Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Современное состояние техники, теории и технологии культивирования и применения микроводорослей 13
1.1 Микроводоросль Dunaliella как объект исследований 13
1.1.1 Таксонометрия микроводоросли: царство, отдел, род, краткая морфология и описание 13
1.1.2 Свойства микроводорослей Dunaliella Salina как биологического объекта, условия их существования 15
1.1.3 Химический состав микроводоросли Dunaliella 18
1.1.4 Влияние условий существования микроводорослей Dunaliella Salina на соотношение пигментов в составе их клеток. Факторы каротинообразования 22
1.2 Способы (методы) культивирования микроводорослей 25
1.3 Современные конструкции биореакторов для культивирования микроводорослей (устройства для интенсификации массообмена) 31
1.3.1 Общая характеристика фотобиореакторов 31
1.3.2 Тонкослойные биореакторы 35
1.3.3 Биореакторы глубинного типа 36
1.3.4 Пленочные биореакторы 36
1.4 Гидродинамические и массообменные исследования при культивировании микроскопических водорослей 40
1.5 Методы математического описания популяций фотоавтотрофных микроорганизмов в пленочном биореакторе 47
1.6 Применение фотоавтотрофных микроорганизмов в качестве БАД 55
1.7 Хлебобулочные изделия как объект обогащения БАД 57
1.8 Цели и задачи исследования 60
Глава 2. Экспериментальные и теоретические исследования процесса накопления биомассы микроводоросли Dunaliella Salina и анализ целесообразности ее использования в составе продуктов питания 63
2.1 Химический состав и реологические свойства суспензии микроводоросли Dunaliella Salina 63
2.2 Описание экспериментальной установки. Методики проведения эксперимента 66
2.3 Кинетические закономерности процесса накопления биомассы фотоавтотрофной микроводоросли Dunaliella Salina 75
2.3.1 Культивирование Dunaliella Salina в накопительном режиме 75
2.3.2 Исследование кинетических закономерностей процесса накопления биомассы Dunaliella Salina при культивировании в квазинепрерывном режиме 82
2.4 Объект обогащения. Условия и методы анализа готового продукта 91
2.4.1 Сырье, применявшееся в работе 91
2.4.2 Методика приготовления теста, выпечка мучных кондитерских изделий и их анализ 92
2.4.3 Определение аминокислотного состава с помощью жидкостного хроматографа «BREEZE» фирмы Woters 94
2.4.4 Определение аминокислотного скора и биологической ценности изделий 96
2.4.5 Статистическая обработка результатов 97
Глава 3. Математическое моделирование процесса массообмена при культивировании фотоавтотрофных микроорганизмов Dunaliella Salina 98
3.1 Моделирование и управление процессом культивирования 98
3.2 Решение математической модели численно-аналитическим методом 102
3.3 Оценка погрешности математического моделирования. Возможность использования модели в системах управления массообменом в пленочном аппарате 107
Глава 4. Инновационные решения получения биологически активного продукта фотоавтотрофного микроорганизма Dunaliella Salina 110
4.1 Разработка эффективного способа производства биомассы фотоавтотрофных микроорганизмов 110
4.2 Автоматизация процесса культивирования фотоавтотрофных микроорганизмов 115
4.3 Пленочный аппарат для интенсивного культивирования фотоавтотрофных микроорганизмов 122
4.4 Эксергетический анализ технологической линии производства биомассы фотоавтотрофных микроорганизмов 127
Глава 5. Применение порошка Dunaliella Salina в технологии производства мучных кондитерских изделий 139
5.1 Оптимизация соотношения рецептурных компонентов методом математического планирования эксперимента 139
5.2 Исследование химического состава и биологической ценности кексов 144
5.3 Способ производства кекса повышенной пищевой и биологической ценности 149
5.4 Расчет экономической эффективности производства кексов с использованием порошка Dunaliella 154
Заключение 162
Список сокращений и условных обозначений 164
Список литературы 167
Приложения 191
- Способы (методы) культивирования микроводорослей
- Исследование кинетических закономерностей процесса накопления биомассы Dunaliella Salina при культивировании в квазинепрерывном режиме
- Пленочный аппарат для интенсивного культивирования фотоавтотрофных микроорганизмов
- Расчет экономической эффективности производства кексов с использованием порошка Dunaliella
Способы (методы) культивирования микроводорослей
Процесс культивирования микроорганизмов заключается в накоплении их биомассы и продуктов метаболизма в условиях питательной среды. Клетки фото-автотрофных микроводорослей важно обеспечить необходимым количеством световой энергии и углекислого газа и создать наиболее благоприятные для их существования температурные и кислотные условия. Выбор химического состава питательных сред и источников энергии, требующихся для полноценного роста и развития микроорганизмов в естественных или лабораторных условиях, определяются в зависимости от метаболических потребностей производимых культур.
