Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 14
1.1. Краткая характеристика развития головного мозга. Морфологическая и гистохимическая характеристика нейронов коры в препубертатном периоде 14
1.2. Краткая характеристика неокортекса и гиппокампа 20
1.3. Эндокринная система и развитие головного мозга 24
1.3.1. Эпифиз 25
1.3.2. Надпочечники 29
1.4. Изменения концентрации гормонов при беременности. Влияние патологии беременности 34
1.5. Изменения эндокринной системы при стрессе во время гестационного периода. Отдаленные последствия 37
1.6. Резюме 45
Глава 2. Материалы и методы исследования 46
2.1. Методы морфометрического исследования головного мозга 48
2.2. Методы гистохимического исследования головного мозга 49
2.3. Метод исследования показателей ВНД 50
Глава 3. Влияние длительного непрерывного освещения самок крыс на показатели развития мозга их потомства 61
3.1. Влияние длительного непрерывного освещения самок крыс на показатели развития мозга их однодневного потомства 61
3.1.1. Гравиметрические показатели 61
3.1.2. Морфометрические показатели 61
3.1.2.1. Переднетеменная доля 61
3.1.2.2. Собственно теменная доля 63
3.1.2.3. Гиппокамп 64
3.1.3. Концентрация нуклеиновых кислот 65
3.1.3.1. Переднетеменная доля 65
3.1.3.2. Собственно теменная доля 66
3.1.3.3. Гиппокамп 67
3.1.4. Резюме 70
3.2. Влияние длительного непрерывного освещения самок крыс на показатели развития мозга их 40-дневного потомства 71
3.2.1. Гравиметрические показатели 71
3.2.2. Морфометрические показатели 72
3.2.2.1. Переднетеменная доля 72
3.2.2.2. Собственно теменная доля 75
3.2.2.3. Гиппокамп 77
3.2.3. Гистохимические показатели 78
3.2.3.1. Концентрация нуклеиновых кислот 78
3.2.3.1Л. Переднетеменная доля 78
3.2.3.1.2. Собственно теменная доля 79
3.2.3.1.3. Гиппокамп 80
3.2.3.2. Активность ферментов 81
3.2.4. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 82
3.2.5. Резюме 90
Глава 4. Влияние введения преднизолона беременным крысам и новорожденным крысятам на показатели развития мозга 93
4.1. Влияние введения преднизолона (0,3мг/кг) беременным крысам на показатели развития мозга их однодневного потомства 93
4.1.1. Гравиметрические показатели 93
4.1.2. Морфометрические показатели 93
4.1.2.1. Переднетеменная доля 93
4.1.2.2. Собственно теменная доля 94
4.1.2.3. Гиппокамп 95
4.1.3. Концентрация нуклеиновых кислот 95
4.1.3.1. Переднетеменная доля 95
4.1.3.2. Собственно теменная доля 96
4.1.3.3. Гнппокамп 96
4.1.4. Резюме 100
4.2. Влияние введения преднизолона (0,3мг/кг) беременным крысам на показатели развития мозга их 40-дневного потомства 101
4.2.1. Гравиметрические показатели 101
4.2.2. Морфометрические показатели 101
4.2.2.1. Переднетеменная доля 101
4.2.2.2. Собственно теменная доля 103
4.2.2.3. Гиппокамп 103
4.2.3. Гистохимические показатели 104
4.2.3.1. Концентрация нуклеиновых кислот 104
4.2.3.1.1. Переднетеменная доля 104
4.2.3.1.2. Собственно теменная доля 104
4.2.3.1.3. Гиппокамп 105
4.2.3.2. Активность ферментов 105
4.2.4. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 106
4.2.5. Резюме 111
4.3. Влияние введения преднизолона (0,0125мг/кг) новорожденным крысятам в первую неделю жизни на показатели развития мозга. Сопоставление с последствиями введения физраствора 113
4.3.1. Гравиметрические показатели 113
4.3.2. Морфометрические показатели 114
4.3.2.1. Переднетеменная доля 114
4.3.2.2. Собственно теменная доля 115
4.3.2.3. Гиппокамп 117
4.3.3. Гистохимические показатели 118
4.3.3.1. Концентрация нуклеиновых кислот 118
4.3.3.1.1. Переднетеменная доля 118
4.3.3.1.2. Собственно теменная доля 119
4.3.3.1.3. Гиппокамп 120
4.3.3.2. Активность ферментов 120
4.3.4. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 121
4.3.5. Резюме 129
4.4. Влияние введения преднизолона (0,24мг/кг) новорожденным крысятам
в первую неделю жизни на показатели развития мозга 132
4.4.1. Гравиметрические показатели 132
4.4.2. Морфометрические показатели 132
4.4.2.1. Переднетеменная доля 132
4.4.2.2. Собственно теменная доля 134
4.4.2.3. Гиппокамп 135
4.4.3. Гистохимические показатели 135
4.4.3.1. Концентрация нуклеиновых кислот 135
4.4.3.1.1. Переднетеменная доля 135
4.4.3.1.2. Собственно теменная доля 136
4.4.3.1.3. Гиппокамп 136
4.4.3.2. Активность ферментов 137
