Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы
1.1. Эпизоотология пастереллеза овец и коз
1.2. Природная оочаговость пастереллеза и идентификация пастерелл
1.3. Специфическая профилактика пастереллеза мелкого рогатого скота
Собственные исследования
2. Материалы и методы
3. Результаты исследований
3.1. Эпизоотология пастереллеза мелкого рогатого скота в Хатлонскои области Республики Таджикистан
3.2. Природная очаговость пастереллеза мелкого рогатого скота в Хатлонскои области Таджикистана
3.3. Идентификация пастерелл, выделенных в Хатлонскои области Республики Таджикистан
3.4. Бивалентная гидроокисьалюминиевая формолвакцина против пастереллеза овец и коз
Обсуждение результатов
Выводы
Практические предложения
Список работ, опубликованных по теме диссертации
Литература
Приложение
- Эпизоотология пастереллеза овец и коз
- Специфическая профилактика пастереллеза мелкого рогатого скота
- Природная очаговость пастереллеза мелкого рогатого скота в Хатлонскои области Таджикистана
- Бивалентная гидроокисьалюминиевая формолвакцина против пастереллеза овец и коз
Эпизоотология пастереллеза овец и коз
Пастереллез - контагиозная инфекционная болезнь, у животных и птиц характеризующаяся септическими явлениями и геморрагическими воспалительными процессами слизистых оболочек дыхательных путей и кишечника, воспалением легких и плевры, артритом, маститом, кератоконъюнктивитом, эндометритом, а также отеками; у человека -абсцессами и флегмонами кожи с переходом процесса на кость, обусловливающими развитие артрита или остеомиелита, менингиты, абсцессы мозга, гнойные артриты, эндокардит, пиелонефриты с очень тяжелым течением [8, 58, 64, 82, 91].
К пастереллезу восприимчивы многие виды животных и птиц. Источник возбудителя - больные животные. Факторами распространения его могут стать трупы и продукты убоя. Пастереллы содержатся в выделениях, особенно в мокроте, моче, фекалиях, в миндалинах овец. Механические переносчики - хищные животные и кровососущие насекомые [58,91].
Инфекционная природа пастереллеза была установлена в 1878 - 1887 гг. после того, как Болингер (І878) описал пастереллез у крупного рогатого скота (КРС) и Китт (1885) выделил возбудителя. Выделены и описаны возбудители пастереллеза кур (Е. М. Земмер, 1878; Пастер, 1880). кроликов (Графки, 188І.), свиней (Лофлер, 1886), буйволов (Греете, 1887). В эти же годы Пастер провел первые опыты по ослаблению культур бактерий и осуществил иммунизацию птиц. В честь его заслуг в микробиологии этот возбудитель по предложению Тревисана (!887) был назван пастереллой, а вызываемое им заболевание - пастереллезом.
В науке длительное время господствовал зоологический подход к классификации пастерелл, и считалось, что у каждого вида млекопитающих и птиц болезнь вызывает самостоятельный вид микроба. Лишь в 1939 г. Розенбушу и Мерганту удалось доказать несостоятельность такого взгляда и описать возбудителя болезни как самостоятельный вид -Pasteurella multocida. В роде пастерелл также существует самостоятельный вид P. haemolytica, способный вызывать болезнь, подобную пастереллезу, у КРС и особенно овец [58, 91].
Пастереллы, вызывающие заболевание у различных видов животных, сходны по культурально-морфологическим свойствам, но болезнетворность высока для того вида животных, от которого выделен возбудитель [58].
Пастереллы (сем. Pasteurellaceae) - короткие. овоидные, неподвижные грамотрицательиые, не образующие спор палочки, овальной формы, длиной 0,5 - 2,0 и шириной 0,25 - 0,5 мкм. Дифференциальное свойство - «биполярность» в мазках из крови и органов. Форма пастерелл бывает разной - от коккообразной до небольших тонких палочек с закругленными концами, часто с выраженной капсулой, предохраняющей возбудителя от фагоцитоза. Капсула - один из наиболее важных факторов вирулентности, особенно у штаммов пастерелл серовара А. Пастереллы -аэробы и факультативные анаэробы, в природе распространены достаточно широко, являются постоянными обитателями слизистых оболочек верхних дыхательных путей здоровых животных [4, 8, 58, 64, 82, 91,113].
