Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 24
1.1. Систематика, филогения и кариология отряда Rodentia 24
1.1.1. Систематические и филогенетические отношения в отряде Rodentia 24
1.1.1.1. Систематика и филогенетика грызунов 24
1.1.1.1.1. Филогенетические отношения между представителями подотряда Myomorpha 26
1.1.2. Особенности кариотипов грызунов 29
1.2. Типы перестроек хромосом и возможное их значение для видообразования 41
1.2.1. Межхромосомные перестройки в эволюции кариотипов грызунов 41
1.2.1.1. Робертсоновские транслокации 41
1.2.1.2. Тандемные транслокации 43
1.2.2. Внутрихромосомные перестройки в эволюции кариотипов грызунов 44
1.2.2.1. Инверсии 45
1.2.2.2. Центромерные сдвиги 46
1.2.3. Вариации количества и распределения конститутивного гетерохроматина у грызунов 47
1.2.4. В-хромосомы 49
1.2.5. Нестандартные системы определения пола у представителей отряда Rodentia 50
1.3. Реконструкция предковых кариотипов 54
1.4. Особенности организации хромосомных наборов и кариотипическая эволюция в отдельных таксонах грызунов 55
1.4.1. Подотряд Anomaluromorpha 55
1.4.2. Подотряд Castorimorpha 56
1.4.3. Подотряд Hystricomorpha 56
1.4.4. Подотряд Myomorpha 57
1.4.4.1. Семейство Dipodidae 57
1.4.4.2. Семейство Calomyscidae 58
1.4.4.3. Семейство Muridae 58
1.4.4.3.1. Подсемейство Gerbillinae 58
1.4.4.3.2. Подсемейство Murinae 59
1.4.4.3.3. Подсемейства Deomyinae и Otomyinae 60
1.4.4.4. Семейство Cricetidae 61
1.4.4.4.1. Подсемейство Arvicolinae 61
1.4.4.4.2. Подсемейства Cricetinae и Neotominae 62
1.4.4.4.2. Подсемейство Sigmodontinae 66
1.4.5. Подотряд Sciuromorpha 67
1.5. Предковый кариотип грызунов 68
1.6. Скорость кариотипической эволюции в отряде Rodentia 69
1.7. Заключение 71
Глава 2. Материалы и методы 73
2.1. Материалы 73
2.1.1. Реактивы 73
2.1.2. Ферменты 73
2.1.3. Праймеры 74
2.1.4. Антибиотики, антимикотики, культуральные среды, сыворотки 74
2.1.5. Растворы и буферы 74
2.1.6. Исследованные образцы 75
2.1.7. Суспензии фиксированных метафазных клеток 75
2.1.8. Хромосомоспецифичные ДНК-библиотеки 75
2.1.9. Микродиссекционные ДНК-библиотеки 76
2.1.10. Теломерные и рибосомные ДНК-зонды 76
2.2. Методы 85
2.2.1. Получение и криоконсервация культур первичных фибробластов 85
2.2.2. Приготовление суспензий хромосом 87
2.2.2.1. Клетки костного мозга 87
2.2.2.2. Первичные фибробласты 88
2.2.3. Приготовление препаратов и дифференциальное окрашивание хромосом 88
2.2.4. Получение фракции высокоповторенных последовательностей ДНК 89
2.2.5. Получение ДНК-библиотек 89
2.2.5.1. ДНК-библиотеки сортированных хромосом 89
2.2.5.1.1. Набор сортированных хромосом Castor fiber 90
2.2.5.1.2. Набор сортированных хромосом Cavia porcellus 90
2.2.5.1.3. Набор сортированных хромосом Cricetulus griseus 90
2.2.5.1.4. Набор сортированных хромосом Dicrostonyx torquatus 90
2.2.5.1.5. Набор сортированных хромосом Microtus agrestis 91
2.2.5.1.6. Набор сортированных хромосом Mesocricetus auratus 92
2.2.5.1.7. Набор сортированных хромосом Mus musculus 92
2.2.5.1.8. Набор сортированных хромосом Tamias sibiricus 92
2.2.5.1.9. Набор сортированных хромосом Homo sapiens 92
2.2.5.2. Микродиссекционные ДНК-библиотеки 92
2.2.5.3. Теломерные и рибосомные ДНК-зонды 93
2.2.6. Флуоресцентная гибридизация in situ 93
2.2.7. Реконструкция предковых кариотипов 94
2.2.8. Секвенирование ДНК-библиотек и анализ их состава 94
Глава 3. Результаты 96
3.1. Hystricomorpha: морская свинка (Cavia porcellus) и перуанская свинка (С. tschudii) 96