По составу питательные среды бывают натуральные и синтетические. Последние имеют определенный химический состав с точным указанием концентрации всех соединений. Их используют при наблюдении за обменом веществ у микроорганизмов. Для накопления биомассы, а также, для первичного выделения микрокультур из естественных субстратов, применяют натуральные среды. Они содержат богатые различными органическими веществами продукты растительного (животного) происхождения со сложным и непостоянным составом.
При культивировании используют жидкие (растворы или суспензии), сыпучие или твердые питательные среды. Сыпучие среды составляют из сухих компонентов с длительным сроком хранения, предварительно растворенных или смоченных в воде. Получение твердых сред происходит путем добавления в жидкую основу уплотняющих агентов (чаще желатин, агар или силикагель).
По назначению питательные среды разделяют на универсальные, элективные и индикаторные. Первые используют для накопления микробных клеток и первоначального выявления видового разнообразия микроорганизмов в смешанных популяциях. Их использование позволяет поддерживать рост значительного числа микроорганизмов. Элективные среды создают условия, способствующие преобладанию желаемых микроорганизмов при выделении их из смешанных популяций в природных местообитаниях. Индикаторные среды применяют для быстрого выявления определенных групп микроорганизмов или особенностей их метаболизма.
В настоящее время культивирование микроводорослей возможно при поверхностном или глубинном, периодическом или непрерывном способах, в аэробных или анаэробных условиях [44, 48, 89, 90, 105, 109, 132,152, 154, 178]. Выбор метода культивирования в первую очередь зависит от цели культивирования (накопление биомассы продукта или получение необходимого метаболита) и отношения культивируемого микроорганизма к молекулярному кислороду.
При поверхностном культивировании насыщение микроорганизмов кислородом происходит непосредственно из воздуха. Используя метод аэробного культивирования, стараются максимально увеличить площадь соприкосновения субстрата с кислородом воздуха, применяют систему диспергирования.
При глубинном культивировании рост и развитие аэробных микроорганизмов обеспечивается посредством непрерывной аэрации культуральной жидкости.
При выращивании микроорганизмов в анаэробных условиях, где контакт с кислородом необходимо свести к минимуму, используют систему культивирования полного вытеснения или систему идеального смешивания. Отличие состоит в том, что при полном вытеснении культура в системе не перемешивается, а находится в виде потока жидкости, направляющегося через трубку. В тонких пленках биомассы клетки микроорганизмов обеспечены субстратом и способны развиваться с максимальной экспоненциальной скоростью. С течением времени, при утолщении пленки биомассы, их рост замедляется в результате диффузии питательной среды и кислорода, проникающего внутрь этой пленки.
Для создания анаэробных условий культивирования используют физические, химические и биологические методы. Физические методы заключаются в том, что микроорганизмы выращивают в вакуумных аппаратах, в которых воздух замещен газовой смесью (чаще используют азот с 5 % CO2 и 10 % H2). При химических методах используют химические вещества, поглощающие молекулярный кислород (щелочной раствор пирогаллола, дитионит натрия – Na2S2O4, металлическое железо и др.), и восстановительные агенты, которые добавляют в среды для снижения их окислительно-восстановительного потенциала (аскорбиновая кислота, цистеин и др.). Биологический способ создания анаэробных условий культивирования состоит в совместном выращивании микроорганизмов с аэробными или факультативно анаэробными микроорганизмами. В этом случае рост анаэробных микрокультур начинается только после полного использования кислорода аэробами. Также, анаэробные условия культивирования можно получить благодаря методам, ограничивающим доступ воздуха к растущей культуре (например, выращивание микроорганизмов в высоком слое среды или в толще плотной среды) [91].