4.4.4. Показатели ВНД крысят в ПКЛ 137
4.4.5. Резюме 143
Глава 5. Влияние введения кортинеффа беременным крысам на показатели развития мозга их потомства 144
5.7. Влияние введения кортинеффа беременным крысам на показатели развития мозга их однодневного потомства 144
5.1.1. Гравиметрические показатели 144
5.1.2. Морфометрические показатели 144
5.1.2.1. Переднетеменная доля 144
5.1.2.2. Собственно теменная доля 146
5.1.2.3. Гиппокамп 147
5.1.3. Концентрация нуклеиновых кислот 148
5.1.3.1. Переднетеменная доля 148
5.1.3.2. Собственно теменная доля 148
5.1.3.3. Гиппокамп 149
5.1.4. Резюме 153
5.2. Влияние введения кортинеффа беременным крысам на показатели развития мозга их 40-дневного потомства 155
5.2.1. Гравиметрические показатели 155
5.2.2. Морфометрические показатели 156
5.2.2.1. Переднетеменная доля 156
5.2.2.2. Собственно теменная доля 158
5.2.2.3. Гиппокамп 159
5.2.3. Гистохимические показатели 159
5.2.3.1. Концентрация нуклеиновых кислот 159
5.2.3.1.1. Переднетеменная доля 159
5.2.3.1.2. Собственно теменная доля 160
5.2.3.1.3. Гиппокамп 161
5.2.3.2. Активность ферментов 162
5.2.4. Показатели ВНД крысят в ГЖЛ 163
5.2.5. Резюме 171
Глава 6. Заключение 173
Выводы 193
Список литературы
- Краткая характеристика неокортекса и гиппокампа
- Методы гистохимического исследования головного мозга
- Собственно теменная доля
- Концентрация нуклеиновых кислот
Введение к работе
Гормоны являются важными факторами, оказывающими влияние на эмбриональный органогенез головного мозга. Показано, что на этот процесс оказывают влияние стероиды коры надпочечников, эстрогены и андрогены, тиреоидные гормоны. Действуя на эмбрион/плод, гормоны могут оказывать как регуляторное, так и программирующее влияние на его развитие (М.С. Мицкевич, 1978; А.Г. Резников, 1985; В .Б. Розен, 1994; С.С. Thompson, 1996; R.H. Lusting, 1996; E.R. de Kloet, N.Y. Rots, 1996; B.S. McEwen, 1997; S.G. Matthews, 2000; J.L.W. Yau et al., 2000; B.M. Сидельникова, 2000; I.M. Abraham et al., 2001; H.E. Edwards, W.M. Burnham, 2001; A. Catalani et al., 2002; В.И. Покровский, 2003; K.B. Шмагель, В.А. Черешнев, 2004; Б.Я. Рыжавский, 2000; 2006; Р.Д. Тукаев, 2007; П.Б. Цывьян, О.П. Ковтун, 2008). На ранних стадиях онтогенеза кортикостероидные гормоны являются важнейшим фактором для роста и дифференцировки разных систем организма и, в первую очередь, ЦНС, когда они влияют на выживание, развитие и программированную смерть нейронов (J.F. Ни et al., 1999; S.G. Matthews, 2000; L.A.M. Welberg, J.R. Seckl, 2001; Н.Э Ордян и др., 2008). Глюкокортикоидные гормоны применяются при различных заболеваниях, в том числе, при патологии гестационного процесса в акушерстве, в педиатрии. В связи с этим, представляет значительный интерес вопрос как о непосредственных, так и отсроченных последствиях их введения (Е.И. Алексеева, Т.М. Бзарова, 2003; Б.Я. Рыжавский, 2006; L. Guignat et al., 2008). Важным фактором, определяющим нарушения развития головного мозга, являются различные отклонения функционирования эндокринной системы, как беременной, так и ее плодов (Ю.А. Барашнев, 2001; О.Е. Талантова, 2002; К. Folligan et al., 2005; P. Kempna, C.E.Fluck, 2008). Интерес к этому вопросу обусловливается и тем, что повышение концентрации глюкокортикоидов может определяться их гиперпродукцией надпочечниками беременной и ее плода/плодов при различных стрессовых ситуациях, а также — введением
9 беременным и новорожденным гормональных препаратов (В.Г. Шаляпина и др., 2001; A. Bozzo et.al., 2006). Показано, что стресс, перенесенный в пренатальном и неонатальном периоде, оказывает отдаленное влияние на поведение (S. Mortaud, Н. Degrelee, 1996; Н.Н. Дыгало и др., 1999; Y.P. Graham et al., 1999; К. Matthews, T.W. Robbins, 2003; Д.Р. Кудряшова и др., 2004), изменяет гормональную сферу (Н.Э. Ордян и др., 2000; С. Heim, СВ. Nemeroff, 2002), вызывает депрессию, психические расстройства (С. Heim, СВ. Nemeroff, 1999; J. Lehmann et al., 2000; R.W. Rhees et al, 2001). Вместе с тем известно, что частой причиной изменений эндокринного статуса является эмоциональный стресс (В.Б. Розен, 1996; А.С Батуев и др., 1996; R. Diaz et al., 1997; М. Weinstok, 2001; М.Г. Пшенникова, 2001; Н.Э. Ордян и др., 2006; B.S. McEwen, 2007).