3.1.1. Получение и характеризация хромосомоспецифичных проб C. porcellus; привязка проб к G-окрашенным хромосомам 96
3.1.2. Cтандартизация кариотипа 98
3.1.3. Схема распределения теломерных повторов и рибосомной ДНК 99
3.1.4. Реципрокный хромосомный пэйнтинг между хромосомами человека и морской свинки (C. porcellus) 101
3.1.5. Кариотип перуанской свинки (Cavia tschudii) и сравнительная хромосомная карта с хромосомами морской свинки (C. porcellus) 102
3.2. Castorimorpha: речной бобр (Castor fiber) 103
3.3. Sciuromorpha: азиатский бурундук (Tamias sibiricus) 103
3.4. Myomorpha: сравнительный хромосомный пэйнтинг 105
3.4.1. Род Allocricetulus и Cricetulus sokolovi 105
3.4.1.1. Кариотипирование Allocricetulus 105
3.4.1.2. Кариотипирование Cricetulus sokolovi 107
3.4.1.3. Локализация проб M. auratus на хромосомах Cricetulus sokolovi и видов рода Allocricetulus 109
3.4.2. Реципрокный хромосомный пэйнтинг между хромосомами золотистого хомячка M. auratus и темной полевки M. agrestis 112
3.4.3. Полевочьи – подсемейство Arvicolinae 114
3.4.3.1. Копытный лемминг (Dicrostonyx torquatus) 118
3.4.3.1.1. Кариотип D. torquatus 118
3.4.3.1.2. Проточный кариотип копытного лемминга 119
3.4.3.2. Реципрокный пэйнтинг между парами видов D. torquatus - M. agrestis и D. torquatus -M. auratus 120
3.4.3.3. Род Alticola 120
3.4.3.4. Роды Arvicola и Myodes 123
3.4.3.5. Слепушонки. Род Ellobius 124
3.4.3.6. Роды Alexandromys, Microtus, Terricola 134
3.4.3.7. Род Lasiopodomys 140
3.4.3.7.1. L. mandarinus 142
3.4.3.8. Внутрихромосомные перестройки в кариотипах полевочьих 147
3.4.4. Внутрихромосомные перестройки в кариотипах видов Muroidea 155
3.4.4.1. Области гомологии между MMU3 и соответствующими хромосомами других грызунов 156
3.4.4.2. Области гомологии между MMU6 и соответствующими хромосомами других грызунов 158
3.4.4.3. Области гомологии между MMU18 и соответствующими хромосомами других грызунов 161
3.4.4.4. Области гомологии между MMU19 и соответствующими хромосомами других грызунов 163
3.4.5. Состав В-хромосом лесных и полевых мышей рода Apodemus 164
Глава 4. Обсуждение 177
4.1. Корректировка сравнительных хромосомных карт бобра и бурундука 177
4.2. Первые сравнительные хромосомные карты между представителями Hystricomorpha и человеком 179
4.2.1. Предковые ассоциации, обнаруженные в кариотипе морской свинки 179
4.2.2. Уровень кариотипической дивергенции свинок 180
4.3. Кариотипические отношения между отдельными таксонами хомячьих (Cricetinae) 180
4.3.1. Род Allocricetulus 180
4.3.1.1. Эволюция кариотипа Allocricetulus 183
4.3.2. Кариотипическая эволюция в подсемействе Cricetinae 186
4.4. Кариотипическая эволюция в подсемействе Arvicolinae 192
4.4.1. Кариотип D. torquatus 192
4.4.2. Сложная система половых хромосом у L. mandarinus и внутриаутосомный полиморфизм 194
4.4.3. Высокий консерватизм кариотипов в роде Alticola 197
4.4.4. Эволюция хромосом в роде Ellobius 198
4.4.5. Предковый кариотип подтрибы Microtina 204
4.4.6. Кариотипическая эволюция в роде Lasiopodomys 205
4.4.7. Реконструкция предкового кариотипа Arvicolinae 209
4.4.8. Предполагаемый ход кариотипической эволюции в подсемействе Arvicolinae 211
4.4.9. Внутрихромосомные перестройки в эволюции кариотипов полевочьих 213
4.4.10. Скорость кариотипической эволюции в подсемействе Arvicolinae 219
4.5. Предполагаемый предковый кариотип отряда Rodentia и обзор кариотипической эволюции в таксоне 220
4.6. рДНК и интерстициальные теломерные повторы 229