Глубинное культивирование не требует больших площадей и громоздкого оборудования, его проще обслуживать. Объем биореакторов можно увеличить за счет увеличения их в высоту, сам процесс можно автоматизировать, а целевой продукт удобно выделять из культуральной жидкости. В зависимости от удельной скорости роста и концентрации культуры глубинное культивирование может быть периодическим и непрерывным [43, 107, 174]. Первое проводится в стационарных условиях питательной среды за определенный период - до накопления необходимого количества биомассы продукта. За это время культура подвергается четырем фазам роста и развития (рис. 1.2.1), при которых изменяются размеры ее клеток, скорость размножения, физиологические и морфологические признаки. После внесения в субстрат посевного материала наступает первая стадия развития клеток культуры - лаг-фаза (фаза задержки роста). В процессе нее микроорганизм готовится к интенсивному синтезу белка: приспосабливается к условиям среды, увеличивает размеры клеток и повышает содержание нуклеиновых кислот. Длительность лаг-фазы зависит от индивидуальных особенностей инокулята.
Далее следует фаза экспоненциального роста (логарифмического): клетки культуры размножаются с максимальной для данных условий скоростью. Период времени, необходимый для удвоения клеток, называется продолжительностью генерации. В благоприятных условиях клетки микроорганизмов могут делиться каждые 20-30 минут, их число увеличивается в геометрической прогрессии.
Третья стадия роста и развития микроорганизмов - стационарная фаза (фаза зрелости или линейная стадия). Во время нее скорость размножения клеток микрокультуры замедляется и становится равной скорости их отмирания. Таким образом, число клеток в биомассе на время остается неизменным. Наиболее длительный период фаза зрелости занимает у микроводорослей.
Количество биомассы, достигнутое в стационарной фазе, называют выходом (урожаем) [225]. Величина урожая выражается в граммах сухого вещества и определяется как разность между максимальной и исходной массой микроорганизмов:
За стационарной фазой наступает фаза отмирания, в результате которой количество клеток снижается за счет отмирания и автолиза (самопереваривания).
При периодическом способе культивирования ограничивающими факторами роста и развития микроорганизмов могут стать концентрация субстрата и накопление в нем продуктов метаболизма. В этом случае за поведением микрокультуры можно наблюдать, воспользовавшись динамической моделью Коврова [152]:
К недостаткам периодического способа культивирования относятся цикличность процесса и постоянное изменение условий роста и развития клеток микрокультур. Нерационально используется время культивирования: период фазы экспоненциального роста занимает небольшую часть производственного цикла. Из-за этого концентрация субстрата быстро снижается и увеличивается численность продуктов метаболизма, что приводят к скорому ингибированию биомассы микроорганизмов. Кроме этого, при культивировании автотрофных микрокультур для максимального увеличения суммарной продуктивности системы, лимитирующейся из-за формирования балластного слоя, полностью поглощающего свет, необходимо применять мощные лампы накаливания, теплоту от которых нужно компенсировать сложными системами охлаждения, приводящими к высоким энергозатратам. Более прогрессивным способом выращивания микроорганизмов является непрерывное культивирование. При этом методе культура находится в специальном аппарате (биореакторе), куда непрерывно подается свежий субстрат, содержащий посевной материал, выращенный до стадии экспоненциального роста. Высокая скорость притока (скорость разбавления) не позволяет питательным веществам в биомассе продукта накопиться до предела, что способствует поддержанию культуры в активном состоянии необходимое время, избегая стадии отмирания ее клеток. Скорости подачи питательной среды и отвода культуральной жидкости в аппарате устанавливаются одинаковыми.
Исследование кинетических закономерностей процесса накопления биомассы Dunaliella Salina при культивировании в квазинепрерывном режиме
В процессе исследования проводились эксперименты по воздействию на время достижения суспензией дуналиеллы заданной величины оптической плотности (0,8… 1,0 ед. опт. пл. или 2,4…4,0 АСБ) следующих параметров: концентрации углекислого газа, освещенности, расхода газовоздушной смеси, расхода культуральной жидкости (размер зазора, создаваемого пленкообразующими устройствами) и геометрических характеристик проволочной спирали, закрепленной на внутренней поверхности прозрачных цилиндрических трубок [200]. Каждый вариант опытов проводился в течение 10 сут, интервал времени между отборами проб для определения оптической плотности составлял 5 ч.
