Содержание к диссертации
Введение
1 Обзор литературы 10
1.1 Общие сведения о болезни 10
1.2 Таксономия вируса 11
1.3 Физико-химические свойства вируса 11
1.4 Особенности эпизоотологии и патогенез 12
1.5 Диагностика и классификация штаммов вируса ИБК 13
1.6 Инфекционная активность вируса ИБК 19
1.7 Иммунитет
1.7.1 Пассивный иммунитет 23
1.7.2 Активный иммунитет
1.8 Контроль и профилактика ИБК 27
1.9 Заключение по обзору литературы 31
2. Собственные исследования
2.1 Материалы 33
2.2 Методы исследования
2.2.1 Оценка эпизоотической ситуации 36
2.2.2 Подготовка вируссодержащего материала 36
2.2.3 Определение условий культивирования штамма QX вируса ИБК на куриных эмбрионах 36
2.2.4 Репродукция вируса на культурах клеток 36
2.2.5 Титрование вируса 36
2.2.6 Определение степени антигенного родства 37
2.2.7 Оценка патогенных свойств штамма QX 38
2.2.8 Оценка протективной функции вакцины из штамма Н120 серотипа Mass против заражения штаммом QX 38
2.2.8.1 Тест на цилиостаз 38
2.2.8.2 Выделение нуклеиновой кислоты 39
2.2.8.3 ПЦР с обратной транскрипцией (ОТ-ПЦР) и
секвенирование фрагмента гена S1 39
2.2.9 Статистическая обработка результатов экспериментов 39
3. Результаты собственных исследований 40
3.1 Вирус ИБК генотипа QX. Эпизоотическая ситуация 40
3.2 Культивирование вируса ИБК штамма QX в КЭ и в культурах клеток 44
3.3 Оценка антигенной чистоты рабочих расплодок 51
3.4 Изучение антигенной «удаленности» штамма QX по отношению к другим штаммам вируса ИБК 53
3.4.1 Исследование гомологичной нейтрализующей активности иммунных сывороток крови кур 54
3.4.2 Оценки антигенной удаленности штамма QX по отношению к другим штаммам вируса ИБК 56
3.4.3 Сравнение антигенных свойств вируса ИБК штаммов QX и L1148 в реакциях с сыворотками к вирусам Н120, 4/91, D27, и QX 63
3.5 Патогенные свойства штамма QX 65
3.6 Использование теста на цилиостаз и ПЦР для оценки результативности вакцинации (протективного действия) вакцины 71
3.7 Обсуждение результатов исследования. 80
4. Выводы 88
5. Практические предложения 89
6. Список литературы
- Физико-химические свойства вируса
- Оценка эпизоотической ситуации
- Оценка протективной функции вакцины из штамма Н120 серотипа Mass против заражения штаммом QX
- Исследование гомологичной нейтрализующей активности иммунных сывороток крови кур
Физико-химические свойства вируса
Вирус ИБК – оболочечный, округлой или плеоморфной формы вирус размером 80-120 нм в диаметре. Геном вируса состоит из одноцепочечной РНК, которая образует комплекс с нуклеокапсидным белком (N). Билипидная оболочка клеточной мембраны окружает нуклеокапсид вириона, что делает вирион чувствительным к липидным растворителям, например, хлороформу [113]. Комплекс РНК и нуклеокапсидный белок (спиральный нуклеокапсид) окружен мембраной. Оболочка вируса содержит три вирусных белка: белок шипов (S), гликопротеин типа I, который формирует на поверхности вируса пепломеры, напоминающие корону, мембранный белок (М) и гидрофобный оболочечный белок (E). Также известен ряд неструктурных белков вируса, которые участвуют в стадии репликации [121].