4.7. Внутрихромосомные перестройки в эволюции кариотипов Muroidea 231
4.7.1. Эволюция консервативных сегментов 231
4.7.2. Эволюционные новые центромеры 233
4.8. Эволюция и происхождение В-хромосом у Apodemus 233
Заключение 238
Выводы 241
Список литературы 244
Приложение 1. Список публикаций по теме диссертационной работы 281
Приложение 2. Список публикаций в рецензируемых журналах по результатам конференций по теме диссертации 285
Приложение 3. Полный список видов грызунов, вовлеченных в сравнительные исследования с помощью метода хромосомного пэйнтинга 286
- Особенности кариотипов грызунов
- Слепушонки. Род Ellobius
- Кариотипическая эволюция в подсемействе Cricetinae
- Эволюция и происхождение В-хромосом у Apodemus
Особенности кариотипов грызунов
Кариотипы грызунов, как и других видов, первоначально исследовались традиционными цитогенетическими методами, которые дали информацию о числе хромосом и их морфологии. Была отмечена экстремальная изменчивость диплоидных чисел хромосом (от 2n=10 у некоторых южноамериканских полевых хомячков рода Akodon до 2n=102 у вискашевой крысы Tympanoctomys barrerae) и наличие В-хромосом у некоторых видов. Более того, еще до развития методов дифференциального окрашивания хромосом, Матти при изучении многочисленных групп грызунов описал различные случаи хромосомного полиморфизма и необычные системы половых хромосом у представителей отряда [Matthey, 1972]. Он высказал предположения о неравномерности скоростей кариотипической эволюции у грызунов, существовании предковых кариотипов и направлениях кариотипической эволюции.
Эти идеи впоследствии были в значительной степени поддержаны сравнительными исследованиями, которые на основании G-, Q-, R-окрашивания выявили хромосомы или области хромосом с идентичным рисунком бэндинга. Такие области получили название «консервативных сегментов». Было предположено, что эти участки имеют общее происхождение, а во многих таксонах сохраняются неизменными миллионы лет. Например, было показано, что беличьи имеют консервативные кариотипы, подобные гипотетическому кариотипу предка Rodentia [Petit et al., 1984; Viegas-Pquinot et al., 1986]. Кариотипы представителей подотрядов Castorimorpha и Anomaluromorpha также считались консервативными [Ward et al., 1991]. Напротив, имелись данные, свидетельствующие о том, что кариотипы Myomorpha сильно реорганизованы [Graphodatsky, 1989]. Дополнительно отмечались значительные вариации по гетерохроматину (например, [Graphodatsky, 1989; Patton, Sherwood, 1982; Svartman, Stone, Stanyon, 2005]), необычные системы определения пола (например, [Fredga, 1983]) и частое присутствие B-хромосом [Trifonov et al., 2002]. Исследования дифференциально окрашенных хромосом были дополнены и продолжают дополняться работами по сравнительному хромосомному пэйнтингу (Таблица 1). В первую очередь, ранние работы по хромосомному пэйнтингу подтвердили, что протяженные участки генома (консервативные сегменты или синтенные блоки) плацентарных млекопитающих остались неизменными во время эволюции [Ferguson-Smith, Trifonov, 2007; Graphodatsky, Ferguson-Smith, Stanyon, 2012; Graphodatsky, Stanyon, Trifonov, 2011]. Затем были подтверждены основные закономерности эволюции кариотипов грызунов, описанные ранее. В то же время работы по пэйнтингу показали, что сравнение дифференциально окрашенных хромосом не всегда давало достоверные результаты в силу перестроенности геномов грызунов. Особенно, это касалось представителей подотряда Myomorpha.
