Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Этиология, классификация, патогенез, диагностика и лечение желчного перитонита (обзор литературы)
1.1. Этиология, классификация и патогенез желчного 17
перитонита
1.2. Структурно-функциональная организация защитных и детоксицирующих систем организма
1.2.1. Микросомально-монооксигеназная система печени 22
1.2.2. Иммунная система 23
1.2.3. Экскреторная система 25
1.2.4. Желудочно-кишечный тракт 25
1.3. Моделирование микросомально-монооксигеназной системы печени на принципах электрохимического окисления
1.4. Моделирование 34
миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных
лейкоцитов на принципах электрохимического окисления
1.5. Непрямое электрохимическое окисление крови с 44
использованием гипохлорита натрия
ГЛАВА 2. Характеристика материала и методов исследования
2.1. Характеристика исследуемых животных 51
2.2. Методика получения гипохлорита натрия 52
2.3. Методика определения концентрации гипохлорита натрия 54
2.4. Экспериментальный блок исследований, проведенный в условиях стендовых опытов
2.4.1. Исследование кинетики титрования электролизного раствора гипохлорита натрия
2.4.2. Микробиологические исследования 55
2.4.2.1. Исследование факторов патогенности микроорганизмов
2.4.2.2. Исследование дегидрогеназной активности микроорганизмов
2.4.2.3. Исследования удельной скорости роста микроорганизмов и биосинтеза нуклеиновых кислот
2.4.2.4. Исследование чувствительности микроорганизмов к бактерицидной активности сыворотки крови
2.5. Экспериментальный блок исследований на интактных животных
2.5.1. Исследование биоэлектрической активности головногмозга
2.5.2. Модулирование молекулярных механизмов антимикробной функции миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов на принципах электрохимического окисления
2.5.2.1. Исследование жизнеспособности нейтрофильных гранулоцитов крови
2.5.2.2. Исследование хемилюминесценции нейтрофильных гранулоцитов крови
2.6. Экспериментальный блок исследований на животных с моделью желчного перитонита
2.6.1. Создание модели экспериментального желчного 59
перитонита
2.6.2. Лечение экспериментального желчного перитонита 60
2.6.3. Макроскопическое исследование органов брюшной полости
2.6.4. Исследование редокс-зависимого механизма миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов при экспериментальном желчном перитоните на принципах электрохимического окисления.
2.6.5. Исследование антитоксической функции печени при экспериментальном желчном перитоните на принципах электрохимического окисления
2.6.6. Исследование микросомально-монооксигеназной системы печени и процессов биотрансформации ксенобиотиков при экспериментальном желчном перитоните на принципах электрохимического окисления
2.6.7. Исследование микросомально-монооксигеназной системы печени и процессов биотрансформации ксенобиотиков при лечении экспериментального желчного перитонита
2.6.8. Гематологические исследования 64
2.6.9. Исследование процессов перекисного окисления липидов крови
2.6.10. Исследование содержания малонового диальдегида 65
2.6.11. Исследование индекса окисленности липидов
2.6.12. Статистические исследования
ГЛАВА 3. Моделирование молекулярных механизмов микросомально-монооксигеназной системы печени при экспериментальном желчном перитоните на принципах электрохимического окисления
3.1. Клиническое состояние и макроскопическая картина органов брюшной полости у животных с экспериментальным желчным перитонитом
3.2. Физико-химические и электрофизиологические свойства электролизного раствора гипохлорита натрия
3.3. Модулирование антитоксической функции печени при экспериментальном желчном перитоните на принципах электрохимического окисления
3.4. Модулирование микросомально-монооксигеназной системы печени и процессов биотрансформации ксенобиотиков при экспериментальном желчном перитоните на принципах электрохимического окисления
ГЛАВА 4. Моделирование молекулярных механизмов миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов при экспериментальном желчном перитоните на принципах электрохимического окисления
4.1. Модулирование антимикробной функции миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов на принципах электрохимического окисления
4.2. Модулирование редокс-зависимого механизма миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов на принципах электрохимического окисления
ГЛАВА 5. Микросомально-моноксигеназная система печени и процессы свободнорадикального окисления при лечении экспериментального желчного перитонита
5.1. Состояние микросомально-монооксигеназной системы печени и процессов биотрансформации ксенобиотиков при лечении экспериментального желчного перитонита
5.2. Состояние процессов свободнорадикального окисления при лечении экспериментального желчного перитонита
Заключение 117
Выводы 133
Литературный указатель
- Микросомально-монооксигеназная система печени
- Экспериментальный блок исследований, проведенный в условиях стендовых опытов