Особая роль в настоящее время отводится эмоциональному стрессу. Одним из факторов, способным приводить к его развитию, является нарушение светового режима. Воздействие на человека света в ночное время "световое загрязнение" стало частью современного образа жизни и рассматривается как один из ведущих стрессовых экологических факторов, приводящих к нарушению гомеостаза и ускоренному развитию целого ряда заболеваний, особенно - у людей определенных профессий (В. Lewczuk et al., 2000; S.M. Pauley, 2004; И.А. Виноградова, И.В. Чернова, 2006, 2007; R.G. Stevens, 2006; И.А. Виноградова и др., 2007). Механизмы, которыми материнский стресс стимулирует нарушение регуляции ГГНС в развивающемся организме, остаются не до конца выясненными. Предполагается, что это происходит, прежде всего, в результате действия материнских гормонов, выделившихся под действием стрессового агента и подействовавших на развивающийся плод. Необходимо учитывать, что проблема влияния отклонений эндокринного статуса беременных женщин на функциональное состояние и динамику развития их потомства стоит достаточно остро и в связи с использованием при лечении беременных женщин гормональных препаратов или медикаментов, способных вызвать
10 изменения состояния эндокринных желез беременной и плода (А.Г. Резников, 1985; М.Я. Студеникин, 1984; Л.О. Бадалян, 1990; Ю.И. Барашнев, 2001; А.Г. Резников, 2004; Б.Я. Рыжавский, 2006). Клиническая медицина нередко сталкивается с необходимостью воздействия на головной мозг новорожденных с целью коррекции дефектов его формирования и повреждений, возникших в эмбриогенезе. Проведение терапевтических мероприятий, часто существенно влияющих на эндокринный статус, также требует выяснения механизмов, регулирующих развитие мозга в ранние периоды его развития (Б.Я. Рыжавский, 2006).
Анализ литературных источников показывает, что большинство научных исследований, посвященных влиянию пренатального и постнатального стресса на потомство, основаны на физиологических и биохимических методах (R. Diaz et al., 1997; А.С. Батуев и др., 2000; М. Weinstok, 2001; М.Г. Пшенникова, 2001; Н.Э. Ордян, С.Г. Пивина, 2003; B.S. McEwen, 2007), тогда как морфологические исследования немногочисленны В связи с этим, мы полагаем, что изучение влияния материнского стресса, оказанного до беременности, а также влияния препаратов - производных гормонов коркового вещества надпочечников на развитие головного мозга, с использованием методов количественной морфологии и цитохимии, является актуальным. Настоящая работа проводилась как часть комплексного исследования, посвященного изучению регуляции развития мозга, выполняемого на кафедре гистологии Дальневосточного государственного медицинского университета (1991-2008).
Цель исследования:
Изучить влияние продолжительного эмоционального стресса самок крыс в догестационный период, введения препаратов, производных кортикостероидов, беременным крысам и новорожденным крысятам на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития мозга.
Задачи исследования;
Изучить влияние продолжительного стрессирующего воздействия на самок крыс, оказанного до беременности, на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития мозга их одно-и 40-дневного потомства.
Изучить влияние введения беременным крысам преднизолона на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития мозга их одно- и 40-дневного потомства.