Концентрация диоксида углерода в газовоздушной смеси (ГВС) в зависимости от изменения давления на выходе из баллона с углекислым газом варьировалась в соответствии с формулой (2.2.3). Ниже представлен график зависимости коэффициента к от концентрации углекислого газа в газовоздушной смеси (рис. 2.3.5).
Рассчитанная по формуле (2.3.3) величина предельной скоцентрации СО2 в газовоздушной смеси рости захлебывания) v3, перево дящей течение культуральной пленки в режим захлебывания, с применением винтовой спирали из проволоки различной толщины составила 3,7… 4,6 м/с. В случае, когда движение пленки суспензии происходило по гладкой внутренней поверхности, значение той же скорости ГВС составило 3,0 м/с. Исходя из этого, максимально допустимое суммарное давление, нагнетаемое компрессором и баллоном, составило 67,8…86,0 кПа и 42,7 кПа соответственно; для применяемого оборудования - 1,8… 2,1 и 1,2 тех. атм.
В связи с тем, что скорость газа обычно принимается равной 80…90 % скорости захлебывания, при применении спирали из проволоки толщиной 1,3 мм рабочее давление газовоздушной смеси на выходе из смесителя составило 1,6 тех. ат. Аналогичные опыты при отсутствии проволочной спирали не проводились вследствие невысокого рабочего давления газовоздушной смеси - 0,95 тех. ат.
Зависимость роста биомассы микроводоросли дуналиеллы от концентрации СО2 в ГВС (в интервале 3… 10 %) представлена на рис. 2.3.6.
Анализ рисунка позволяет убедиться в том, что значительное ускорение роста фотоавтотрофной микроводороли наблюдается в интервале концентраций диоксида углерода от 3 до 7 %. Это свидетельствует о том, что при данных температуре и освещенности концентрация СО2 в ГВС порядка 5–7 % является насыщающей и дальнейшее ускорение накопления биомассы микрокультуры возможно лишь при интенсификации указанных факторов.
Регулировку расхода газовоздушной смеси, согласовывающегося с ее давлением на выходе из газового смесителя, осуществляли с помощью рукояток, предусмотренных на углекислотном редукторе и компрессоре. В соответствии с вычисленной скоростью «захлебывания», интервал изменения давления составлял 1,2…2,2 тех. атм. Данные по соотношению указанных значений представлены в табл. 2.3.3.
Испытания по изменению расхода ГВС проводили при 5 %-ном содержании углекислого газа. На основании полученных результатов были построены кинетические кривые (рис. 2.3.7).
Из рисунка 2.3.7 видно, что увеличение массового расхода газовоздушной смеси отчасти способствует ускорению роста микроводоросли дуналиеллы. Эта закономерность, по всей вероятности, связана с повышением массового расхода СО2 в смеси. Последующего увеличения давления газовоздушной смеси в подводящем газовом шланге не производилось в связи с большим риском перехода пленочного течения в режим «захлебывания».
Освещенность в рабочей зоне экспериментальной конструкции регулировалась с помощью использования ламп OSRAM Fluora трех типоразмеров (табл. 2.3.4), которые можно было разместить в пленочном аппарате. Лампы этого типа нагреваются неинтенсивно (в отличие от ламп ЛБ), а максимальная температура их поверхности достигает не более 35-45 оС.
Зависимости роста дуналиеллы от освещенности рабочей зоны пленочного аппарата при использовании указанных типоразмеров люминесцентных ламп представлены в виде кинетических кривых на рисунке 2.3.8. Расход газовоздушной смеси был установлен на уровне 22,8 кг/ч.
Анализ рисунка 2.3.8 позволяет сделать вывод о том, что освещенность 36,3 клк, даваемая лампой OSRAM Fluora L 36 W/77 не является насыщающей при 5 %-ой концентрации углекислого газа в ГВС. Однако, в связи с конструктивными параметрами экспериментального пленочного аппарата, другие типоразмеры подобных ламп использовать невозможно.