- Исследование хемилюминесценции нейтрофильных гранулоцитов крови
- Модулирование редокс-зависимого механизма миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов на принципах электрохимического окисления
Микросомально-монооксигеназная система печени
В исследованиях многочисленных авторов применение непрямого электрохимического окисления крови с использованием ЭРГХН при лечении больных с перитонитом, свидетельствуют о достоверном снижении токсемии и, сокращении сроков лечения (Н.Ю. Векслер, Г.А. Бояринов, 2005), а также улучшение кислородтранспортной функции крови и уменьшение вероятности развития интерстициального отека легких (А.Ю. Яковлев, Г.А. Бояринов, И.В. Мухина, Н.В. Емельянов, 2005; А.Ю. Яковлев, 2007). При аортальном введении натрия гипохлорита у больных с разлитым перитонитом и панкреонекрозом отмечали выраженное снижение ферментемии и токсинемии, а также улучшение кислородтранспортной функции крови и уменьшение вероятности развития интерстициального отека легких [Яковлев А.Ю., 2003].
Исследования, проведенные у больных вторичным распространенным перитонитом, показали, что в микробиологической структуре абдоминального экссудата главенствующую роль играет грамотрицательная флора (до 60%); грамположительные микроорганизмы составляют около 30%. В 41% случаев определялась E.coli; в 14% – Enterobacter spp.; в 7,6% – Proteus spp.; в 8,4% – Enterococcus spp.; в 16% – Staphylococcus spp.; в 4% – Pseudomonas aeruginosae; в 9% – Klebsiella spp., которые имею высокую степень антибиотикорезистентности (Н.М. Федоровский, 2004).
Общеизветсно, что ЭРГХН обладает выраженным антимикробным действием в отношении грамположительных и грамотрицательных микроорганизмов (Э.А. Петросян, 1990). Так, промывание брюшной полости у больных с генерализованным перитонитом 0,06-0,1% растворами натрия гипохлорита обеспечивает получение не только достоверного бактерицидного, но и фибринолитического эффекта, способствующие раннему разрешению гнойно-воспалительного процесса в брюшной полости и снижению смертности больных от тромботических осложнений (А.Ю. Кулевич, К.Г. Багаудинов, Н.Н. Краев, 1994; С.Ю. Рудаков, Г.В. Филипович, 1996).
При исследовании калий ионной проницаемости микробной стенки под действием ЭРГХН был обнаружен различный механизм его повреждающего эффекта. Так, после обработки ЭРГХН клеток золотистого стафилококка (Staph. aureus 209P), скорость утечки ионов калия была значительно меньше скорости её утечки из клеток кишечной палочки (E.coli K12), что указывает о существовании двух возможных механизмов действия ЭРГХН на микробную стенку: один из них связан с увеличением калий ионной проницаемости за счет нарушения целостности поверхностных структур вследствие перекисного окисления липидов, а другой – с нарушением липидно-белковой структуры в результате окисления участков-мишеней микробной стенки (Э.А. Петросян, 1990).
Большинство экспертов признают, что в ближайшие годы, к сожалению, не приходится ожидать появления новых, «прорывных» антибиотиков, более того, все острее встает проблема антибиотикорезистентности госпитальной инфекции (Л.С. Страчунский, Ю.Б. Белоусов, С.Н. Козлова, 2000). Поэтому современная научная мысль идет по пути возвращения в строй ряда давно известных антибактериальных препаратов, которые либо были выведены из арсенала врача в силу своих побочных эффектов, либо проявили неизвестные ранее положительные качества (А.В. Аверьянов, Б.Р. Гельфанд, 2010). Одним из таких антибиотиков является полимиксин В, обладающий высокой активностью против широкого спектра грамотрицательной флоры, включая полирезистентные штаммы, и в то же время обладающий значительной нейро- и нефротоксичностью. Идея воздействовать токсичным антибиотиком на генерализованную инфекцию за пределами кровеносного
русла в экстракорпоральном контуре принадлежит H. Kushi et al., (2005) и J.L. Vincent (2005). Позже в работе D. Cruz et al., (2009) были опубликованы результаты предварительных исследований 64 больных с абдоминальным септическим шоком по оценке эффекта гемоперфузии через колонки с полимиксином В, где авторами доказано достоверное увеличение среднего артериального давления и респираторного индекса, уменьшение потребности в вазопрессорах и уменьшение показателей 28-дневной летальности до 32% против 53% в контрольной группе. Подобная работа в 1989 году была выполнена Э.А. Петросян, который для повышения эффективности лечения экспериментального калового перитонита предложил проводить предварительную однократную обработку грамположительной и грамотрицательной микрофлоры ЭРГХН. Результаты исследования показали, что после однократной обработки ЭРГХН исследуемой микрофлоры наиболее выраженный синергидный эффект был получен при использовании антибиотика полимиксина В на клетки кишечной палочки (кратность эффекта возросла в 10,2 раза) и антибиотика рифампицина на клетки золотистого стафилококка (кратность эффекта возросла в 10 раз).