Изучить влияние введения разных доз преднизолона новорожденным крысам на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития их мозга в 40-дневном возрасте; сопоставить особенности последствий, обусловленные дозой препарата.
Изучить влияние введения беременным крысам кортинеффа (препарата с преимущественно минералокортикоидным действием) на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития мозга их одно - и 40-дневного потомства.
Сопоставить влияние на показатели развития мозга длительного эмоционального стресса будущих матерей и эффекты введения преднизолона и кортинеффа.
Научная новизна исследования:
Получены данные о влиянии продолжительного стрессирующего воздействия на самок крыс, оказанного до беременности, на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития мозга их одно- и 40-дневного потомства.
Получены данные о влиянии введения беременным крысам в последнюю треть беременности преднизолона на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития мозга их одно-и 40-дневного потомства.
Получены данные о влиянии введения разных доз преднизолона крысятам в первую неделю жизни на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития их мозга в 40-дневном возрасте.
Получены данные о влиянии введения беременным крысам кортинеффа (препарата с преимущественно минералокортикоидным действием) в конце беременности на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития мозга их одно- и 40-дневного потомства.
Научная и практическая значимость работы состоит в том, что в ней описаны последствия действия в пренатальном и постнатальном периоде препаратов, являющихся производными кортикостероидов, на морфометрические, гистохимические и физиологические показатели развития головного мозга крыс, а также последствия продолжительного эмоционального стресса самок-крыс до беременности на развитие мозга их потомства. Эти сведения представляют интерес для гистологов, неонатологов, акушеров-гинекологов, педиатров, фармакологов, изучающих развитие мозга и разрабатывающих методы коррекции дефектов его развития. Полученные данные расширяют представления о факторах, регулирующих развитие головного мозга в ранние периоды онтогенеза. Они могут быть использованы при чтении лекций в медицинских вузах на кафедрах гистологии, физиологии, психиатрии, акушерства, использоваться в лабораториях, изучающих развитие мозга.
Основные положения, выносимые на защиту
1. Длительный эмоциональный стресс самок крыс, вызванный непрерывным действием света, в период, предшествующий наступлению беременности, приводит к морфологическим и функциональным
отклонениям развития мозга потомства стрессированных животных в неонатальном и препубертатном периоде онтогенеза. 2. Введение беременным крысам препаратов — производных кортикостероидов (преднизолона, кортинеффа), а также введение преднизолона крысам в первую неделю жизни обусловливает отклонения морфометрических и цитохимических показателей, отражающих состояние нейронов коры мозга в препубертатном периоде онтогенеза, а также поведения животных в 30-дневном возрасте. Эти эффекты введения преднизолона зависят от дозы препарата. Последствия введения преднизолона и кортинеффа частично воспроизводят последствия длительного стресса самок на развитие мозга потомства.
Апробация диссертации
Материалы исследования доложены и обсуждены на расширенном заседании кафедры гистологии, на заседании Хабаровского отделения Всероссийского научного общества анатомов, гистологов и эмбриологов (Хабаровск, 2009).
Публикации
По теме диссертации опубликованы 4 печатные работы в журналах, рекомендованных ВАК для публикации диссертационных материалов.
Структура и объем диссертации
Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования и 3-х глав собственных данных, заключения, выводов и списка литературы. Работа изложена на 236 страницах машинописного текста и содержит 23 таблицы, 53 рисунка. Список литературы представлен работами 196 отечественных и 176 иностранных авторов.
Краткая характеристика неокортекса и гиппокампа
При изучении архитектоники коры в неокортексе выделяют шесть основных слоев: молекулярный, наружный зернистый, слой пирамидных клеток, внутренний зернистый, ганглионарный слой, слой полиморфных клеток (С.Н. Оленев, 1987; А.А Хачатурян, 1988; G. Niewiadomska, 2000; А.В. Триумфов, 2001; П.А. Мотавкин, 2003; Е.И. Краснощекова и др., 2007; O.Abdel-Mannan et al., 2008). Нейронная сеть, основанная на вертикальной упорядоченности нейронов коры мозга, является элементарной структурно-функциональной единицей интегративной деятельности высших отделов мозга (В.И. Комиссаров, 2005; О.С. Сотников и др., 2007). У плодов человека в возрасте 16-18 нед в коре можно выделить: маргинальную зону, корковую пластинку и субпластинку. У плодов, начиная с 36-й недели гестации, височная область характеризуется типичным для взрослого мозга строением коры, в которой можно выделить шесть цитоархитектонических слоев, толщина коры достигает 2000 мкм (Е.И. Краснощекова и др., 2007). В коре большого мозга каждый слой представляет собой отдельную популяцию: клетки слоя П+Ш - ассоциативные, слоя V - эфферентные (Е.В. Максимова, 1990; Т.М. Лютикова, Т.Я. Орлянская, 2000). Эти слои выделяют и при изучении мозга грызунов.
