Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 14
1.1. Отличительные особенности естественного насиживания от искусственной инкубации яиц 14
1.2. Трансовариальное применение различных препаратов и БАВ для стимуляции эмбрионального развития птиц 18
1.3 Характеристика янтарной кислоты, ее применение в медицине, ветеринарии и животноводстве 20
1.4. Характеристика коламина и его применение в биологии, животноводстве и сельском хозяйстве 26
1.5. Характеристика серина, его применение в медицине, ветеринарии и животноводстве 29
Глава 2. Собственные исследования 35
2.1. Материалы и методы исследований 35
2.2. Результаты исследований 40
2.2.1. Поиск оптимальных концентраций коламина и янтарной кислоты для предынкубационной обработки яиц кур 40
2.2.1.1. Эксперимент 1 40
2.2.1.1.1. Показатели биоконтроля инкубации 41
2.2.1.1.2. Зоотехнические показатели 43
2.2.2.2. Эксперимент 2 44
2.2.2.2.1. Показатели биоконтроля инкубации 44
2.2.2.2.2. Зоотехнические показатели 45
2.2.2.3. Эксперимент 3 46
2.2.2.3.1. Показатели биоконтроля инкубации 47
2.2.2.3.2. Зоотехнические показатели 48
2.2.2.4. Эксперимент 4 49
2.2.2.4.1. Показатели биоконтроля инкубации 50
2.2.2.4.2. Зоотехнические показатели 51
2.2.2. Подбор оптимальной концентрации серина при сочетанном использовании с коламином и янтарной кислотой 51
2.2.2.5. Эксперимент 5 51
2.2.2.5.1. Показатели биологического контроля 52
2.2.2.5.2. Интерьерные показатели 53
2.2.2.5.3. Зоотехнические показатели 54
2.2.2.5.4. Биохимические показатели 55
2.2.2.6. Эксперимент № 6 57
2.2.2.6.1. Показатели биоконтроля инкубации 58
2.2.2.6.2. Интерьерные показатели 59
2.2.2.6.3. Зооветеринарные показатели 60
2.2.2.6.4. Биохимические показатели 62
2.2.3. Сравнительный анализ применения Як, Кол и Сер отдельно и сочетанно 64
2.2.3.7. Эксперимент 7 64
2.2.3.7.1. Показатели биоконтроля инкубации 65
2.2.3.7.2. Интерьерные показатели 66
2.2.3.7.3. Зоотехнические показатели 67
2.2.3.7.4. Биохимические показатели 67
2.2.4. Эффективность двукратной обработки инкубационных яиц: до инкубации растворами Кол, Як и Сер и на 19-е сутки - раствором Кол 69
2.2.4.8. Эксперимент 8 69
2.2.4.8.1. Показатели биоконтроля инкубации 70
2.2.4.8.2. Интерьерные показатели 71
2.2.4.8.3. Зоотехнические показатели 72
2.2.4.8.4. Биохимические показатели 73
2.2.4.9. Эксперимент № 9 74
2.2.4.9.1. Показатели биоконтроля инкубации 75
2.2.4.9.2. Интерьерные показатели 79
2.2.4.9.3. Физиологические показатели 79
2.2.4.9.4. Клинико-биохимические показатели 80
2.2.4.9.5. Гистологические показатели 87
2.2.4.9.6. Зооветеринарные показатели 101
Производственная проверка 104
Обсуждение результатов исследований 108
Глава 3. Заключение 136
3.1. Практические рекомендации 136
3.2. Перспективы дальнейшей разработки темы 137
Список сокращений
- Отличительные особенности естественного насиживания от искусственной инкубации яиц
- Показатели биоконтроля инкубации
- Показатели биоконтроля инкубации
- Гистологические показатели
Отличительные особенности естественного насиживания от искусственной инкубации яиц
Как известно, в основу режимов искусственной инкубации яиц птиц заложены знания о естественном насиживании яиц наседкой. Однако даже самые совершенные инкубаторы не способны обеспечить идеальных условий, создаваемых наседкой. Указанный фактор и ряд других, описанных ниже, увеличивают эмбриональную гибель при искусственном инкубировании яиц и нуждаются в своевременной и высокотехнологичной профилактике.