При варьировании расхода суспензии водоросли дуналиеллы «узким» местом контура рециркуляции является место формирования пленки. Изменять расход суспензии можно путем применения пленкообразующих устройств, которые совместно с внутренней стенкой цилиндрической трубки образуют различные зазоры. Для рассматриваемой экспериментальной установки было изготовлено 3 комплекта пленкообразующих устройств. Для каждого из комплекта была подготовлена винтовая спираль из проволоки определенной толщины (толщина проволоки меньше ширины зазора пленкообразующего устройства на 0,1 мм соответственно).
В случае изменения в пленкообразующем устройстве размера щели изменялась не только толщина кольцеобразования, но и в целом ход самого процесса культивирования. На основании экспериментальных данных были построены кинетические кривые при ширине щели 1, 2 и 3 мм (рис. 2.3.9).
Расход измеряли водяным счетчиком ITELMA (табл. 2.2.2). Согласно его принципу действия фиксировали значение расхода за все время конкретного испытания (около 10 суток), которое выражалось в м3/ч (табл. 2.3.5).
В процессе эксперимента в качестве геометрического параметра проволочной спирали, установленной в прозрачные цилиндрические трубки, был рассмотрен шаг витков. Было изготовлено 4 комплекта проволочной спирали: с шагом 5 мм и 10 мм из проволоки толщиной 1,4 мм, с шагом 15 мм и 20 мм из проволоки толщиной 2,1 мм (рис. 2.3.10).
Как видно из рисунка 2.3.10, при увеличении шага проволочной спирали от 5 мм до 15 мм происходило ускорение прироста биомассы дуналиеллы. Вместе с этим, использование проволочной спирали с шагом 20 мм приводило к замедлению культивирования.
Небольшая скорость роста и развития микроводоросли дуналиеллы в случае применения в цилиндрических трубках секции освещения спирали с шагом 5 мм объясняется тем, что при соотношении snc/dnc 4 (snc - шаг проволочной спирали, мм; dnc - диаметр проволочной спирали, мм) образующиеся в турбулентной пленке жидкости циркуляционные вихри не доходили до дна впадины между витками спирали [38]. Вследствие этого, происходило вымывание дисперсно распределенной газовой фазы из культуральной пленки, ухудшались условия массообмена.
Также уменьшение газосодержания происходило вследствие малосущественной центробежной силы из-за слабой крутки суспензии микроводоросли и вихре-образования в ней. Вместе с этим, на снижение эффективности культивирования влияло близкое расположение витков проволочной спирали, что уменьшало продуктивность поглощения клетками дуналиеллы световой энергии.
Расположение витков винтовой спирали, при котором snc/dnc = 4... 8 (при толщине проволоки 10 мм и 15 мм), оказалось наиболее оптимальным: циркуляционные вихри занимали все расстояние между витками, происходило максимальное заполнение впадин дисперсной газовой фазой и их наибольшее продвижение к стенке прозрачной цилиндрической трубки (рис. 2.3.10).
При snc/dnc 10 (при толщине проволоки 20 мм), пузырьки образовывались у основания витков и, из-за низкого центробежного воздействия вследствие раскрутки потока, скапливались близко к поверхности культуральной пленки.
Полученная зависимость (рис. 2.3.11) наглядно демонстрирует то, что в случае выхода экспериментальной установки на оптимальный режим работы, скорость роста биомассы микроводоросли остается постоянной. Исходя из этого, а также, из продуктивности выбранного штамма дуналиеллы определяется частота отбора. Если осуществлять постоянный отбор микрокультуры в количестве, равном величине прироста биомассы за один цикл культивирования, можно достигнуть фазы непрерывного роста.
Пленочный аппарат для интенсивного культивирования фотоавтотрофных микроорганизмов
Для интенсивного накопления биомассы фотоавтотрофных микрокультур, в том числе микроводорослей, современные предприятия широко используют биореакторы пленочного типа [40, 41, 123, 125, 203, 204, 215]. Устройство этих аппаратов позволяет создать максимально возможные благоприятные условия для культивируемого микроорганизма, насытить его в необходимом количестве питательными веществами, углекислым газом, а также, энергией света.
Однако существующие конструкции пленочных биореакторов не предусматривают наличие устройств, способствующих интенсивному перемещению куль-туральной жидкости при равномерном ее освещении. Это сказывается на торможении процесса культивирования и снижении качества получаемой биомассы продукта. Вместе с этим в подобных аппаратах в процессе их работы нерационально распределяется поток газо-воздушной смеси, что приводит к излишне высоким удельным энергетическим затратам.