Нейроны неокортекса могут быть разделены на две основные категории: пирамидные и непирамидные клетки (В.Е. Охотин, С.Г Калиниченко, 1997, 2002). Пирамидные нейроны формируют основные элементы неокортекса, составляя, по крайней мере, 70 % от их общего количества. Типичные пирамидные нейроны млекопитающих имеют следующие особенности: 1) шипиковые дендриты 2) толстый радиально направленный апикальный дендрит, формирующий терминальный букет в самом поверхностном корковом слое и ряд основных дендритов 3) аксон, спускающийся к подкорковому белому веществу и образующий множество внутрикорковых коллатералей, а также - терминали, образующие синаптические контакты (J. Wenzel et al., 1980; R. Nieuwenhuys, 1994; N. Spruston, 2008).
Дендриты нервных клеток UHC и особенно дендриты пирамидных нейронов коры мозга имеют целый ряд структурных и цитологических особенностей, позволяющих говорить о них как о структурной основе логической работы нейрона. Апикальные дендриты пирамидного нейрона являются структурно и функционально гетерогенными образованиями. В них выделяют проксимальный участок, общий ствол, узлы ветвления, дистальный отдел и дендритические шипики (Н.С. Косицын, 1993; Л.О. Бадалян, 1998; А.А. Скоромец, Т.А. Скоромец, 2000). Клетки Кахаль-Ретциуса начинают дифференцироваться у мышей на 10-й день эмбрионального развития. Появление клеток слоя I протекает в двух фазах: первый пик приходится на 12-14-сутки развития, что совпадает с началом формирования корковой пластинки, тогда как второй пик начинается с 14 22 сут развития и продолжается до конца плодного периода, в течение которого в основном происходит формирование всех слоев неокортекса (F. Martinez-Garcia et al., 1994; Л.И. Хожай, В.А. Отеллин, 1999; В.И. Покровский, 2003).
Одной из характерных особенной неокортекса мозга грызунов является резкое преобладание в нем пирамидных нейронов, слабая дифференцировка наружных слоев коры: слои II, III коры мозга грызунов недостаточно четко обособлены один от другого, а образованный рассеянными мелкими клетками или их скоплениями, слой VI, также не резко отделен от V слоя и белого вещества (В.М. Светухина, 1962; Ю.В. Дудина, 2008).
У крыс кора передней теменной области гранулярна (хорошо выражен слой IV), богата разнообразными по величине клетками, отчетливо дифференцирована на слои. Слой III и, особенно II, очень слабо развиты; слой V широк и крупноклеточен, дифференцирован на два подслоя; слой VI достигает также достаточной ширины. Это зона является представительством кожной и кинестетической афферентации анализатора, который является ведущим в формировании приспособительных реакций грызунов. Комбинация гранулярности коры и крупноклетчатости слоя V характеризует эту область как сенсомоторную (В.М. Светухина, 1962).
Кора собственно теменной области крыс тонка, гранулярна, богата равномерно распределенными мелкими клетками. Мелкие, кругловатые клетки слоя IV уступают по величине мелким клеткам слоя III, имеющим более угловатые очертания; граница между слоем IV и, в сравнении с ним, более крупноклеточным V ясна, слой VI богат мелкими клетками. Кора собственно теменной области является зоной перекрытия анализаторов (В.М. Светухина, 1962). Гиппокамп, или старая кора, состоит из аммонового рога и зубчатой извилины. Гиппокамп входит в комплекс структур, отвечающих за эпизодическую память, организацию эмоций, обучение и другие поведенческие реакции, осуществляет контроль ГГНС и, таким образом, глюкокортикоидной секреции (О.С. Виноградова, 1975; К.Ю. Резников, Г.Д. Назаревская, 1989; L.W. Yau et al., 2000; L.J. Bertoglio et al., 2006; Э.Б. Арушанян, Э.В. Бейер, 2007; Ю.В. Дудина, 2008).
Основными клеточными элементами гиппокампа являются пирамидные нейроны, имеющие длинные апикальные дендриты, ориентированные строго перпендикулярно к плоскости клеточного слоя. В противоположном апикальным дендритам направлении отходят ветвящиеся базальные дендриты. Пирамидные нейроны гиппокампа расположены чрезвычайно плотно, в результате чего расстояние между их цитолеммами равняется 10-20 нм (О.С. Виноградова, 1975; Т.Н. Ониани, 1981; АЛ. Gulyas et al, 1998; М. Megias et al., 2001; П.А. Мотавкин, 2003; Ю.В. Дудина, 2008).