При изучении механизма действия ЭРГХН на микроорганизмы выделены две стадии: первая - взаимодействие ЭРГХН с участками-мишенями на бактериальной стенке и вторая - гибель микробной клетки в результате окисления. Первая стадия протекает быстро и заканчивается равновесием связанного и свободного гипохлорита натрия. Вторая стадия протекает медленно и сопровождается возрастающей гибелью микробных клеток. Остается только неясным, является ли связывание гипохлорита натрия с участками-мишенями на бактериальной стенке обратимым или же необратимым процессом. Важное отличие 1-й (быстрой) стадии от 2-й (медленной) заключается в том, что увеличение времени экспозиции не приводило к уменьшению концентрации несвязанного гипохлорита натрия, но вызывало заметное повышение процента гибели микробных клеток. Также автором было установлено, что динамика изменения связанного гипохлорита натрия не зависила от его исходной концентрации. Однако после превышения определенного уровня концентрации связанного гипохлорита натрия в среде отмечалось полное подавление роста микрофлоры (Э.А. Петросян, 1991).
В настоящее время достаточно успешное применение в качестве способа антиоксидантной терапии при острой абдоминальной патологии нашел применение -токоферол-ацетат, который способен ингибировать образование липопероксидов, прерывать цепи процессов свободнорадикального окисления, нейтрализовать свободные радикалы в момент их появления и участвовать в образовании окислительно-восстановительных систем. Предохраняя антиоксидантные белок-липидные системы мембран эритроцитов, -токоферол-ацетат способен поддерживать стабильность эритроцитов, а также работу ряда ферментов и коферментов (В.Г. Кукес, А.К. Стародубов, 2012).
Представленный нами литературный обзор является попыткой обобщения и анализа накопленной информации об эпидемиологических и патогенетических аспектах развития перитонита, который диктует необходимость пересмотра общей тактики лечения данного контингента больных и поиска новых эффективных методов его комплексного лечения.
Экспериментальный блок исследований, проведенный в условиях стендовых опытов
Кровь путем венепункции собирали в пробирку, содержащую гепарин (10 ед. на 1,0 мл крови), куда добавляли 1 % раствор декстрана Т-500 (М.м. 500 000) для ускорения осаждения эритроцитов и отстаивали в течение 60 мин при комнатной температуре. Надосадочную жидкость, содержащую лейкоциты и тромбоциты, наслаивали на градиент фиколл-верографин (Pharmacia, Sweden) (1,077 г/см) и центрифугировали 25 мин при 400 g. К осадку, содержащему лейкоциты и следы эритроцитов, добавляли 1,0 мл дистилированной воды на 20-25 с для лизиса эритроцитов, после чего восстанавливали осмотичность среды раствором Хенкса (не содержащего
Са2+ и Мg2+). Клетки центрифугировали при 400 g 10 мин и проводили повторную отмывку, при необходимости повторяли лизис эритроцитов. Количество жизнеспособных нейтрофилов определяли путем их окраски 0,5% раствором трипанового синего (Serva, США) (Р. Адамс, 1983). В камере Горяева подсчитывали число нейтрофилов с сегментированным ядром не менее 10 раз, которые выражали в процентах. Результаты оценивали в люминесцентном микроскопе, используя фильтры, которые обеспечивают возбуждающий свет с длиной волны не более 490 нм и эмиссию с длинной волны 520 нм. Суспензия нейтрофильных лейкоцитов, содержала не менее 90% клеток с жизнеспособностью 95%. Данная выживаемость определялась, как выживаемость в интактной группе (ИГ). В контрольной группе (КГ) выживаемость определялась путем внесения в суспензию со стандартной концентрацией нейтрофильных гранулоцитов (5х106 кл/мл) 150 мМ хлорида натрия. Для модулирования молекулярных механизмов миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов в суспензию со стандартной концентрацией нейтрофилов добавляли соответственно 0,5 мкМ ЭРГХН основная группа №1 (ОГ №1); 1 мкМ ЭРГХН - ОГ №2; 3 мкМ ЭРГХН - ОГ №3 и 6 мкМ ЭРГХН - ОГ №4. После этого изучалась жизнеспособность нейтрофильных гранулоцитов окрашенных 0,5% раствором трипанового синего.