В целом грызуны демонстрируют серию геномных особенностей, которая не встречается в других таксонах млекопитающих: высокое кариотипическое разнообразие, частое появление сложной внутривидовой изменчивости хромосом, множество необычных механизмов хромосомного определения пола, цитохимически гетерогенный гетерохроматин. Описаны также случаи чрезвычайно быстрой реорганизации кариотипа и видообразования, не сопровождающиеся значительной генетической дифференциацией. Все эти особенности дают понять, что детальное исследование эволюции геномов грызунов необходимо для общего понимания эволюции хромосомных наборов млекопитающих. Кроме того, несмотря на то, что степень исследования кариотипа варьирует в пределах подотрядов, а кариотипические отношения между различными видами еще недостаточно изучены даже на уровне семейств в некоторых таксонах, цитогенетические данные поддерживают разделение Rodentia на пять подотрядов.
Слепушонки. Род Ellobius
В работу вовлечены три вида (E. alaicus, E. talpinus, E. tancrei) и четыре гибрида E. talpinus х E. tancrei. Материалы всех особей содержатся в «Коллекции замороженных и фиксированных тканей диких животных» ИБР РАН (номер государственной регистрации НИОКТР - АААА-А16-116120810085-1). Список проанализированных животных с полиморфными кариотипами приведен в Таблице 5. Необходимо отметить, что кариотипы некоторых из этих особей ранее были описаны по итогам G-окрашивания хромосом [Lyapunova et al., 2010], задача данного исследования состояла в подтверждении предполагаемых ассоциаций молекулярно-цитогенетическими методами.
Всего были проанализированы кариотипы трех особей E. alaicus из одной популяции и 16 особей E. tancrei из 10 различных популяций. Места отлова особей отмечены на карте (Рисунок 25).
В первую очередь был выполнен сравнительный анализ кариотипов E. talpinus и E. tancrei с идентичными диплоидными числами 2n=54. 21 аутосомная проба M. agrestis (MAGR) выявляла 35 консервативных сегментов в геноме самца E. tancrei. Пятнадцать зондов (MAGR 2, 4, 6, 10–13, 15, 16, 18-24) давали каждый по 1 сигналу, 8 зондов (MAGR 3, 5, 7-9, 13, 14, 17) метили по 2 сегмента, а зонд MAGR 1 метил 4 сегмента (Рисунок 26). Зонд MAGR X давал идентичные сигналы на обеих X-хромосомах самца. Зонды MAGR Y не давали никаких специфических сигналов в геноме E. tancrei. Было обнаружено, что фрагмент MAGR13 расположен на хромосоме 2, а фрагменты MAGR7 и MAGR17 расположены на хромосоме 5 для E. talpinus, что вносит корректировку в опубликованные ранее данные [Romanenko et al., 2007a] (Рисунок 26).
Черные квадраты обозначают позиции центромер. Вертикальные черные полосы и цифры рядом с ними отмечают локализацию хромосомных сегментов M. agrestis (MAGR). В сером квадрате приведена пара хромосом 7 E. talpinus.
Сравнение кариотипов E. tancrei и E. talpinus с использованием аутосомных зондов M. agrestis показало полную гомологию хромосом между этими видами слепушонок, за исключением одной пары хромосом, №7, которая отличается положением центромеры (Рисунок 26). Анализ кариотипов гибридов подтвердил эти данные.
У E. tancrei с 2n=30 21 аутосомный зонд MAGR выявил 35 консервативных сегментов в геноме, что соответствует геномному составу типичного E. tancrei, 2n=54. Сравнение выявило полную гомологию между акроцентриками в кариотипе типичных E. tancrei с 2n=54 и соответствующими Rb метацентриками в кариотипе особи с 2n=30. Наименьший метацентрик Rb (Rb (24.26), Рисунки 27, 28а) не был обнаружен в кариотипах других хромосомных форм, в том числе в кариотипах особей с низким числом хромосом, 2n=32, населяющих северный берег реки Сурхоб. Акроцентрические хромосомы, вовлеченные в транслокацию, определили как хромосомы № 24 и 26.