Традиционные инкубаторы, независимо от конструкции, способны показывать результат вывода здоровых цыплят в среднем в пределах 75-85 %, у современных инкубаторов этот показатель несколько выше, однако достигнуть 100% вывода, получаемого при насиживании яиц наседкой с условием биологической полноценности яиц, не удается (Билоус А. Ф., 1991; Щербатов В.И., 2012). Отмечено, что при естественном насиживании число погибших эмбрионов с 19-го по 21-й день в 6 раз меньше, чем в инкубаторе. По данным Рольника В. В. (1968), перенос яиц из инкубатора в гнездо в последние 3 дня может сократить количество погибших зародышей кур на 4,9%. При естественном насиживании источником тепла служит тело наседки, а сам процесс насиживания яиц контролируется гормонами, в частности переднего отдела гипофиза. При пробуждении инстинкта насиживания передний гипофиз домашних кур изменяется под действием пролактина с образованием большого числа «клеток насиживания». Для образования так называемых «наседных» пятен, расположенных в зоне прохождения больших артерий, необходим пролактин (создает отек и потерю перьев) и эстрогены (увеличивают площадь их васкуляризации). Это обеспечивает хороший прогрев яиц под наседкой, однако температура при насиживании и в период, когда наседка покидает гнездо, разнится (Рисунок 2).
Процесс насиживания предполагает контакт наседки с верхней частью яйца, поэтому есть разница между температурой нижней и верней его частью. В гнезде курицы она в среднем составляет 34-32С (Третьяков Н. П. и др., 1978). Также температура отличается в зависимости от расположения яйца (в центре или периферии гнезда). Поэтому для равномерного прогрева всех яиц с 1-го дня насиживания птиц перекатывает яйца - более нагретые перемещает из центра на край гнезда, где они остывают, а при следующем перекатывании делает наоборот. С 1-го по 11-й день насиживания курица перемещает яйца около 35-и раз в сутки, а с 12-го по 21-й день до 48 раз. Непосредственно перед выводом птица активно перекатывает яйца в гнезде (Фердинандов В.В.,1931). Необходимо отметить, что при естественном насиживании происходит кондуктивный обогрев яиц (за счет непосредственного соприкосновения поверхности яйца с поверхностью тела наседки), а при искусственной инкубации - конвективный (за счет теплого воздуха) (Третьяков Н. П. и др., 1978).
Во время отлучек наседки, которые физиологически для нее необходимы, температура яиц снижается в среднем на 4-6 С (Baldwin S. P., 1932). Суточные колебания температуры яиц колеблются в пределах 3-4С (утром с 4 до 8 ч и днем с 14 до 16 ч) (Рольник В. В., 1968). При насиживании в 1-е сутки они имеют температуру до 38,5 С, в то время как в инкубаторе температура постоянна и равна 37,4 С, а перед выводом эти температуры составляют соответственно 40,4 и 41,5 С. Следовательно, в начале насиживания яйца получают больше тепла нежели в инкубаторе (Хаскин В. В., 1960). Это связано с тем, что 1-ые 3 дня инкубации в яйце протекают преимущественно реакции, связанные с поглощением тепла, поэтому эмбрионы кур особенно чувствительны к недостаточному обогреву яиц в этот период. При этом масса зародыша увеличивается более чем в 10 раз (Пчелкин Ю. и др., 1985).
Учеными отмечено, что при естественной инкубации имеет наличие так называемого ионного облака, которое образуется за счет трения пера о яйцо (Третьяков Н. П. и др., 1978), а также биоакустики, при которой наседка издает звуки, стимулирующие развитие в яйце (Тихонов А.В. и др., 1988).