Существует много видов пастерелл, все они имеют общие морфологические, культуральные и антигенные свойства. Однако каждый из них вызывает у животных разные клинические признаки и паталого-анатомические изменение. Пастереллы дифференцируют по степени патогенности для лабораторных животных, биохимическим свойствам и изменчивости [58, 64, 91] Пастереллы весьма жизнеспособны в различных условиях среды. В навозе, земле и гниющих трупах они остаются жизнеспособными от 1 до 3 месяцев. При температуре 70 - 90"С погибают в течение 5 - 10 мин. При высушивании на открытом воздухе и солнце погибают в течение 48 ч, под воздействием прямых солнечных лучей - в течение 10 мин, на инфицированных предметах остаются жизнеспсобными от 35 мин до 34 дней, в помете птиц - от 12 до 72 дней, в почве и холодной воде - до 3-х недель, в трупах - до 4 месяцев. При замораживании пастереллы остаются жизеспособными в течение года. 5%-ный раствор карболовой кислоты обеззараживает пастереллы через 1 мин, 5%-ный раствор известкового молока - 4 - 5 мин, 1%-ный раствор хлорной извести - 10 мин [8, 58, 64, 91, 138].
Пастереллы включают следующие виды: multocida, haemolytica, pneumotrophica, urea, а по другим данным, также anatipestifer и septicaemiae. Ведущее значение в этиологии и патологии пастереллеза животных принадлежит пастереллам двух видов - multocida (серовары А, В, D, реже Е, F)H haemolytica (биотип А) [58,91].
P. multocida обладает широким диапозоном патогенности. Наряду с этим, встречаются штаммы, патогенные для определенного вида животных. Еще большей изменчивости подвержена вирулентность.
Патогенность - это потенциальная способность микробов вызывать инфекционный процесс. Патогенность является эволюционно закрепленной характеристикой вида. Например, среди микробов обширного рода Bacillus патогенными для млекопитающих являются лишь Вас. anthracis и в меньшей степени Вас. cereus, другие бациллы болезнетворными свойствами не обладают [64].
Повышение степени патогенное достигается многократным пассажем болезнетворных микробов через организм чувствительного животного [64].
Вирулентность характеризует индивидуальное качество патогенного микроба, его способность реализовать свойства патогенности при определенных условиях заражения животных. Измеряют вирулентность в условно принятых единицах, выражающих летальный или инфицирующий эффект патогенных микробов по отношению к экспериментальным животным. Наиболее точно вирулентность определяют количеством микробов, убивающих 50% (LD50) или инфицирующих (Шя») взятых в опыт животных. Первый показатель (LD 0) обычно используют для характеристики степени патогенности возбудителей острых инфекционных заболеваний, второй (Юдо)-для определения вирулентности возбудителей хронических инфекций [64].
Замечено, что пастерелы, выделенные из трупов через 6 - 9 ч после гибели животных, в 10 раз вирулентнее (для белых мышей) по сравнению с теми же культурами, выделенными в момент смерти животного. Штаммы от КРС весьма вирулентны для белых мышей и кроликов, но не вирулентны для птиц, штаммы же от птиц вирулентны для лабораторных животных и птиц [64].
В лабораторных условиях пастереллы утрачивают или резко снижают свою вирулентность. Доказано, что она связана с гладкой формой колоний; слизистые - менее вирулентны, шероховатые - слабовирулентны или совсем непатогенны [64].