В результате устранения вышеизложенных недостатков, был разработан пленочный фотобиореактор (рис. 4.3.1), позволяющий получать высокий выход биомассы автотрофных микроорганизмов достойного качества, а также, сократить удельные энергетические затраты, связанные с рециркуляцией культуральной жидкости и газового субстрата [129, 208, 212, 213].
Аппарат состоит из корпуса 1, который разделен горизонтальными перегородками 2 на секции ввода культуральной жидкости 3, вывода культуральной жидкости 4, и дополнительную секцию 5 с внутренней зеркальной поверхностью, предназначенную для освещения суспензии автотрофных микроорганизмов. В горизонтальных перегородках 2 вертикально установлены прозрачные цилиндрические трубки 6 с пленкообразующим устройством 7, и прозрачная рециркуляционная труба 8, расположенная вертикально по оси симметрии аппарата в дополнительной секции 5. По длине прозрачных цилиндрических трубок на их внутренней поверхности нанесена винтовая спираль из проволоки 9.
В дополнительной секции 5 коаксиально установлена лампа накаливания 10 с возможностью освещения прозрачных цилиндрических трубок 6 и прозрачной рециркуляционной трубы 8. В секции вывода культуральной жидкости 4 размещено барботажное устройство 11, выполненное в виде кольцевого коллектора по всему сечению аппарата, с патрубком 12 подачи смеси углекислого газа и воздуха. Внутри рециркуляционной трубы 8 по всей высоте аппарата установлен вал 13 в подшипниках 14 и 15. Корпус 16 подшипника 14 с крышкой 17 и сальником 18 закреплен в верхней части аппарата. Корпус подшипника 15 с крышкой 20 и сальником 21 расположен в патрубке барботажного устройства 11.
На валу 13 внутри рециркуляционной трубы 8 в зоне вывода жидкости 4 закреплен роторный нагнетатель 22, направляющий культуральную жидкость из секции вывода культуральной жидкости 4 через рециркуляционную трубу 8 в секцию е ввода 3. Нижняя часть вала 13 снабжена крыльчаткой 23, которая расположена в патрубке 12 барботажного устройства 11 с возможностью вращения вокруг своей оси за счет кинетической энергии потока смеси углекислого газа с воздухом, подаваемой в секцию вывода культуральной жидкости 4.
На корпусе аппарата 1 размещены штуцера для ввода культуральной жидкости (суспензии автотрофного организма) 24 и вывода культуральной жидкости (готовой биомассы) 25, штуцера для ввода и вывода охлаждающего воздуха 26 и 27, штуцера для вывода отработанной смеси углекислого газа с воздухом 28.
Фотобиореактор пленочного типа для культивирования автотрофных микроорганизмов работает следующим образом.
Суспензия автотрофного микроорганизма поступает через штуцер 24 в камеру для ввода культуральной жидкости 3, проходит через кольцевой зазор пленкообразующих устройств 7 и в виде жидкостной пленки стекает по внутренней поверхности прозрачных цилиндрических трубок 6. Обтекая витки винтовых спиралей 9, выполненных в виде канавки полукруглого сечения на внутренней стороне прозрачных цилиндрических трубок 6, жидкостная пленка в противотоке со смесью углекислого газа и воздуха, интенсивно взаимодействуют. Винтовая спираль 9 обеспечивает вращательно-поступательное движение жидкости и позволяет удержать большое количество культуральной жидкости на внутренней поверхности трубок 6. Наличие центробежной силы, вызванной вращательным движением пленки жидкости, предотвращает ее срыв и обеспечивает равномерное распределение по высоте прозрачных цилиндрических трубок 6.
При этом подача смеси углекислого газа с воздухом в аппарат осуществляется через патрубок 12 барботажного устройства 11, которое обеспечивает дополнительное насыщение жидкости углекислым газом в секции 4 и равномерное распределение потока газовоздушной смеси в прозрачных цилиндрических трубках 6.