Исследование хемилюминесценции нейтрофильных гранулоцитов крови проводилось по методу M.E. Wilson, M.A. Trush, K. Van Dyke (1978) в модификации Г.И. Клебанов, И.В. Бабенкова, Ю.О. Теселкин и др. (1988) на аппарате LKB «Wаllaс»-1251 (Финляндия) с использованием венозной крови 6 здоровых, беспородных собак-самцов, весом 13,7+1,2 кг. В кювете со средой Хенкса (Х) (рН 7,4), содержащей 1 мМ Са2+ вносили стандартную концентрацию (5х105 кл/мл) нейтрофилов и 0,1 мл 5,610- 4 М раствора люминола (Lm) (LKB, Швеция). Объем суспензии доводили до 5,0 мл раствором Хенкса после чего при непрерывном перемешивании магнитной мешалкой, регистрировали кинетику спонтанной хемилюминесценции (ХЛсп). После того, как спонтанное увеличение хемилюминесценции нейтрофилов выходило на плато в кювету для стимуляции клеток добавляли 0,4 мл (20 мг/мл) суспензии сульфата бария (BaSO4) и регистрировали стимулированную кинетику хемилюминесценции (ХЛст). Измерения проводили при 370 С. Для модулирования молекулярных механизмов миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов через 30 с после внесения сульфата бария в кювету добавляли 1 мкМ ЭРГХН - основная группа №1 (ОГ №1). Подобные же исследования проведены с добавлением 3 мкМ ЭРГХН - основная группа №2 (ОГ №2) и 6 мкМ ЭРГХН - основная группа №3 (ОГ №3), соответственно. Кинетику хемилюминесценции регистрировали до тех пор, пока не прекращалось увеличение интенсивности ее свечения. Результаты экспериментов представлены в виде кинетических кривых изменения интенсивности хемилюминесценции в мВ по данным не менее 10 независимых опытов.
В последние десятилетия достаточно широко обсуждаются вопросы диагностики, профилактики и лечения абдоминального сепсиса, протекающего на фоне гнойно-воспалительных заболеваний мягких тканей. По данным некоторых исследователей, при гнойно-некротических процессах мягких тканей, клинические проявления сепсиса регистрируются в 62,5-77,6% наблюдений (И.А. Ерюхин, 1998; А.Л. Костюченко, А.Н. Бельских, А.Н. Тулупов, 2000).
Учитывая вышеизложенные данные для создания модели экспериментального желчного перитонита были использованы сенсибилизированные белые крысы (К.С.Симонян, 1971), у которых предварительно на наружной поверхности тазовой конечности создавали инфицированный гнойно-некротический очаг деструкции мягких тканей, путем подкожного введения 10% раствора кальция хлорида из расчета 2,5 мл/100 г массы тела. Через 48 часов после создания гнойно-некротического очага деструкции мягких тканей животным в течение 24 часов, трехкратно, через каждые 8 часов пункционно, внутрибрюшинно вводилась аптечная желчь (ОАО «Самсон», СПб) из расчета 0,35 мл/100 г массы тела (Пат. 2175784 Российская Федерация «Способ моделирования желчного перитонита» / Э.А. Петросян,
В.И. Сергиенко, А.Х. Каде и др.; заявитель и патентообладатель ГБОУ ВПО КубГМУ Минздравсоцразвития России (RU), Петросян Э.А. (RU). -№2011120770; заявл. 23.05.11, опубл. 10.11.2001., Бюл.2001, №31). Летальность животных фиксировалась через каждые 12 часов после создания модели экспериментального желчного перитонита (Г.А. Бондарев, 1981).