Развитие и тяжесть патологического процесса зависят от состояния животного и вирулентности возбудителя. В развитии патологических процессов важную роль играют токсические продукты пастерелл (эндотоксины), а также высокая степень агрессивности возбудителя, вероятно, связанная с капсулообразованием [64].
Одной из особенностей пастереллезов сельскохозяйственных животных и человека является развитие бактериального шока, вызванного одновременным воздействием на организм экзо- и эндотоксических веществ пастерелл. В этой связи центральным звеном патогенетических механизмов пастереллезов животных является экзо- и эндотоксиновый комплекс [8, 10, 14,64, 105].
Эпизоотические штаммы пастерелл высоковирулентны для белых мышей и кроликов. Установлена корреляция между вирулентностью, капсуло- и токсинообразованием. Наиболее часто используют классификацию Картера и Хедлестоуна, основанные на различиях возбудителей в антигенной структуре. P. mullocida серотипа А (по Картеру) преимущественно поражает птиц, реже КРС, буйволов и свиней; типа В вызывает острое заболевание домашних и диких жвачных, протекающее в виде геморрагической септицемии в Европе и типа Е - в Африке; тип D встречается у всех видов животных [91, 136].
Специфическая профилактика пастереллеза мелкого рогатого скота
Важные факторы профилактики пастереллеза - хорошие зоогигиенические условия содержания и полноценное сбалансированное кормление животных. Вновь поступающих животных помещают на профилактический карантин [91 ].
На неблагополучное хозяйство накладывают ограничения и разрабатывают план организационно-хозяйственных и ветеринарно-санитарных мероприятий, в котором предусмиатривают клинический осмотр животных неблагополучного стада, изоляцию и лечение больных, иммунизацию подозрительных по заболеванию и перевод на новые пастбища, очистку, утилизация и сжигание трупов, отходов от вынужденно забитых животных, дезинфекцию помещений, инвентаря и окружающей территории, а также другие меры воздействия на все звенья эпизоотической цепи [91].
С лечебной целью больным животным назначают:
- антибиотики - террамицин (окситетрациклин), биомицин (хлортетрациклин), тетрациклин, стрептомицин, левомицетин [91];
- пролонгированные антибиотики - дибиомицин, д «тетрациклин, бицилин-3 [91];
- сульфаниламидные препараты [91]; -глюкозу [91];
- симптоматические средства [91].
В последные годы при лечении животных, больных пастереллезом, широкое применение получили антибиотики пролонгированного действия фирмы Норброка - нородин болюс, аламицин и нороцилин. Следует, однако, учитывать, что при развитии тяжелых процессов в организме трудно рассчитивать на полное выздоровление животного даже после комплексного лечение [91].
Проблема специфической профилактики пастереллеза животных не потеряла актуальность и в наши дни. До настоящего времени ветеринарная практика не располагает достаточно эффективными специфическими средствами для профилактики пастереллеза.
Луи Пастер (1880) впервые установил, что бактерии геморрагической септецемии под влиянием кислорода воздуха постепенно теряют свою вирулентность. Этими ослабленными культурами он иммунизировал кур, однако положительные результаты, полученные в лабораторных условиях, не подтвердились на практике.
В ряде работ изучалась P. haemolytica с целью применения для иммунизации КРС. Исследования проводили в полевых и лабораторных условиях на 6— 8-месячных телятах. Вакцину готовили из 18-часовой культуры P. haemolytica, выращиваемой на КА, которую подращивали 4 -5 ч в присутствии клеток легких и селезенки здорового теленка. Бактерии инактивировали формальдегидом и эмульгировали в легком минеральном масле. Препарат вводили внутримышечно в дозе 3,0 мл двукратно (в возрасте 3 - 4 и 6 - 8 месяцев). Установлено, что применение масляной вакцины уменьшает длительность и тяжесть заболевания, снижает смертность. По сравнению с использованием бактерина обеспечивается существенно более высокий уровень сывороточных антител.