За счет кинетической энергии потока смеси углекислого газа с воздухом, подаваемого в секцию вывода культуральной жидкости 4 через патрубок барботаж-ного устройства 12, крыльчатка 23 приводится во вращательное движение и заставляет вращаться вал 13, установленный в подшипниках 14 и 15, а вместе с ним и роторный нагнетатель 22, направляющий культуральную жидкость из секции вывода культуральной жидкости 4 через рециркуляционную трубу 8 в секцию е ввода 3. Рециркуляция культуральной жидкости позволяет обеспечить необходимое время культивирования автоавтотрофных микроорганизмов для достижения необходимой концентрации биомассы при заданном расходе смеси углекислого газа с воздухом (газового субстрата) с минимальными энергозатратами на процесс массообмена.
В дополнительной секции 5 суспензия автотрофного микроорганизма подвергается воздействию световой энергии посредством коаксиально установленной лампы накаливания дневного света 10. В процессе освещения лампой накаливания 10 выделяется теплота, которая компенсируется подачей охлаждающего воздуха в секцию 5 через штуцер 26. Отвод охлаждающего воздуха из секции 5 осуществляется через штуцер 27.
На выходе из цилиндрических трубок 6 насыщенная углекислым газом суспензия автотрофного микроорганизма поступает в секцию для вывода культуральной жидкости 4, где дополнительно насыщается газовоздушной смесью с помощью бар-ботажного устройства 11, при этом повышается суммарный коэффициент массооб-мена и тем самым интенсифицируется процесс культивирования. Из секции для вывода культуральной жидкости 4 суспензия автотрофного организма выводится в качестве готовой биомассы через штуцер 25.
Таким образом, предложенный фотобиореатор пленочного типа для культивирования автотрофных микроорганизмов позволяет:
- увеличить выход готовой биомассы, поскольку предусмотрено использование рециркуляционной трубы, обеспечивающей интенсивное перемещение куль-туральной жидкости;
- повысить качество получаемой биомассы в связи с тем, что созданы условия для более равномерного освещения культуральной жидкости при ее рециркуляции посредством коаксиального размещения лампы;
- уменьшить габаритные размеры аппарата и упростить его конструкцию за счет перехода от многоступенчатого аппарата к одноступенчатому;
- снизить удельные энергозатраты на получение биомассы, поскольку используется кинетическая энергия газового субстрата на входе в биореактор;
- обеспечить рациональное распределение потока газа в конструкции за счет использования кольцевого коллектора по всему сечению аппарата;
- повысить коэффициент массообмена благодаря равномерному освещению культуральной жидкости при ее рециркуляции посредством коаксиального размещения лампы и рационального распределения потока газа с помощью кольцевого коллектора, установленного по всему сечению аппарата.
Расчет экономической эффективности производства кексов с использованием порошка Dunaliella
Анализ современных тенденций на российском отраслевом рынке показал, что при снижении объема производства кондитерских изделий России на 1 %, в отрасли в целом произошли значительные качественные изменения. За 2017 г. значительно сократилось производство шоколада без добавок и различных тортов и пирожных, при этом заметно выросло производство различного рода мучных кондитерских изделий длительных сроков хранения, а также карамели и шоколадных конфет. В основном, на производственные показатели повлиял растущий экспорт мучных кондитерских изделий и частично сахаристых кондитерских изделий и карамели. Внутри страны рынки сахаристых кондитерских изделий (зефира, пастилы, мармелада), карамели, а также мучных кондитерских изделий (печенья, вафель, кексов, рулетов, пряников) находились в более выгодном положении, по сравнению с шоколадом, так как потребительский спрос смещался в сторону более дешевой кондитерской продукции.
На протяжении последних трех лет в России наблюдается подъем производства кондитерских изделий, в 2017 г. было произведено 3 675 841 тонн кондитерских изделий, что на 3 % выше объема производства предыдущего года. Лидером производства кондитерских изделий от общего произведенного объема за 2017 г. стал Центральный федеральный округ с долей около 41,2 %.
В период 2015-2018 гг. средние цены производителей на изделия мучные кондитерские, торты, пирожные и кексы недлительного хранения выросли на 1,3 %, с 223 093,4 р./т. до 225 958,8 р./т. При этом следует отметить, что 45 % продаж кондитерских изделий приходится на мучной сегмент.
На российском рынке кексов в последние годы сложилась неоднозначная ситуация без выраженного тренда вследствие нестабильности основных показателей рынка. В структуре рынка кексов в 2016 г. внутреннее производство превышало объем импортных поставок в 246,9 раз, а сальдо торгового баланса было положительное и составило 532,2 т.