У остальных хромосомных форм E. tancrei с помощью FISH были определены негомологичные робертсоновские транслокации, неразличимые на уровне G-окрашивания (Рисунки 28, 29-31). При этом кариотипы особей 24914 и 24915 с 2n=48, 25601 и 25618 с 2n=30 из Шилиби, 25613 и 25614 из Сариная с 2n=32 оказались идентичными. Кариотипы особей из Сарипула отличались по одной паре Rb(16.20) и имели 2n=33-34.
Кариотипическая эволюция в подсемействе Cricetinae
До настоящего исследования C. sokolovi и A. curtatus были включены в сравнительные исследования только по данным G-бэндинга [Romanenko et al., 2007b]. Тогда же было показано, что C. sokolovi является сестринским видом для рода Allocricetulus, тогда как другие полосатые хомячки ближе к Cricetus cricetus и C. longicaudatus. Объединение Allocricetulus+C. sokolovi поддерживалось двумя предполагаемыми синапоморфиями: наличием уникальной ассоциации MAUR2/7/11/3/13 и разрывом MAUR6. Тем не менее, последующий анализ данных хромосомного пэйнтинга показал, что ассоциация MAUR2/7/11/3/13 не идентична в этих двух линиях. В отличие от Allocricetulus, кариотип C. sokolovi содержит 2 фрагмента MAUR7, один из которых является частью синтении MAUR2/7/11/3/13, тогда как другой формирует ассоциацию с MAUR1. По-видимому, ассоциации MAUR2/7/11/3/13 у Allocricetulus и MAUR2/7b/11/3/13 у C. sokolovi возникли независимо. Кроме того, теперь ясно показано, что кариотип C. sokolovi включает в себя один элемент, гомологичный MAUR6, и не содержит ассоциаций MAUR1/18/8, 10/20, в отличие от того, что сообщалось ранее [Romanenko et al., 2007b]. Разрыв MAUR7 и наличие ассоциаций MAUR1/7a и 8/18/10 – уникальные особенности C. sokolovi среди Cricetinae. Полученные данные заставили внести существенные уточнения в сравнительную карту хромосом видов из родов Cricetus, Cricetulus и Allocricetulus (Рисунок 53, [Romanenko et al., 2007b]).
Общий анализ данных сравнительного хромосомного пэйнтинга, полученных для разных видов Cricetinae, позволил приблизиться к пониманию структуры предкового кариотипа этого подсемейства и хода кариотипической эволюции в таксоне. Ранее проведенные реконструкции [Romanenko et al., 2007b] потребовали существенного пересмотра в связи с получением новых данных о структурах кариотипов современных видов и получению новых схем, отражающих филогенетические отношения между видами.
В работе мы опирались на филогению Cricetinae, предложенную ресурсом TimeTree [TimeTree: the timescale of life] (Рисунок 54). Несмотря на то, что в соответствии с ранее полученными данными [Neumann et al., 2006] род Phodopus представляет собой наиболее раннее ответвление в таксоне, это не находит отражения в современных филогенетических построениях. Порядок ответвления родов внутри Cricetinae по молекулярным данным остается неразрешенным.
Отношения между видами внутри рода Phodopus остались неизменными, что прекрасно согласуется с кариотипическими данными. Вероятнее всего, предок рода имел 2n=40 и содержал следующие элементы, гомологичные MAUR: 1/16/3/13, 2/15, 3, 4/10/3/11, 4/12, 5p, 5q, 6/11, 6/15, 7, 8, 8/18, 8/19/17, 9/14, 10, 11, 16/20, 19, 21, X. В ветви, ведущей к P. campbelli и P. sungorus, произошло 6 слияний, 3+15/2, 5q+9/14, 7+8/19/17, 8/18+5p+4/10/3/11, 10+16/20, что привело к формированию кариотипа с 2n=28, структура которого идентична кариотипам обоих видов. Формирование же кариотипа P. roborovskii происходило за счет других преобразований: у этого вида произошел разрыв элемента MAUR5p и слияния 5q+16/20, 7+10, 8/18+5p+8/19/17 (Рисунок 54).