На 3— 6-месячных телятах изучалась [241] эффективность вакцин, содержащих живые культуры P. haemolytica или P. multocida. Установлено, что применение обеих вакцин дает положительный эффект при лабораторном и естественном заражении, а также при стрессе. Клинические проявления заболевания отмечены у 4% привитых и у 79% непривитых животных.
Исследован [178] уровень защиты телят от экспериментального легочного пастереллеза, возникающего при аэрозольной вакцинации инкапсулированными (6 ч) и неинкапсулированными (20 ч) культурами Р. haemolytica (биотип А, серотип I). Первый вариант вакцинации обеспечивал несколько лучшую защиту, что выражалось в уменьшении степени поражения легких. Уровень антител, формируемых при обоих вариантах иммунизации, оказался статистически неразличимым.
В Голландии экспериментально на телятах и мышах изучалась эффективность живой комбинированной вакцины против ПГ-3 и вирусной диареи. Препарат был обогащен убитыми бактериями P. haemolytica.
Для профилактики респираторных заболеваний телят предложены [196] вакцинация коров и телят против ПГ-3, ИРТ, пастереллеза, колибактериоза, а также применение витаминов, включение в корм антибиотиков и сульфаниламидов. Испытана [199] для профилактических целей опытная серия вакцины против вируса ГТГ-3, ИРТ, пастереллеза, коринобактерий и стафилококкоза. Этой вакциной прививали телят двукратно с интервалом в 20 дней в дозах по 10 мл, после чего в стаде прекратился падеж.
В Германии выделили [209] аттенуированный стрептомицинзависимыи штамм пастерелл, который обладал большей иммуногенностью, чем обычный штамм. Вакцина из него предохраняла в 100% случаев иммунизированных мышей от контрольного заражения.
В Канаде безуспешно испытана [199] аэрозольная вакцинация телят против пастереллеза. Там же получен хороший результат при испытании живой вакцины для профилактики легочных заболеваний телят. Вакцина была приготовлена из культур P. haemolytica на средах со стрептомицином.
Успешно испытана [177] новая вакцина из стрептомицинизированных культур P. multocida и P. haemolytica.
Для профилактики пастереллеза овец и коз ежегодно проводят 2-кратную (с интервалом 10-14 дней) вакцинацию.
Изучена [187] эффективность комбинированной и раздельной вакцинации против гемолитических пастерелл, подкожно и аэрозольно, фор мол вакциной с неполным адъювантом Фрейнда. Установлено, что комбинированный метод вакцинации является эффективнее раздельного.
Обнаружено [178], что сывороточные антитела к микополисахаридам P. haemolytica не играют роли в иммуногенезе. В то же время успешно испытана [210] вакцина из P. haemolytica, которую готовили из культур, выращиваемых в течение 18 ч на КА в присутствии клеток легкого. Культуры 4 — 5 часов инактивировали формальдегидом.
При испытании вакцины из салицилат-натриевого экстракта в эксперименте с заражением телят не достигли положительных результатов [199].
Наибольший эффект был получен при применении противопастереллезной вакцины из токсинов и поверхностного антигена культуры P. haemolytica.
Сообщается [25, 43], что биопрепараты против пастереллеза готовят из P. multocida серотипа В, а по данным тех же авторов эпизоотическое значение при пастереллезе телят принадлежит P. multocida серотипов А, Д и виду P. haemolytica.
Существует мнение [238], что применяемая для профилактики инфекции вакцина из убитых штаммов нередко не формирует достаточно напряженного иммунитета и вызывает тяжелые осложнения со смертельным исходом. Рассматривается патогенез пастереллеза, в котором большая роль отводится лейкотоксину, как фактору вирулентности возбудителя. При этом подчеркивается, что при иммунизации аттенуированными штаммами пастерелл формируется более напряженный иммунитет, в том числе по отношению к лейкотоксину, в то время как вакцина из убитых штаммов подобным эффектом не обладает.
