накопление Pz(I) в околоядерной области и, в особенности, в ядерной мембране может иметь важное значение для фотодинамической терапии, так как последняя наиболее чувствительна к фотоповреждению [171, 217, 236, 254].
Исследование динамики накопления и внутриклеточной локализации тетраарилтетрацианопорфиразинов
Помимо возможности вызывать фотоиндуцированную гибель клеток, потенциальные фотосенсибилизаторы должны обладать способностью селективно накапливаться в опухолевой ткани. Поскольку эта способность не может быть исследована на культурах клеток, нами были проведены эксперименты на животных-опухоленосителях.
На рисунке 39 представлены комбинированные изображения (фотографическое изображение с наложением флуоресцентного) животного после инъекции Pz(I) ПЩ в дозе 15 мг/кг. Хорошо видно, что уже через 30 минут после внутривенного введения Pz(I) ПЩ происходит появление хорошо различимого сигнала флуоресценции в области опухоли в диапазоне, соответствующем флуоресценции Pz(I). Многократное превышение уровня флуоресцентного сигнала в опухоли (выделена на рисунке белым пунктиром) по сравнению с окружающими нормальными тканями свидетельствует о селективности накопления препарата.
Для сравнения на рисунке 40 представлены комбинированные изображения животного после инъекции Pz(I) без солюбилизатора. Несмотря на общее увеличение сигнала флуоресценции, видимой разницы между участком опухоли и нормальными тканями не регистрируется.
Динамика накопления и выведения Pz(I) (15 мг/кг) в экспериментальной опухоли. Хех 605 нм, Хет 670-690 нм Количественная оценка сигнала показала, что максимум накопления Pz(I) ПЩ достигался через 3-6 часов после инъекции, при этом наблюдалось длительное удержание красителя в опухолевой ткани (время полувыведения около 48 часов), в то время как в нормальных тканях (бедро) уже через сутки значения составляли менее половины от максимального уровня сигнала (рисунок 41а). Время полного выведения из нормальных и опухолевых тканей составило около 2 и более 6 суток, соответственно (рисунок 42). Значения контраста опухоль/нормальная ткань, по изображениям, полученным in vivo, составили 2 в максимуме накопления и 4 через 24 часа после инъекции. Некоторые параметры фармакокинетики для Pz(I) и Pz(I) ПЩ представлены в таблице 7.
В отличие от Pz(I) ПЩ, при введении красителя без солюбилизатора отсутствовали какие-либо различия в распределении красителя в опухоли и нормальных тканях животного. После увеличения сигнала флуоресценции наблюдали быстрое выведение красителя с периодом полувыведения не более 5-7 часов. Через сутки после инъекции в тканях животного оставалось лишь незначительное количество красителя, а контраста в накоплении в течение всего времени наблюдения не наблюдалось (рисунок 416).
Таким образом, полученные результаты позволяют говорить о том, что наночастицы на основе ПЩ обеспечивают селективность накопления Pz(I) в опухоли. Данный эффект может объясняться так называемым EPR-эффектом (от англ. «enhanced permeability and retention») [183], обусловленным повышенной проницаемостью несовершенного сосудистого русла опухоли для объектов нанометрового размера, а также их удержанием в опухоли за счет неразвитого лимфатического оттока. Опухоль Норма
контраст рассчитывался как отношение сигнала в опухоли к сигналу в норме При проведении экспериментов in vivo методом поверхностного флуоресцентного имиджинга значительное влияние на результат оказывает экранировка кожей сигнала от более глубоколежащих органов и тканей. В связи с этим для верификации результатов, полученных in vivo, нами была проведена оценка накопления Pz(I) в органах и тканях животных-опухоленосителей методами микроскопии ex vivo. По данным конфокальной микроскопии, Pz(I) проникал в глубину опухолевого узла и накапливался в цитоплазме клеток (рисунок 43).
Для Pz(I) ПЩ, а также для Pz(I), введенного без солюбилизатора, характерна схожая картина распределения по органам и тканям (рисунок 44). Наиболее высокий уровень флуоресценции регистрируется в образцах печени и легких. Достаточно яркая флуоресценция отмечается в селезенке и почках. Высокий уровень сигнала в легких, а, следовательно, высокая концентрация там порфиразина может свидетельствовать о потенциальной легочной токсичности исследуемых соединений. Отсутствие накопления порфиразина в образцах кожи позволяет предположить его низкую кожную ф ототоксично сть.
Исследованные в работе тетраарилтетрацианопорфиразины представляются перспективными для практического внедрения благодаря уникальному сочетанию свойств фотосенсибилизаторов и флуоресцентных молекулярных роторов. Данные соединения соответствуют требованиям к препаратам для фотодинамической терапии: интенсивное поглощение и флуоресценция в красной области спектра; отсутствие выраженной темновой токсичности; способность к генерации синглетного кислорода и высокая фото динамическая активность; селективное накопление в опухоли при системном введении, показанное на животных-опухоленосителях. Необходимо отметить, что фотодинамическая активность данных соединений в отношении опухолевых клеток в культуре сравнима с активностью применяемых в клинике соединений хлоринового и фталоцианинового ряда. При этом введение атома иттербия в макроцикл позволяет существенно снизить фотосенсибилизирующий эффект, что может быть важным для задач диагностики.
Уникальной особенностью исследованных тетраарилтетрациано-порфиразинов является их принадлежность к классу молекулярных роторов. Сильная зависимость фотофизических свойств, таких как квантовый выход и время жизни возбужденного состояния, от потенциального свободного объема делает возможным их использование в качестве сенсоров для определения параметров микроокружения при протекании внутриклеточных процессов. В настоящее время известны флуоресцентные молекулярные роторы нескольких химических классов, однако лишь для единственного соединения было показано сочетание свойств молекулярного ротора и фотосенсибилизатора [164].
Важнейшим преимуществом тетраарилтетрацианопорфиразинов является простота и мягкость условий синтеза, а также значительно более высокий выход целевых продуктов [154] по сравнению с описанными в работе [164] порфириновыми димерами.
Мы предполагаем, что сочетание свойств фотосенсибилизатора и флуоресцентного молекулярного ротора может стать основой для принципиально нового подхода при проведении ФД и ФДТ, при котором функциональное состояние малигнизированных клеток в ходе диагностического исследования, а также при проведении лечения контролируется по изменению времени жизни возбужденного состояния флуорофора.