Род Mesocricetus несомненно монофилетичен. Кариотип предка всего рода имел, по-видимому, 2n=46. При этом в ветви, идущей к M. auratus и M. raddei, произошли слияния предковых элементов MAUR5 и 9, а также разрыв предковой ассоциации MAUR3/11. Согласно филогенетическим построениям виды M. brandti и M. newtoni объединяются в единую кладу. Такое объединение не находит подтверждения на цитогенетическом уровне: для M. brandti характерны разрыв MAUR3/11 и слияния MAUR1+9, 4+9 и 11+13, тогда как кариотип M. newtoni характеризуется слияниями MAUR9, 1+4, 5+19, 13+18 (Рисунок 54). Таким образом, разрыв предковой ассоциации MAUR3/11 стоит рассматривать как независимое событие, произошедшее у разных видов внутри рода Mesocricetus.
В соответствие с данными молекулярных исследований род Allocricetulus филогенетически наиболее близок роду Cricetus, а C. sokolovi формирует единую кладу c Cricetulus migratorius (Рисунок 54). Цитогенетических обоснований для такого объединения нет. В целом данные сравнительных цитогенетических исследований не дают подтверждения выделению многих ветвей внутри группы, объединяющей роды Allocricetulus, Cricetulus и Cricetus.
По-видимому, слияние MAUR4+12 может рассматриваться, как маркерное для рода Cricetulus, а слияния MAUR5p/9p/14/16/15+9q/19/17 и MAUR 5q/11/14+11/3/13, как объединяющие для видов C. barabensis, C. griseus и C. pseudogriseus (Рисунок 54). По цитогенетическим данным виды C. griseus и C. pseudogriseus могут быть объединены общим разрывом – разрывом ассоциации MAUR1/10. В целом можно предположить, что предковый кариотип группы, объединяющей роды Allocricetulus, Cricetulus и Cricetus (AaccK), имел 2n=26 и состоял из следующих элементов: MAUR1/10, 2/7, 4, 5p/9p/14/16/15, 5q/11/14, 6, 8/18, 9q/19/17, 11/3/13, 12, 20, 21, X. По сумме синапоморфий и сравнению с представителями внешних групп кажется наиболее вероятным, что предковый кариотип AaccK+Tscherskia triton состоял из MAUR1, 2, 4, 5p, 5q/11, 6, 7, 8, 9 (две), 10, 11/3/13, 12, 14, 15, 16, 17/19, 18, 19, 20, 21 и X, т. е. имел 2n=44. Тем не менее, уже на этом уровне возникает вопрос о точном количестве элементов, гомологичных, например, MAUR14 и 19. И тот и другой фрагменты могли быть представлены или одним, или двумя отдельными элементами, что допускает вариации диплоидного числа хромосом в кариотипе предка этой клады. В любом случае, формирование AaccK и кариотипа T. triton требует огромного числа хромосомных перестроек. В кариотипе T. triton произошли разрывы предковых элементов MAUR1, 2, 9, 11 и, в общей сложности, 12 слияний: 1+9, 1+19, 2+11+12, 2+16+9, 4+5q/11, 5p+14, 6+17/19, 7+18+9, 8+15. AaccK сформировался за счет разрыва предкового элемента MAUR14, слияния двух предковых элементов MAUR19 в один и слияний MAUR1+10, 2+7, 5+9+14+16+15, 8+18, 9+19/17, 5/11+14.
Необходимо отметить, что в целом для эволюции кариотипов хомячков из родов Allocricetulus, Cricetulus и Cricetus характерно присутствие множества конвергентных событий. Например, хотя слияние MAUR5q/11/14+9q/19/17 было обнаружено по результатам FISH в кариотипах C. sokolovi и Allocricetulus curtatus, его наличие у этих видов вызвано, по-видимому, конвергенцией, а не общим происхождением, т. к. подобная синтения не была обнаружена у других видов Allocricetulus, Cricetus и других видов Cricetulus. Аналогично и со слиянием MAUR5q/11/14+11/3/13, выявленном в разных ветвях древа.