Предполагают [210, 241] формирование у животных напряженного иммунитета, а также по-новому обосновывается патогенез пневмонии, вызываемой пастереллами. Впервые живую вакцину применили на телятах молочной породы весной 1984 г. Препарат вводили внутримышечно телятам в возрасте 3-5 недель при различных условиях содержания животных, в основном в неблагополучных по пневмонии хозяйствах. Установлено, что в производственных условиях (штат Огайо) среди привитых телят клиническое проявление болезни наблюдали у 8% животных, а среди непривитого поголовья - у 31 %. В штате Калифорния гибель среди привитых телят составила 1 - 3, среди непривитых - 7 - 13%.
Ряд авторов [128] считает, что эффективная профилактика различных форм пастереллеза возможна только при полном соответствии видового и серовариантного состава пастерелл, включенных в биопрепарат.
Природная очаговость пастереллеза мелкого рогатого скота в Хатлонскои области Таджикистана
Стойкое существование в природе возбудителей природноочаговых болезней обеспечивается их циркуляцией среди биологических объектов среды. Возбудитель каждой природноочаговой болезни является непременным компонентом в составе местных биоценозов, которые служат для него естественной средой обитания.
В сложной эпизоотической ситуации по пастереллезу овец и коз, сложившейся в Хатлонскои области РТ актуальным является изучение природной очаговости болезни с целью разработки средств и методов ее ликвидации и профилактики.
В 1999 - 2003 гг. изучали природную очаговость пастереллеза МРС в 8 районах (Восейский, Кулябский, Муминабадский, Хамадони, Темурмаликский, Фархорский, Ховалингский, Шуроабадскии) Хатлонскои области Таджикистана.
Исследованы 929 объектов (24 воробья, 14 ворон, 28 голубей, 8 горлиц, 4 домовые мыши, 746 клещей, 1 кошка, 6 кроликов, 52 крысы, 6 куриц, 16 майн, 24 пробы воды из луж), из которых выделены 711 изолятов пастерелл (табл. 3).
Наибольшее количество культур выделено в хозяйствах Шуроабадского (355) и Мумииабадского (251), наименьшее Ховалингского и Фархорского районов (по 7) (рис. 7).
Вирулентные для белых мышей штаммы пастерелл выделены (табл. 4) от домовой мыши (1 - P. muitocida серотип А), клещей (156 - Р. haemolytica биотип А, 84 - P. multocida серотип А), кроликов (6 - Р. multocida серотип В), крыс (25 - P. haemolytica биотип А, 5 - P. multocida серотип А) и из проб воды (11 - P. haemolytica биотип А, 2 - P. multocida серотип А). Наибольшая инфицирован ность среди изученных пастерелл оное ител ей наблюдается у крыс и клещей, а также в пробах воды: выделенные штаммы были вирулентными для белых мышей и патогенными для овец и коз.
Вирулентными были 192 культуры P. haemolytica биотипа А, 92 -Р. multocida серотипа А, 6 - P. multocida серотипа В, слабовирулентными и невирулентными соответственно-77, 113, I и 102, 101, 27 штаммов.
Патогенными для овец были 168 штаммов P. haemolytica биотипа А и 121 штамм P. multocida серотипа А. Все выделенные культуры P. multocida серотипа В были непатогенными для овец и коз (рис. 8).
Выделение патогенных штаммов от клещей (132 - P. haemolytica серотип А, 114 - p. multocida серотип А) и крыс (25 - P. haemolytica биотип А, 5 - P. multocida серотип А) свидетельствует об их участии в эпизоотической цепи пастереллеза МРС. В пробах воды из луж были выделены 1! культур P. haemolytica биотипа А и 2 культуры P. multocida серотипа А.
Крысы, выделяя возбудителя пастереллеза, инфицируют животноводческие помещения и пастбища, что способствует заражению животных. Клещи инфицируются при нахождении на теле больных пастереллезом животных и, сохраняя в себе пастереллы, заражают овец и коз. В дождливую погоду, возбудитель скапливается в лужах, из которых после питья заражаются животные.