Методы гистохимического исследования головного мозга
Гистохимические исследования включали:
1. Определение концентрации НК в ядрышке, ядре и цитоплазме пирамидных нейронов II и V слоев неокортекса ПТД и СТД, а также - поля СА1 гиппокампа (рис.2.4-2.6, 2.10-2.12). Для этого измерялась оптическая плотность этих структур при использовании монохроматического света с А,=550 нм на препаратах, окрашенных галлоцианином по Эйнарсону, при помощи морфометрического аппарата "Мекос". Исследовалось не менее 25 клеток каждой из указанных областей.
Нейроны представляют собой диплоидные, неделящиеся клетки. Под концентрацией в их ядрах НК понималось суммарное содержание ДНК и РНК. В связи с одинаковым содержанием в ядрах нейронов ДНК выявляемые различия концентрации НК рассматривали как следствие различий концентрации РНК. В цитоплазме НК представлены почти полностью различными видами РНК, преимущественно рибосомальной.
2. Определение активности NADH-d и NADPH-d, отражающих преимущественно интенсивность митохондриальных и внемитохондриальных окислительных процессов соответственно, проводили тетразолиевым методом по Lojda (3. Лойда и др., 1982) в нейронах II и V слоев неокортекса и поля СА1 гиппокампа (рис.2.13-2.16). Из СТД правого полушария готовились криостатные срезы толщиной 20 мкм, которые монтировались на покровные стекла для реакции в инкубационной среде, содержащей 1,5 мл фосфатного буфера, 4 мг тетразолия синего и 2 мг NADH-d или NADPH-d. Инкубация проводилась в термостате при температуре 37С в течение 30 минут. Результат оценивали измерением оптической плотности продуктов реакции в цитоплазме, при Х-=550 нм, на аппарате «Мекос». В каждом случае проводили измерения в 25 нейронах каждой области.
Показатели ВНД оценивались по параметрам регистрации поведения 30-дневных крысят в ПКЛ в оригинальной компьютерной программе Rat Test Version 1.0. Преобладающим анксиогенным стимулом в ПКЛ является боязнь открытого пространства и высоты. Этот тест основан на безусловной реакции на потенциально опасную среду и представляет парадигму конфликта двух мотиваций — присущей животному исследовательской активности и мотивации страха. Основными показателями уровня тревожности в этом тесте служат время, проведенное в открытых рукавах лабиринта и число свешиваний с открытых рукавов: чем выше эти показатели, тем ниже уровень тревожности. Время, проведенное в открытых рукавах лабиринта и число вертикальных стоек отражают общую двигательную и исследовательскую активность (Н.Э. Ордян, С.Г. Пивина, 2002). Во время опыта каждое животное помещалось в ПКЛ, где в течение 3 минут регистрировались суммарное время и число элементарных поведенческих актов: свешивании, стоек, груминга, принюхиваний, движений, заходов в открытые и закрытые рукава лабиринта. Время, в течение которого животное не выполняло ни одно из перечисленных выше действий, обозначено как время бездействия. По перечисленным компонентам поведения определялись интегральные характеристики: исследовательская активность и уровень тревожности (Ю.А. Сапожников и др., 2002).
Статистическая обработка данных проведена на ПК с использованием программы Statistica 6. Высчитывались среднее арифметическое значение (М), ошибка (т), медиана. Различия считали достоверными при Р 0,05.
При асимметричности рядов средняя арифметическая величина может быть недостаточной для их характеристики. Поэтому одним из подходов, примененных нами при статистической обработке материала, состоял в определении медиан изученных показателей в разных группах и их сравнение с группой, принятой за норму. Медиана - это значение, которое делит распределение пополам: половина значений больше медианы, половина - меньше, точнее, не больше её (С. Гланц, 1999).
Собственно теменная доля
Масса тела однодневного потомства, полученного от подопытных самок, не имела достоверных различий от показателей контрольной группы (5,6+0,18 г против 5,3±0,08 г). Воздействие длительного непрерывного освещения самок также не привело к изменению темпов роста мозга их потомства в однодневном возрасте. Так, средняя масса головного мозга подопытных и контрольных крысят существенно не отличалась (245±5,5 мг и 237±5,8 мг соответственно). Абсолютная масса полушария в сравниваемых группах имела близкие значения (81 ±2,3 мг в опытной группе и 78+1,8 мг в контроле). Относительная масса мозга также не имела достоверных межгрупповых различий (табл.3.1.1).