Реконструкция предкового кариотипа подсемейства Cricetinae (ACnK) не была проведена ранее. Здесь, при попытке определить вероятную структуру мы опирались на данные молекулярных исследований, согласно которым, сестринским к группе Cricetinae является подсемейство Arvicolinae. Поскольку для изучения представителей подсемейства полевочьих в основном использовались наборы сортинговых проб темной полевки, а полная локализация набора проб золотистого хомячка была проведена на хромосомы крайне ограниченного числа видов, то все размышления о структуре ACnK в значительной мере спекулятивны. Не вызывает сомнений присутствие в кариотипе предка Cricetinae синтений MAUR3/11, 8/18 и 17/19. Выявить на данном этапе другие синтении не представляется возможным. Таким образом, можно лишь предположить, что ACnK имел 2n=54 и состоял из элементов MAUR1, 2, 3, 3/11, 4, 5, 5, 6, 7, 8, 8/18, 9 (два), 10 (два), 11, 12, 13, 14, 15, 16 (два), 17/19, 19, 20, 21 и X. При этом, по совокупности всех данных, полученных для подсемейства хомячьих, можно предположить, что число предковых элементов, гомологичных MAUR 3, 5 и 14, могло варьировать от 1 до 2. Если брать в расчет состав ACnK с 2n=54, то формирование кариотипа общего предка рода Mesocricetus, T. triton и AaccK произошло за счет разрывов предковых синтений MAUR8/18 и слияний предковых элементов MAUR3, 8, 10 и 16. Таким образом, цитогенетические данные подтверждают базальную позицию рода Phodopus внутри Cricetinae.
У Mesocricetus произошел разрыв MAUR17/19 и слияние предковых элементов MAUR11 и 19. Всего 2 слияния, MAUR13+3/11 и 5+11, произошли при формировании кариотипа предка, объединяющего AaccK+T. triton. При формировании предкового кариотипа рода Phodopus случились разрывы MAUR3, 4, 6, 8, 11, 15 и слияния MAUR1+16+3+13, 2+15, 4+10+3/11, 4+12, 6+11, 6+15, 8+19/17, 9, 9+14, 16+20.
Эволюция и происхождение В-хромосом у Apodemus
В род Apodemus включают 20 видов, среди них 30% несут B-хромосомы [Картавцева, 2002; Vujoevi et al., 1991; Vujoevi et al., 2007]. Популяционные исследования показывают, что у A. flavicollis B-хромосомы оказывают некоторое влияние на фенотип [Adnaevi et al., 2014; Blagojevi, Vujoevi, 1995; Zima, Pilek, Macholn, 2003]. В частности, носители B-хромосом считаются лучше приспособленными к суровым условиям окружающей среды [Vujoevi, 2000; Zima, Pilek, Macholn, 2003]. Подобные явления могут быть вызваны присутствием различных последовательностей генов, независимо от того, являются ли они полными и/или вырожденными, наряду с транскрипционной активностью некоторых из этих генов, отмеченной для B-хромосом отдельных видов [Dalla Benetta, Akbari, Ferree, 2019; Makunin и др., 2014; Rubtsov, Borisov, 2018; Trifonov et al., 2013]. В целом это свидетельствует о том, что присутствие В-хромосом может обеспечить больший эволюционный потенциал для их носителей.
По данным цитогенетических экспериментов в популяциях A. peninsulae из Западной Сибири B-хромосомы произошли преимущественно из аутосом, но в популяциях на Дальнем Востоке они возникли в основном из половых хромосом [Рубцов и др., 2009]. Чтобы прояснить вопрос о молекулярной организации B-хромосом A. flavicollis, были созданы микродиссекционные ДНК-библиотеки для особей из различных популяций. Результаты FISH однозначно указывают на гомологию последовательности В-хромосом прицентромерной области половых хромосом, более низкую гомологию остальной части Y-хромосомы, но сильную гомологию субтеломерным областям двух пар маленьких аутосом.
У A. flavicollis, как показало исследование мейоза у самцов, концы X- и Y-хромосом являются псевдоаутосомными районами (PAR), которые участвуют в мейотической рекомбинации [Safronova, Cherepanova, 2007]. Расположение PAR рядом с центромерами у A. sylvaticus [Stitou et al., 2000] и A. flavicollis [Rovatsos et al., 2008] и тот факт, что двухцепочечные разрывы чаще встречаются в PAR, чем в остальной части генома [Baudat, Imai, De Massy, 2013; Flaquer, Fischer, Wienker, 2009; Raudsepp et al., 2012], делают эту область половых хромосом хорошим кандидатом для формирования B-хромосом. Более того, Х-хромосомная область A. flavicollis, охватывающая ген Kdm6, расположена рядом с псевдоаутосомной областью предка плацентарных [Raudsepp, Chowdhary, 2015], что также указывает на потенциальную функциональную связь между сверхчисленными и половыми хромосомами. Взятые вместе, эти факты свидетельствуют в пользу общих механизмов, лежащих в основе различных видов нестабильности генома, присущих грызунам.