В природно-климатических условиях Хатлонской области Таджикистана нападение иксодовых клещей на овец и коз происходит в течение всего года. Кроме того, эти клещи чаще, чем другие животные, являются переносчиками и хранителями болезней мелких грызунов, живущих в природе обычно несколько месяцев и редко до 1 - 2 лет.
Основной причиной распространения инфекционных болезней среди сельскохозяйственных животных является природная очаговость инфекций. Пастереллез среди овец и коз обусловлен тем, что трупы павших и отходы от вынуждено-забитых больных животных остаются необезвреженными, мелкий рогатый скот контактирует с дикими животными, грызунами, птицами и насекомыми. Распространению болезни способствуют непроведение дератизации, дезинфекции, дезинсекции, дезакаризации. Невыявленные больные животные выделяют пастереллы со слюной, фекалиями и инфицируют корма, воду, пастбища и другие объекты.
В Хатлонской области РТ мелкий рогатый скот заражается пастереллезом при пастьбе на вкраплениях первичного ландшафта и на стациях, заселенных грызунами, через кровососущих членистоногих, а также через инфицированные растительность и воду. Поэтому необходимы обследования и систематическое наблюдение за неблагополучными по пастереллезу территориями.
Таким образом, наличие природных очагов возбудителя пастереллеза обусловливает необходимость разработки мер и спецефических средств профилактики болезни. Изучение природных очагов возбудителей инфекционных болезней, в том числе пастереллеза, способствует недопущению эпизоотии среди сельскохозяйственных животных и птиц, предотвращая материальные потери, а также эпидемий среди населения.
Бивалентная гидроокисьалюминиевая формолвакцина против пастереллеза овец и коз
Иммунопрофилактика пастереллеза занимает одно из основных мест в системе противоэпизоотических мероприятий в овцеводстве. Для изготовления эффективных вакцин против пастереллеза используют высакотшуногенные штаммы пастерелл и объязательно учитывают этиологическую характеристику болезни - данные о видах и типах пастерелл, циркулирующих среди овец и коз в данном регионе. Антигенная структура пастерелл сложна. Иммуногенность пастерелл зависит от их вирулентности и определяется капсул ьными и соматическими антигенами, в то же время известна и иммуногенность бескапсульных штаммов.
Изучение всех параметров выделенных штаммов очень важно для приготовления вакцины. Например, при исследовании культуральных свойств выделенных штаммов выявили, что штаммы, давшие S-формы колоний на МПА, более вирулентные и патогенные по сравнению со штаммами, образующими колонии М- и R-форм. Колонии S-формы морфологически однородны и имеют черты капсулообразования, которое является фактором высокой вирулентности для белых мышей и патогененности для овец.
Пастереллы, вызывающие заболевание у различных видов животных, сходны по культурально-морфологическим свойствами, но болезнетворность высока для того вида животных, от которого они выделены.
Эффективная профилактика пастереллеза возможна только при полном соответствии видового и серовариантного состава пастерелл, включенных в биопрепарат, с циркулирующими в данной местности [59]. Во многих странах эффективно используются вакцины, приготовленные из высокой мму но генных местных штаммов пастерелл, поэтому для профилактики пастереллеза МРС из ассоциированных местных штаммов изготовили бивалентную гидроокисьалюминиевую формолвакцину.
На базе ТаджНИВИ выделены чистые культуры пастерелл от мертворожденных ягнят, вынужденно забитых ярочек, овцематок и козоматок. На основе этих культур разработана бивалентная вакцина против пастереллеза овец и коз.
Исследование патологического материала от этих животных проводили по общепринятой методике. Вирулентность выделенных штаммов определяли на белых мышах и кроликах.
Затем выделенные штаммы (2) пастерелл ассоциировали и получили смесь морфологически, культурально, биохимически и биологически однородных культур.