Исследованиями ученых установлено, что при естественном насиживании яиц индейкой, белок под наседкой полностью использовался к концу 18-го дня инкубации, а в инкубаторе на 19-й день оставался неизрасходованным в количестве от 0,5 до 2,0 г. При этом степень втянутости желтка на 25-й день у зародышей при насиживании также была выше (Беличенко Т. И., 1961). Также установлено, что при искусственной инкубации яиц можно выделить эмбрионы с хорошим и слабым развитием, а также эмбрионов-задохликов, замерших, кровяные кольца, а при естественной инкубации - все эмбрионы имеют хорошее развитие (Реснянская Е. В., 1970). При этом высокая смертность зародышей наблюдается во 2-ом периоде инкубации.
Учеными установлено, что высокая эффективность насиживания в сравнении с искусственной инкубацией обусловлена ежедневными многократными цикличными колебаниями внутрияйцевой температуры через каждые 30-60 мин днем и через 1-2 ч ночью во время пересаживаний курицы в гнезде. Это эволюционно необходимый физиологический механизм для отведения излишков тепла во избежание перегрева (Kuiper J. W., 1951; Хасанова С., 1988; Рудь А., 2004). Подтверждением этого факта являются исследования Третьякова Н.П. (1990), который установил, что при естественном выводе гибель зародышей в последний период инкубации от гипертермии практически отсутствует. Точно дозированные стрессы оказывают благоприятное действие на организм (Забудский Ю. И., 1990; Zulkifli I., 1995; Tazawa H, 1987; Wang Guangying, 1990; Фандеев Е. И. и др.,1996). Однако, стрессы, сопровождающие искусственную инкубацию, не являются дозированными и физиологичными, что отрицательно сказывается на развитии эмбрионов кур.
Еще одной отличительной особенностью насиживания является большая циркуляция воздуха, активное испарение, повороты и перекатывания яиц от периферии к центру наседками, в среднем осуществляющими 50-200 поворотов в сутки. Во время каждого поворота происходит укладка яйца тупым концом вверх или экваториально, что обеспечивает не только равномерное прогревание и аэрацию яиц, но и предотвращает возможность прилипания зародышей к подскорлупным оболочкам. При этом положение эмбриона ориентируется головой к тупому концу яйца, что оптимально ко времени вывода. По мнению C. Romijn (1938) большей скоростью роста обладают зародыши, у которых более интенсивный газообмен, как у эмбрионов кур при естественном насиживании, нежели при искусственной инкубации.
Гибель зародышей кур при насиживании связана, прежде всего, с внутренними факторами (наследственность, низкое качество яиц), а причинами гибели эмбрионов при искусственной инкубации являются как внутренние, так и внешние факторы (Uzieblo, A. et al., 1984).
Согласно классификации Маршалла (Marschall W., 1947), к внешним причинам, влияющим на 1-ый пик гибели (чаще первые 24 ч), относятся:
– не физиологичная температура инкубации, обуславливающая асинхронное развитие различных тканей и органов;
– малое количество поворотов яиц;
– гипоксия.
К внутренним факторам относят:
– неправильная ориентация эмбриона в яйце;
– наличие летального гена.
2-ой пик смертности, связан с внешними факторами (чаще на 13-е сутки), в частности:
– нарушение температурного и влажностного режима инкубации;
– неправильное положение эмбриона в яйце в связи с недостаточным углом наклона барабана и количеством поворотов.
На основании вышеизложенного можно заключить, что эффективность естественной инкубации намного выше, чем искусственной, однако в условиях производства для инкубирования большого количества яиц необходима искусственная инкубация.
Важность стимуляции эмбрионального развития уже в первые сутки инкубации состоит в том, что первоначально зародыши, имеющие более высокий темп развития, к моменту вывода оказываются более подготовленными к наклеву и последующему вылуплению (Сипин В. Г., 1991, 1985). Именно поэтому применение изучаемых в данной работе БАВ перед инкубацией может способствовать более высоким темпам роста зародышей за счет оптимизации обменных процессов и повышения естественной резистентности, а значит, и адаптационных возможностей организма.