Рубцов и соавт. [Рубцов и др., 2011] обнаружили, что область ниже центромеры на Х-хромосоме у A. flavicollis гомологична прицентромерным повторяющимся последовательностям, которые присутствуют на всех хромосомах. При этом на Рисунке 1а в той работе [Рубцов и др., 2011] присутствует одна хромосома, на которой сигнал при гибридизации отсутствует. Вероятно, что хромосома без сигнала является В-хромосомой, так как в работе была исследована особь с 1 В-хромосомой. Поскольку наш B-хромосомоспецифичный зонд не гибридизовался с прицентромерной областью аутосом, мы предполагаем, что прицентромерная последовательность ДНК B-хромосомы отличается от аутосомной.
Слабый гибридизационный сигнал на Y-хромосоме ниже прицентромерной области может быть объяснен гетерохроматиновой природой всей Y-хромосомы [Banaei-Moghaddam et al., 2015; Gornung, Cristaldi, Castiglia, 2009; Rovatsos et al., 2008]. Согласно результатам G-окрашивания (Рисунок 50а) и окрашиванию DAPI, субтеломерные области на четырех небольших аутосомах, которые соответствуют В-специфическому сигналу, являются гетерохроматиновыми (Рисунок 50б). Ранее же конститутивный гетерохроматин был обнаружен в субтеломерной области четырех небольших аутосом у лесной мыши Apodemus sylvaticus, но не у A. flavicollis [Gornung, Cristaldi, Castiglia, 2009; Rovatsos et al., 2008]. Тем не менее, наличие таких аутосомных сигналов может также указывать на смешанное происхождение B-хромосом или, что более вероятно, на транслокацию или транспозицию повторяющихся последовательностей из этих аутосомных областей в B-хромосомы.
В мейотических делениях B-хромосомы A. flavicollis могут образовывать между собой биваленты [Banaszek, Jadwiszczak, 2006; Vujosevic, Radosavljevic, Zivkovic, 1989], хотя они не осуществляют мейотическую рекомбинацию с остальной частью генома [Vujosevic, Radosavljevic, Zivkovic, 1989]. Ограниченная рекомбинация с основным (А) набором хромосом считается необходимым шагом для независимой эволюции B-хромосом. Несмотря на уникальное происхождение и/или характер эволюции всех B-хромосом у этого вида, они, вероятно, накопили изменения в ходе эволюции, которые препятствовали рекомбинации с предковыми хромосомами. В то же время эти изменения являются общими для всех B-хромосом, так как они позволяют им спариваться в мейотическом делении. Потеря способности к рекомбинации с предковой хромосомой вместе с давлением отбора на B-хромосомы способствовали дальнейшему распространению и накоплению мобильных элементов в В-хромосомах [Houben et al., 2014; Martis et al., 2012]. Возможная рекомбинация между B-хромосомами показывает, что, помимо общего происхождения, добавочные хромосомы A. flavicollis имеют сходный путь эволюции. Хотя только один цитологический тип B-хромосом был обнаружен у A. flavicollis, на молекулярном уровне мы наблюдали небольшие структурные различия между B-хромосомами из разных популяций.
Результаты секвенирования ясно указывают на то, что изученные В-хромосомы состоят из амплифицированной ДНК одной или нескольких областей генома. Процесс происхождения B-хромосом был независимым у A. peninsulae и A. flavicollis, хотя были идентифицированы несколько общих областей, включая ген Vrk1 (киназа 1, связанная с коровьей оспой). Области Vrk1 не были идентичны у двух видов Apodemus, что предполагает независимое вовлечение этой области генома в состав В-хромосом (Рисунок 66). Обогащение генами, связанными с клеточным циклом, характерно для В-хромосом не только A. flavicollis, но также и серого мазамы [Makunin et al., 2016], лисы, енотовидной собаки [Becker et al., 2011; Graphodatsky et al., 2005; Yudkin et al., 2007] и даже кузнечика Eyprepocnemis plorans [Navarro-Domnguez et al., 2017].