При этом, лидером по импортным поставкам является Польша (более 18 %), ведущий поставщик кексов - DAN CAKE POLONIA SP. Z.O.O. (18,2 %).
Что касается экспорта, то большую часть продукции российских экспортеров покупает Грузия (более 29 %), крупнейший покупатель - ООО `KA-ГE` (27,6 %).
В настоящее время для кондитерской промышленности, как и для любой другой пищевой отрасли, актуальными остаются вопросы, связанные с повышением пищевой и биологической ценности получаемой продукции при одновременном сохранении ее товарного вида, это касается и таких мучных кондитерских изделий как кексы.
Существующие способы производства кексов предлагают готовые изделия, характеризующиеся недостаточно высокими показателями качества (п. 5.3). Вместе с этим, на сегодняшний день потребители становятся все более требовательными, интересуются уникальной и полезной продукцией, рассматривают ее качественные характеристики, сроки и условия хранения, эстетичный вид и упаковку.
Создание и производство инновационных специализированных мучных изделий (хлебобулочных и мучных кондитерских) является в настоящее время перспективным направлением эффективного развития предприятий отрасли, так как позволяет им повысить степень конкурентоспособности и занять пока еще не заполненную в значительной степени нишу новых или существующих рынков.
На основании проведенных исследований в данной работе (п. 5.1 и 5.2) был разработан новый способ производства кексов (п. 5.3), позволяющий получать готовый продукт с высокой пищевой и биологической ценностью и с высокими ор-ганолептическими показателями качества.
Далее представлено экономическое обоснование целесообразности реализации предлагаемого инновационного мероприятия, а именно производства кекса с применением порошка Dunaliella, который отличается богатым содержанием белка (до 60 % сухого веса микрокультуры) и бета-каротина. Также, одной из особенностей предлагаемого инновационного сырьевого решения является и то, что белок микроводоросли содержит почти все аминокислоты, существующие в природе (п.1.1.3). Dunaliella отличается высоким уровнем нуклеиновых кислот (до 7 % от ее биомассы).
Расчет годового режима работы предприятия представлен в таблице 5.4.1. Данный режим выбран в соответствии с классической схемой производственного процесса мучных кондитерских изделий. Таким образом, годовой режим работы предприятия составляет 250 рабочих дней.
На основании расчета производственной мощности определяем объем вырабатываемой продукции в натуральном выражении. Порядок расчета объемов производства и реализации продукции при суточной выработке 50 кг в равных ассортиментных пропорциях представлены в таблице 5.4.2.
В целях экономии сырьевых ресурсов при производстве кексов из нетрадиционного сырья рекомендуется провести частичную замену муки пшеничной хлебопекарной высшего сорта на муку пшеничную первого сорта. Расчет годовой потребности и стоимости сырья, вспомогательных материалов представлен в таблице 5.4.3.
Сравнительные расчеты доказывают повышение стоимости сырьевых ресурсов, основных и вспомогательных материалов на 105,56 тыс. р. или на 10,45 %. Это связано с изменением рецептуры в рамках использования инновационного сырья.
Расчет финансовых показателей включает калькулирование себестоимости товарной продукции и расчет основных экономических показателей выпуска продукции.
Себестоимость - это выраженная в денежной форме совокупность затрат предприятия на производство и реализацию продукции. Расчет себестоимости единицы конкретного вида продукции называется калькулированием, а документ, в котором он проводится - калькуляцией.
Расчет затрат на производство продукции и формирование цены и финансовых результатов приводятся в таблице 5.4.4.
Показатели рентабельности продукции заданы с учетом средних значений отраслевого сегмента.
Прогнозируя сумму прибыли, получаемой от реализации вырабатываемой продукции, предприятие должно смоделировать альтернативные варианты своей коммерческой стратегии. Возможности маневра при выборе коммерческих стратегий прямо зависят от уровня затрат на изготовление и реализацию продукции.
Так как эти издержки определяют ту минимальную цену, которую предприятие может установить при условии столкновения с жесткой конкуренцией или затовариванием аналогичной продукцией. Основные экономические показатели, характеризующие выпуск инновационной продукции представлены в таблице 5.4.5 и на рисунке 5.4.1.