Показатели биоконтроля инкубации
Некоторые показатели биоконтроля инкубации представлены в Таблице 4. Применение растворов Як и Кол в различных концентрациях способствовало снижению эмбриональной смертности. Так, в опытных группах при использовании растворов янтарной кислоты отмечено уменьшение кровяных колец в 1,14-1,46 раза, замерших в 1,14-1,38 раза, задохликов в 1,14-1,41 раза, слабых в 1,22-1,79 раза, а при применении растворов коламина зафиксировано снижение количества отходов инкубации: кровяных колец в 1,07-1,46 раза, замерших в 1,06-1,27 раза, задохликов в 1,04-1,26 раза, слабых в 1,12-1,5 раза. При этом использование янтарной кислоты способствовало увеличению выводимости яиц на 2,01-5,07, а вывода цыплят на 2,21-6,07%, а при применении коламина- на 1,24-4,06% и на 1,47-4,78%, соответственно, по сравнению с контролем. Максимальный эффект применяемых БАВ был получен в опытных группах, где для обработки инкубационных яиц применяли растворы 0,1% Як, а также 0,1% Кол.
Установлена криволинейная зависимость между показателями выводимости яиц и вывода цыплят и концентрацией растворов БАВ. Так, с повышением концентрации раствора Як с 0,01% до 0,1% отмечено увеличение вывода цыплят с 2,21% до 6,07% по сравнению с контролем. При дальнейшем увеличении концентрации раствора Як разница между опытом и контролем по этому показателю уменьшилась до 4,23% и 2,57%. Аналогичная зависимость установлена и при использовании коламина.
Показатели биоконтроля инкубации
Также как и в предыдущем исследовании, двукратная обработка яиц оказала стимулирующее влияние на рост и развитие зародышей на разных стадиях эмбриогенеза (Таблица 48).
На 4-ые сутки инкубации установлено достоверное ускоренное развитие эмбрионов опытных партий, у которых малый диаметр сосудистого поля был на 8,7-13,0 % больше (р 0,01), чем у контрольных, длина эмбриона увеличилась на 5,6-11 % (р 0,05), а масса на 33-38,9 % (р 0,001). В дальнейшем различия между опытными и контрольными группами сглаживаются. Так, на 8-ые сутки инкубации отмечено увеличение массы эмбриона на 4,2-5 %.
Следует так же отметить, что на 11-е сутки инкубации у большего количества яиц опытных групп было установлено более раннее смыкание аллантоиса, по сравнению с контролем, что подтверждает стимулирующее влияние предложенных веществ на эмбриогенез цыплят (Таблица 49).
По данным М. В. Орлова (1950, 1987) своевременное и правильное развитие аллантоиса характеризует развитие зародыша в целом в предыдущие периоды и готовность его к последующему развитию и росту, так как именно аллантоис выполняет множество жизненно важных функций, в том числе- дыхательную. Из яиц со своевременным замыканием аллантоиса цыплята выводятся раньше, кроме того растут лучше, и молодки созревают быстрее.
Из таблицы видно, что количество яиц первой категории увеличилось на 4-7 % по сравнению с контролем.
Кроме того, как показали исследования, у зародышей опытных партий была установлена положительная динамика показателя «усушки» яиц.
По данным Найденского М.С. (1996) высокая интенсивность изменения этого показателя в первую половину инкубации является нежелательным фактором, так как осуществляется испарение жизненно необходимой влаги, что в значительной мере затрудняет и замедляет развитие эмбриона. При этом, после замыкания аллантоиса, испарение воды происходит за счёт «отработанной», вследствие чего указанное явление приобретает положительный характер, повышая интенсивность обменных процессов у зародыша, а значит, стимулируя рост и развитие особи (Таблица 50). Необходимая тенденция изменения показателя «усушки» для роста и развития эмбриона прослеживаются в Таблице 50.