Дальнейший анализ данных показал, что ни в группе самцов, ни в группе самок по вышеназванным гравиметрическим показателям достоверные межгрупповые различия отсутствовали (табл.3.1.1).
При изучении ПТД установлено, что толщина коры у животных подопытной группы достоверно увеличилась по сравнению с интактной группой (628+8,4 мкм против 599+7,3 мкм в норме) (табл.3.1.1, рис.3.1). При этом толщина молекулярного слоя в сравниваемых группах была одинаковой (59±2,2 мкм против 59+2,4 мкм в норме).
Толщина коры у подопытных самцов достоверно превышала таковую самцов контрольной группы - 629±13,2 мкм против 593±12,8 мкм соответственно. Толщина I слоя у самцов составляла - 58±3,9 мкм против 60±3,4 мкм в контроле. В группе подопытных самок толщина коры и I слоя (627±12,3 мкм и 59+2,7 мкм) не имели достоверных различий по сравнению с соответствующими показателями интактных самок, равных 604±8,6 мкм и 58±3,5 мкм (табл.3.1.1).
Плотность расположения нейронов во II слое у подопытных крыс достоверно меньше таковой у контрольных животных и составляла соответственно 22,7±0,23 против 26,8±0,63 нейронов. В V слое также отмечается достоверное снижение числа нейронов в подопытной группе -6,4±0,08 против 8,3±0,24 нейронов (табл.3.1.1, рис.3.1).
При учете пола наблюдается достоверное уменьшение числа нейронов во II и V слое как у самцов, так и у самок подопытной группы (табл.3.1.1).
Изучение нейронов II слоя показало отсутствие достоверных межгрупповых различий по площади сечения ядрышек (1,4±0,04 мкм" против 1,5±0,06 мкм ) и ядер (27,3±1,18 мкм" против 25,7±0,67 мкм ) от таковых в контроле. В V слое отмечалось достоверное уменьшение размера ядрышек нейронов подопытных животных (1,7+0,05 против 2,0±0,08 мкм"), в то же время произошло заметное увеличение площади сечения ядер - 42,6±2,25 против 34,9±0,77 мкм"в контроле (табл.3.1.1, рис.3.2).
У самцов подопытной группы площадь сечения ядрышек и ядер нейронов II слоя не имеет достоверных отличий от показателей контроля (табл.3.1.1). Однако в V слое размер ядрышек (1,8+0,08 мкм") был достоверно меньше, чем в контроле (2,1 ±0,12 мкм ). По этим величинам изученных структур у самок подопытной группы во II слое межгрупповых различий не выявлено. У них в V слое различия площади сечения ядер нейронов являются статистически значимыми (43,4±2,59 мкм против 35,8±1,36 мкм в норме) (табл.3.1.1). 3.1.2.2. Собственно теменная доля
Толщина коры у потомства подопытных самок достоверно превышала таковую у потомства интактных животных - 542±13,3 мкм против 501+11,0 мкм (табл.3.1.1, рис.3.1). Толщина I слоя имеет близкие значения (59+2,1 мкм против 57±1,6 мкм в норме).
В группе подопытных самцов отмечается достоверное увеличение толщины коры (546±17,1 мкм против 498+11,1 мкм), по толщине I слоя не было различий между группами. Измерение толщины коры и её молекулярного слоя у самок сравниваемых групп не выявило достоверных различий (табл.3.1.1).
Достоверные межгрупповые различия обнаружены по числу нейронов во II (22,2±0,22 против 25,4±0,51 в контроле) и V слое (6,4+0,07 против 7,7±0,23 в контроле) (табл.3.1.1, рис.3.1). Аналогичная картина наблюдается у животных обоего пола: плотность расположения нейронов в исследованных слоях у самцов и самок подопытной группы достоверно меньше, чем в норме (табл.3.1.1).
Площадь сечения ядрышек нейронов II слоя коры подопытных крыс не отличается от таковой в норме и равняется 1,5+0,03 мкм (в контроле -1,5±0,05 мкм"). В то же время, площадь сечения их ядер достоверно превышает данный показатель в норме (27,9+1,37 мкм" против 24,8±0,62 мкм2) (табл.3.1.1, рис.3.2). В V слое неокортекса площадь сечения ядрышек нейронов не имеет достоверных межгрупповых различий (1,8±0,07 мкм , в контроле - 1,9±0,07 мкм ). В то же время, подопытная группа отличалась от контрольной группы достоверно большей площадью сечения ядер в нейронах V слоя - 41,3+2,13 мкм" против 35,4+0,98 мкм в норме (табл.3.1.1, рис.3.2).