Для определения стабильности полученной ассоциации провели шесть пассажей: 5 - на белых мышах (по десять в каждом пассаже) и последний - на шести 2- - 3-месячных ярочках.
Наблюдали клинические признаки заболевания и изучали патологоанашмическне изменения у павших подопытных животных.
По завершении 6 пассажей продолжительностью 28 суток выделенная ассоциация штаммов пастерелл была стабильной, однородной, посторонняя микрофлора отсутствовала.
Опытную серию вакцины из ассоциации местных штаммов изготавливали по следующей технологии.
1-е сутки. Осуществляли посев чистой культуры пастерелл в 2 пробирки с МПБ и помещали их в термостат при температуре 38С на 5 - 6 ч, по истечении которых содержимое пробирок пересевали во флакон (40 мл) с МПБ и помещали в термостат на 14 ч.
2-е сутки. Содержимое флакона (40 мл) пересевали на 1 л МПБ (4%-ный исходный материал) и помещали в термостат на 36 ч.
4-е сутки. По стандарту мутности определяли концентрацию микробных тел, которых в 1 мл бульона было 4 млрд. Затем добавляли 38%-ный формалин из расчета 10 мл на 1 л и помещали в термостат на 48 ч.
7-е сутки. Для определения стерильности проводили посев массы на МПА, МПБ, среды Китт-Тароци и Сабуро. Затем в бульон добавляли 10 г жидкой гидроокиси алюминия (А10Н) и помещали в термостат на 48 ч.
9-е сутки. Массу снова проверяли на стерильность и помещали в термостат на 72 ч.
12-е сутки. Из массы пересевали по 0,3 мл на МПА и помещали в термостат на 7 суток.
19-е сутки. Для определения безвредности 10 белым мышам подкожно в область живота вводили по 0,3 мл, 4 морским свинкам - по 1 мл и 4 кроликам подкожно в область внутренней поверхности бедра - по 3 мл массы. За привитыми животными наблюдали в течение 10 дней. Все подопытные животные были клинически здоровы, их падежа не наблюдали, что свидетельствовало о безвредности вакцины.
29-е сутки. Проверяли антигенную активность и иммуногенность вакцины. За привитыми животными наблюдали еще 10 дней. На 21-е сутки после вакцинации подопытных животных и пять неиммунизированных белых мышей (контроль) заразили взвесью суточной культуры пастерелл в дозе 3 млрд, которую в объеме 0,3 мл вводили подкожно в область живота. За подопытными и контрольными животными наблюдали 10 дней. На 2 - 3 сутки после заражение невакцинированные белые мыши заболели и пали (при микроскопии у них были обнаружены овоидные биполярные палочки). Вакцинированные животные в течение 10 дней после заражения оставались клинически здоровыми, что свидетельствовало об антигенной активности и иммуногенности вакцины.
Производственные испытания вакцины провели на овцеферме хозяйства им. Б. Гафурова Бохтарского района в 2006 г. (1320 гол.), где была вспышка пастереллеза. Клинически больные животные были изолированы для осуществления лечебных мероприятий, а клинически здоровых животных иммунизировали опытной серией бивалентной гидроокисьалюминиевой вакцины из ассоциации местных штаммов пастерелл. Пять клинически здоровых ярок не вакцинировали (контроль). Через 10 дней иммунизированных животных ревакцинировали, после чего случаи заболевания и падежа прекратились.
На 2 - 3 сутки в иммунизированном поголовье были выявлены 6 животных в инкубационном периоде. 3 контрольных ярки (из 5) заболели пастереллезом (с явным клиническим проявлением).
Таким образом, результаты экспериментальных и производственных испытаний показали, что вакцина, изготовленная из ассоциации местных штаммов пастерелл, является безвредной и иммунногенной. Применение бивалентной гидроокисьалюминиевой формолвакцины в комплексе с ветеринарно-санитарными и зоогигиеническими мероприятиями обеспечивает сохранность 100% овец и коз.