Общеизвестно, что в комплексном лечении абдоминального сепсиса наряду с адекватным оперативным вмешательством и антибиотикотерапией большое место отводят методам детоксикации и противовоспалительной терапии, направленные на стимуляцию активности детоксицирующих систем организма. Протокол лечебных мероприятий состоит в следующем: животным контрольной группы (КГ) проводят интраоперационную санацию брюшной полости раствором фурацилина и внутривенное введение в заднюю полую вену 0,9% раствора NaCl из расчета 1,5 мл/100 г массы тела. Животным группы сравнения (ГС) проводят интраоперационную санацию брюшной полости раствором фурацилина, внутривенное введение в заднюю полую вену 0,9% раствора хлорида натрия (NaCl) из расчета 1,5 мл/100 г массы тела и внутрижелудочное введение по зонду 30% масляного раствора -токоферол-ацетата из расчета 15 мг/100 г массы тела в сутки. Животным основной группы (ОГ) проводят интраоперационную санацию брюшной полости раствором фурацилина, внутривенное введение в заднюю полую вену 0,03% электролизного раствора гипохлорита натрия из расчета 1,5 мл/100 г массы тела и внутрижелудочное введение по зонду 30% масляного раствора -токоферол-ацетата из расчета 15 мг/100 г массы тела в сутки. Создание модели и лечение ЭЖП проводились под наркозом: золетил 0,3 мг внутримышечно и ксиланит 0,8 мг внутримышечно из расчета на 100 г массы тела. Исследования проводились до, после создания экспериментального желчного перитонита, на 1, 3 и 7 сутки заболевания.
Исследование хемилюминесценции нейтрофильных гранулоцитов крови
Таким образом, проведя осмысление полученных результатов можно предполагать, что в момент поглощения интактными нейтрофилами лиганда сульфата бария, запускается процесс активации свободнорадикального окисления и подготовка выброса во внеклеточное пространство, так называемых «нейтрофильных внеклеточных ловушек», которое подтверждается отсутствием достоверно значимой вспышки хемилюминесценции. В последующих опытах при инкубировании суспензии активированных нейтрофилов с различными концентрациями электролизного раствора гипохлорита натрия регистрируется дозозависимая реакция хемилюминесцентного ответа, когда низкие концентрации индуцируют процессы пероксидации с возможным выбросом во внеклеточное пространство «нейтрофильных внеклеточных ловушек», содержащие высокореактивную смесь с деконденсированным хроматином (ДНК и гистонами), тесно ассоциированную с протеазами и антимикробными пептидами цитоплазматических гранул миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов, усиливая тем самым врожденный иммунный ответ. Подтверждением представленного механизма является регистрация вспышки с максимальной интенсивностью люминолзависимой хемилюминесценции при инкубации стимулированных нейтрофилов 1 мкМ электролизным раствором гипохлорита натрия, в то время как при инкубации нейтрофилов с 6 мкМ раствором происходит ингибирование интенсивности хемилюминесценции, усиление процессов свободнорадикального окисления с нарастанием содержания активных форм кислорода и ещё большим истощением антиоксидантной системы с образованием вторичных продуктов интоксикации, по мере накопления которых увеличивается гибель значительного количества нейтрофилов.
Полученные данные могут служить основой для разработки способов коррекции состояний, сопровождающихся дисбалансом окислительного метаболизма с применением средств регулирующих функцию про- и антиоксидантной защиты организма, что позволит повысить эффективность существующих методов терапии острой абдоминальной патологии.
Модулирование редокс-зависимого механизма миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов на принципах электрохимического окисления
Современные представления о развитии и исходе воспаления основываются на признании роли активированных нейтрофилов в инициации оксидативного стресса (Н.А. Маянский, 1997; Н.А. Кленова, 2006; В.И. Кулинский, Л.С. Колесниченко, 2009; I. Rahman, 2005). Гиперпродукция органических и неорганических радикалов в биологических системах с одной стороны, является необходимой функцией нейтрофильных гранулоцитов для обеспечения антимикробной защиты, но с другой стороны они же, индуцируют процессы окислительной модификации макромолекул в клетках очага воспаления, что может быть причиной индукции апоптоза.