Из Таблицы 50 видно, что в первую половину инкубации (до 12-х суток) в опытных партиях потери в массе яйца были несколько меньше, чем в контроле, тогда как уже на 12-е сутки этот показатель во всех партиях был практически равнозначным. Далее, на 16-е сутки, незначительное преимущество по данному показателю регистрировали в опытной группе.
Стимуляция эмбрионального развития способствовала увеличению вывода здорового молодняка (Таблица 51).
Как видно из таблицы, выводимость яиц и вывод цыплят в опытных группах достоверно увеличились на 8,43-9,26 % (р 0,001) и на 8,27-9,38 % (р 0,001), соответственно, по сравнению с контролем.
Следует отметить, что как результат повторной обработки раствором коламина максимальный биологический эффект, также как и в предыдущем эксперименте, установлен в 1-ой опытной партии, в которой количество задохликов снизилось более чем в 2 раза, а вывод цыплят увеличился на 9,38%, по сравнению с контролем.
Высокая интенсивность развития цыплят 1-ой опытной группы обусловила проявление эффекта акселерации (Рисунок 8).
Как видно из таблицы, в опытных группах наблюдается превосходство по качеству молодняка по критериям «Пасгар» на 1,3-1,5 и «Оптистарт» на 0,9 балла по сравнению с контролем. Следует отметить, что при оценке молодняка по данным шкалам качества от наивысшего значения, равного 10, цыплята теряют баллы за отклонения в развитии.
Необходимо отметить, что рефлекс поведения в опытных группах был выражен лучше (переворот цыплят со спины на ноги занимал менее двух секунд, нежели в контроле), а дефекты пупочного кольца у опытных особей встречались реже.
Вышеизложенное свидетельствует о том, что действие данных естественных метаболитов способствует оптимизации условий развития эмбрионов. Поэтому не удивительно, что и цыплятам суточного возраста из опытной группы удалось получить более высокие баллы за качество.
Гистологические показатели
Вышеуказанные гепатопротекторные свойства (Таблица 58), определили позитивные морфологические изменения в структуре гепатоцитов у молодняка суточного возраста опытной группы (Рисунки 11, 12).
Гистологическая структура печени цыплят 1-ой опытной группы. Строма органа представлена тонкими прослойками междольковой и портальной соединительной ткани с проходящими в них сосудами и нервными волокнами. Дольчатость органа слабо выражена. Балочное строение сохранено, печёночные балки располагаются относительно близко друг к другу. Между печёночными балками расположены равномерно расширенные синусные капилляры в состоянии умеренного кровенаполнения. Диаметр центральных и портальных вен не увеличен, а просвет их обычно пуст. Эндотелий сосудов без признаков повреждения. Гепатоциты содержат в цитоплазме округлые оптические пустоты мелкого и среднего размера, сами гепатоциты при этом крупных размеров и округлой формы. Границы между клетками хорошо выражены, оксифильная цитоплазма гепатоцитов окрашена относительно равномерно. Ядра гепатоцитов чётко просматриваются, располагаются преимущественно в центре клеток, окрашены базофильно, неравномерно с преобладанием гетерохроматина, образующего крупноглыбчатые скопления преимущественно по периферии ядра. В отдельных клетках встречаются крупные полиплоидные ядра. Лимфоидные узелки не визуализируются. При этом признаки жировой дистрофии печени слабо выражены. Гистологическая структура печени контрольной группы. Строма органа представлена тонкими прослойками междольковой и портальной соединительной ткани с проходящими в них сосудами и нервными волокнами. Дольчатость органа слабо выражена. Балочное строение сохранено, печёночные трабекулы (балки) располагаются на значительном расстоянии друг от друга. Между печёночными балками заметны неравномерно расширенные просветы синусных капилляров, переполненных форменными элементами крови, преимущественно эритроцитами. Диаметр центральных и портальных вен увеличен, а просвет их густо заполнен большим количеством эритроцитов. Эндотелий сосудов без признаков повреждения. Гепатоциты содержат в цитоплазме округлые оптические пустоты мелкого, среднего и крупного размера, в результате чего размер и форма самих клеток также варьирует от крупных округлых до средних полигональных. Границы между клетками плохо выражены, оксифильная цитоплазма гепатоцитов окрашена неравномерно, имеет грубую и среднюю зернистость. Ядра гепатоцитов чётко просматриваются, располагаются преимущественно в центре клеток, окрашены базофильно, неравномерно с преобладанием эухроматина. Небольшие мелкоглыбчатые скопления гетерохроматина локализуются преимущественно по периферии ядра. Лимфоидные узелки не визуализируются. Отмечены признаки жировой дистрофии.