Концентрация нуклеиновых кислот
Собственно теменная доля Толщина коры у крыс подопытной группы была равна 501+8,5 мкм и не отличалась значимо от величины, характерной для контрольных животных, равной 523±10,6 мкм. Толщина её I слоя составила 51 ±1,3 мкм, достоверных различий по данному показателю с контролем (55±2,5 мкм) не обнаружено.
У подопытных животных количество нейронов в стандартном поле зрения во II (29+0,18 против 22,4±0,12) и V (8,3±0,13 против 6,4±0,09) слое достоверно больше, чем в контроле (табл.4.1.1, рис.4.1).
Изучение морфометрических показателей нейронов II и V слоев показало отсутствие достоверных различий между группами. Площадь среза ядрышек нейронов II слоя не отличается от таковой в норме (1,5+0,05 мкм" против 1,5±0,08 мкм"). Размеры ядер нейронов (30,4+1,12 мкм") данного слоя у подопытных животных также имеют близкие значения с таковыми в норме (30,8+1,87 мкм"). В V слое площадь сечения ядрышек составляет 1,8+0,08 мкм", ядер - 46,7+2,56 мкм", т.е. эти размеры также не отличаются от соответствующих показателей контроля (1,8±0,07 мкм" и 46,0+2,16 мкм" соответственно). По площади сечения ядрышек нейронов в сравниваемых группах достоверные различия не обнаружены (1,8±0,09 мкм против 1,7±0,02 мкм в норме). Площадь ядер у подопытных крыс достоверно увеличена и равна 50,0±2,06 мкм2 против 45,4±0,99 мкм2 в норме (табл.4.1.1, рис.4.1). толщина толщина I число число число число коры, ПТД слоя ПТД нейронов в нейронов в нейронов в нейронов в поле зрения, поле зрения, поле зрения, поле зрения, ПТД, II слой ПТД, V слой СТД, II слой СТД, Услой норма введение преднизолона (0,3мг/кг) беременным крысам
Морфометрнческне показатели головного мозга (в%) однодневных крысят -потомства самок, получивших преднизолон (0,3мг/кг) в конце беременности (норма принята за 100%).
Переднетеменная доля В ядрышках пирамидных нейронов II слоя у подопытных крыс отмечается достоверное уменьшение концентрации НК (0,871±0,029 усл. ед. против 1,012±0,062 усл. ед. в норме) (табл.4.1.2, рис.4.2). В ядрах пирамидных клеток данного слоя по этому показателю не было межгрупповых различий (0,585±0,024 усл. ед. против 0,688±0,054 усл. ед. в контроле). В нейронах V слоя концентрация НК составила 0,788±0,042 усл. ед. - в ядрышках и 0,499±0,038 усл. ед. - в ядрах. Указанные показатели -достоверно меньше таковых у интактных крыс, равных 0,973±0,052 усл. ед. и 0,604±0,031 усл. ед. соответственно (табл.4.1.2, рис.4.2). концентрация НК в концентрация НК в концентрация НК в концентрация НК в ядрышках нейронов, ядрах нейронов, ядрышках нейронов, ядрах нейронов, ПТД, Целой ПТД, Пслой ПТД, Vслой ПТД, V слой норма введение преднизолона (0,3мг/кг) беременным крысам
Показатели концентрации нуклеиновых кислот в нейронах ПТД (в%) однодневных крысят - потомства самок, получивших преднизолои (0,3 мг/кг) в конце беременности (норма принята за 100%).
Собственно теменная доля В группе экспериментальных животных концентрация НК в ядрышках и ядрах пирамидных нейронов во II слое не имела отличий от контроля; в V слое ее концентрация в ядрышках нейронов подопытной группы составила 0,830±0,058 усл. ед., ядрах нейронов - 0,53110,044 усл. ед., т.е. также не имела достоверных отличий от показателей контроля, равных в ядрышках -0,94810,088 усл. ед. и ядрах - 0,62510,067 усл.ед. (табл.4.1.2).
Гиппокамп В группе подопытных животных отмечается понижение содержания НК в ядрышках нейронов (0,68210,028 усл. ед. против 0,98010,105 усл. ед.). Подобная картина наблюдается и в ядрах нейронов подопытных животных -0,45210,024 усл. ед. против 0,69710,081 усл. ед. в контроле. Данное снижение концентрации НК в вышеуказанных структурах нейронов является статистически значимым (табл.4.1.2, рис.4.3).