Таким образом, образование «порочного круга» при активации нейтрофилов, ведет к еще большему окислению липопротеидов с последующим потенцированием дисбаланса редокс-метаболизма нейтрофильных гранулоцитов, приводя к угнетению их функций, дезадаптации и быстрой элиминации, что негативно сказывается на разрешении воспаления. В такой ситуации необходимо создание селективных технологий управления воспалительным процессом на основе комплексного изучения молекулярных механизмов поддержания редокс-статуса миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов. Общеизвестно, что в зоне воспаления миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов протекает с инициализацией выброса НОС1/ОС1-, вызывающие изменение физико-химических свойств тканей с преобладанием положительных водородных (Н+) зарядов над отрицательными гидроксильными (ОН-) зарядами (О.Н. Октябрьский, Г.В. Смирнова, 2007). Подобная реакция нейтрофильных гранулоцитов приводит к локальному росту окислительно-восстановительного (редокс) потенциала (Eh) до +1000 мВ (T. Stelmaszynska, J.M. Zgliczynski, 1978), что значительно выше окислительно-восстановительного потенциала в биологических средах организма, которое равно +820 мВ (А. Сент-Дьерди, 1971). К изменениям окислительно-восстановительного потенциала среды наиболее чувствительными микроорганизмами являются анаэробы, которые теряют способность размножаться уже при окислительно-восстановительном потенциале +300 мB, а при его повышении до +650 мB, происходит полное угнетение работы всех ферментных систем микроорганизмов. Падение окислительно-восстановительного потенциала ниже +120 мB позволяет сапрофитным анаэробам проникать в ткани и там быстро размножаться, учитывая, что нормальные ткани имеют относительно постоянный окислительно-восстановительный потенциал в диапазоне от +120 до +150 мB (S.M. Finegold, 1977; S.M. Finegold, E. Barnes 1977). Снижение окислительно-восстановительного потенциала в зоне воспаления является результатом образования недоокисленных продуктов (молочная кислота, кетоновые тела, аминокислоты), а также редуцирующих (сульфгидрильных) и др. соединений, которые способствует прогрессированию воспалительного процесса (Ю.Г. Шапошников, 1984). Все это свидетельствует о том, что окислительно-восстановительный потенциал среды является одним из факторов, определяющих рост и биохимическую активность микроорганизмов.
Модулирование редокс-зависимого механизма миелопероксидазно-пероксидо-хлоридной системы нейтрофильных гранулоцитов на принципах электрохимического окисления
Подобная тенденция отмечается и при исследовании ШО, который является конечным продуктом ПОЛ. В ходе исследования у животных контрольной группы с ЭЖП отмечается повышение его уровня до 0,74±0,08 отн. ед. против 0,33±0,06 отн. ед. у животных интактной группы (p 0,001), которое продолжает увеличиваться и на 1-е сутки лечения, достигая своих максимальных значений. В последующие сроки наблюдается снижение уровня ШО, который, однако, в группе сравнения и на 7-е сутки остается достоверно высоким относительно показателей животных интактной группы (p 0,01), в то время, как в опытной группе он уже не отличается от исходным величин (p 0,05).
Таким образом, при ЭЖП наблюдался рост первичных, вторичных и конечных продуктов ПОЛ в плазме. У животных группе сравнения имеет место более интенсивно протекающие процессы СРО и задержка выведения гидрофобных токсинов, в то время, как в опытной группе изучаемые показатели на 7-е сутки достигают своих исходных значений, которое объясняется окислением ЭРГХН гидрофобных токсинов с восстановлением транспортно-сорбционных функций эритроцитов.
Общепризнано, что мембрана эритроцитов отражает структурно-функциональные характеристики других клеточных мембран (V. Kagan, V.M. Savov, E.A. Serbinova, 1984).
При исследовании процессов СРО у животных контрольной группы с ЭЖП наблюдается максимальный рост концентрации первичных продуктов ПОЛ эритроцитов: уровень ИДС достигает 7,86±0,33 отн. ед. против 3,48±0,34 отн. ед. у животных интактной группы (p 0,001), а ДК - 7,11±0,50 отн. ед. против 2,95±0,40 отн. ед. (p 0,001), соответственно. При этом обращает на себя внимание, что в контрольной группе рост первичных продуктов ПОЛ эритроцитов несколько ниже, чем в плазме.