Таким образом, морфологические изменения печени цыплят контрольной и опытной групп характеризуются развитием паренхиматозной жировой дистрофии, что характерно для цыплят в данный период развития, так как питание в первые дни жизни осуществляется за счёт эндогенных депо питательных веществ (Tarugi, 1994). Однако в контрольной группе паренхиматозная жировая дистрофия развита неравномерно в отдельных печеночных дольках и сопровождается ярко выраженной белковой, преимущественно зернистой, дистрофией. Из этого следует, что запас питательных веществ на момент вылупления у цыплят контрольной группы значительно меньше, и метаболизм их сопровождается напряжением функциональных систем клетки с развитием ацидоза. Одновременно с этим развивается нарушение внутриорганного кровообращения в виде венозного застоя. В опытной группе жировая дистрофия печени развита относительно равномерно и не сопровождается развитием других патологических процессов. Также обращает на себя внимание различие в морфологии ядер гепатоцитов: количество гетерохроматина увеличено в ядрах гепатоцитов у цыплят опытной группы, что свидетельствует о высокой митотической активности клеток растущего организма.
Установлено также влияние вышеуказанных БАВ на формирование костяка. Положительные результаты были подтверждены гистологическими исследованиями бедренной кости цыплят суточного возраста.
Гистоархитектоника трубчатых костей цыплят контрольной и 1-ой опытных групп (Рисунки 13-16) сохранена и характерна для данного вида животных в этот период онтогенеза.
Снаружи кость покрыта хорошо развитой надкостницей, состоящей из плотной волокнистой соединительной ткани и молодых остеогенных камбиальных клеток – преостеобластов и остеобластов различной степени дифференцировки, за исключением суставных поверхностей эпифизов, покрытых гиалиновым хрящом. Камбиальные клетки веретеновидной формы имеют небольшой объем цитоплазмы и относительно большие овальные ядра, содержащие внутри несколько маленьких ядрышек. В надкостнице визуализируется большое количество кровеносных сосудов капиллярного типа в состоянии умеренного кровенаполнения.
Диафиз трубчатой кости построен из пластинчатой костной ткани, образуя преимущественно компактное костное вещество, представленное несколькими рядами параллельных костных пластинок. Губчатое вещество практически не развито.
Эпифиз трубчатой кости построен из хрящевой ткани по типу гиалинового хряща, с хорошо развитым межклеточным веществом, покрытого с поверхности надхрящницей. Хондроциты отличаются овальной формой, небольшим гиперхромным ядром и слабоокрашенной цитоплазмой. Хондробласты, расположенные в надхрящнице и метафизе, имеют округлую форму и крупное гиперхромное ядро. Линия метафизарного хряща четкая, хорошо выражена.
При гистологическом исследовании различия между опытной и контрольной группами не были установлены, однако было проведено морфометрическое исследование костной ткани, которое выявило ряд преимуществ у особей опытной группы (Таблица 61).
Данные Таблицы 61 свидетельствуют о том, что в опытной группе прослеживается тенденция к увеличению диаметра гаверсовых каналов по сравнению с контролем в 1,4 раза, (благодаря наличию большего количества сосудов и мезенхимальных клеток), что особенно необходимо цыпленку в данный период онтогенеза. Значительно преобладает толщина субхондральной пластинки в опытной группе, следовательно, комплекс метаболитов оказывает положительное влияние на периферический отдел эпифиза.