После лечения, как в группе сравнения, так и в основной группе наблюдается снижение концентрации ИДС и ДК эритроцитов, которое в группе сравнения, так и не приходит к исходным значениям, в то время как в основной группе уровень ИДС не отличается от животных интактной группы на 7-е сутки (p 0,05), а ДК - на 3-и сутки (p 0,05). Поскольку процессы ПОЛ протекают на мембранах эритроцитов, АОС которых нарушена на фоне ЭИ, можно полагать, что более интенсивный рост первичных продуктов происходит в клетках с поврежденным структурно-функциональным состоянием клеточной стенки и там, где используется менее эффективная терапия.
Если увеличение концентрации первичных продуктов в клетках можно отнести в разряд реакции адаптации, то образование большого количества вторичных продуктов, является показателем активности процессов СРО (М.Я. Малахова, 2000).
Так, у животных контрольной группы отмечается рост концентрации ТК до 4,3±0,48 отн. ед. против 1,86±0,13 отн. ед. у животных интактной группы (p 0,001), ОДК до 2,19±0,12 отн. ед. против 0,91±0,08 отн. ед. (p 0,001) и МДА до 15,0±1,62 нмоль/мл против 11,84±1,0 нмоль/мл (p 0,001), соответственно, что свидетельствует об общей тенденции развития синдрома эндогенной интоксикации. При этом менее интенсивный рост вторичных продуктов ПОЛ эритроцитов относительно первичных продуктов в плазме у животных контрольной группы, можно объяснить, большей устойчивостью АОС эритроцитов, способной ингибировать процессы СРО на уровне первичных продуктов. На 1-е сутки лечения в исследуемых группах отмечается снижение ТК и ОДК эритроцитов относительно животных контрольной группы (p 0,001), которое, однако вплоть до 7-х суток остаются достоверно высокими к животным интактной группы (p 0,05). Подобное нельзя сказать о МДА, уровень которого продолжает рост, достигая своих максимальных значений на 3-и сутки (p 0,001) и так же, как показатели ТК и ОДК не приходит к исходным величинам на 7-е сутки (p 0,01). Похожая динамика отмечается и в опытной группе с той лишь разницей, что она носит менее выраженный характер. Так, уровень ТК и ОКД эритроцитов приходит к исходным значениям на 3-и сутки, относительно животных интактной группы (p 0,05), а МДА только на 7-е сутки (p 0,05).
Качественно иная динамика наблюдается при исследовании показателей ШО эритроцитов, когда у животных контрольной группы с ЭЖП наблюдается максимальное повышение его концентрации до 6,95±0,20 отн. ед. против 2,46±0,22 отн. ед. у животных интактной группы (p 0,001). В
ходе проводимого лечения, как в группе сравнения, так и в опытной группе отмечается достоверное снижение концентрации ШО относительно животных контрольной группы (p 0,05), которое так и не приходит к исходным значениям на 7-е сутки наблюдения (p 0,05).
Таким образом, ЭЖП сопровождается развитием СЭИ, ростом первичных, вторичных и конечных продуктов ПОЛ, как в плазме, так и в эритроцитах, которые свидетельствуют в пользу усиления процессов СРО и ослабления АОС крови. При этом тенденция смещения равновесия в сторону СРО связана с повреждением в большей степени липидов и жирных кислот плазмы, и в меньшей - белково-липидных комплексов эритроцитов. Применение ЭРГХН и а-токоферол-ацетата приводит к прерыванию процессов СРО, нормализации соотношения неокисленных и окисленных липидов в плазме и эритроцитах.
Механизм предложенной схемы лечения животных основной группы с экспериментальным желчным перитонитом несет в себе с одной стороны возможность индукции Р450-зависимой монооксигеназной системы печени электролизным раствором гипохлорита натрия, которая обеспечивает окисление тиоловых групп крови и поврежденные структуры эритроцитарных мембран, а с другой - антирадикальное действие -токоферол-ацетата, направленное на ингибирование процессов свободнорадикального окисления за счет взаимодействия с металлами переменной валентности (главным образом Fe2+), что позволяет говорить о таргетном механизме действия предложенного метода лечения на вовлеченные в процесс системы и органы функциональной системы детоксикации.