Плотность частиц вируса в растворе хлористого цезия составляет 1,24 г/мл. Большинство штаммов вируса ИБК инактивируются в течение 15 минут при 56С или за 90 минут при 45С. Автоклавирование и воздействие микроволн губительно сказывается на инфекционной активности вируса, но вирусная РНК может быть обнаружена в ОТ-ПЦР. Вирус в составе экстраэмбриональной жидкости (ЭЭЖ) куриных эмбрионов (КЭ) может остаться жизнеспособным в течение многих лет при минус 30С, а в лиофилизированном виде – до 50 лет. Вирус ИБК может быть выделен из инфицированных тканей, консервированных в 50% глицерине, что стоит учитывать при транспортировке образцов для исследования. Некоторые штаммы вируса устойчивы при рН 3, тогда как некоторые в кислой среде инактивируются. В культуре клеток вирус более стабилен при рН 6,0-6,5 чем при рН 7,0-7,5. Вирус эфирлабильный, но некоторые штаммы сохраняют активность после воздействия 20% эфира (4С, 18 ч). Воздействие 50% хлороформом при комнатной температуре в течение 10 мин и 0,1% дезоксихолатом натрия (4C, 18 ч) полностью инактивирует вирус [144]. Вирус ИБК чувствителен к наиболее распространенным дезинфицирующим средствам, в том числе 0,05% или 0,1% бетапропиолактону [63] или 0,1% формалину. Бетапропиолактон не влияет на антигенные свойства вируса [145, 56].
ИБК – заболевание преимущественно кур (Gallus gallus domesticus), но ученым удавалось выделить вирус от фазанов, цесарок, индеек, голубей и гусей с различными патологиями [24, 43]. Воротами инфекции являются верхние дыхательные пути, где вирус реплицируется в эпителиальных тканях органов дыхания, а также вирус может реплицироваться в других органах, имеющих эпителиальные клетки (почки, яйцевод, придатки, пищевод, железистый желудок, слепокишечные миндалины, бурса Фабрициуса).
Источником болезни является больная птица, выделяющая вирус в окружающую среду с экскретами. Заражение в основном происходит воздушно-капельным путем или контактно через обслуживающий персонал или инвентарь. Мнения ученых о трансовариальной передаче вируса расходятся [119]. Неодинаково мнение исследователей и о роли петушков в распространении вируса, т.к ряд племенных хозяйств не применяет профилактическую вакцинацию петушков [37, 151]. Ученым удавалось выделить вирус ИБК из семенников и спермы [36]. Некоторые авторы связывали эпидидимиты и камни в придатках семенников с воздействием вируса ИБК [119, 151]. Показана также чувствительность птиц к болезни в зависимости от породы [39, 41, 144]. Влияние сезонности на развитие болезни в условиях промышленного птицеводства не имеет большого значения, так как птиц выращивают круглогодично, а зоогигиенические нормы практически одинаковы во всех временных промежутках. Несмотря на высокую чувствительность к дезинфектантам и повсеместно проводимую специфическую профилактику в настоящее время не существует стран, благополучных по ИБК. Некоторые штаммы вируса способны вызывать болезнь у 100% поголовья, а смертность может достигать 20% [124]. Болезнь распространена по всему миру, однако существуют эндемичные штаммы, характерные для той или иной географической зоны в определенное время.
В последнее время все чаше в литературе встречаются научные статьи по тематике молекулярной эпизоотологии ИБК в мире [25, 137, 138]. Ученым удается определить молекулярно-генетические свойства штаммов вируса ИБК, выделенных еще в 40-х годах прошлого столетия [74].
Диагностика ИБК основана на выделении вируса и определении специфического иммунного ответа серологическими методами. Наиболее часто в лабораторной практике используется вирусовыделение в КЭ, в трахеальной органной культуре (ТОК), в культуре клеток, молекулярно-генетические и серологические методы исследований. Успешная диагностика инфекции зависит от ряда факторов, в том числе от времени отбора проб от момента возникновения болезни, от уровня иммунитета к вирусу в момент заражения, от количества отобранных проб, от вида и качества проб, от генетических особенностей птицы, от способа содержания птицы [82]. Все штаммы вируса ИБК могут быть выделены из дыхательных путей в высоких концентрациях, особенно из трахеи в течение первых 3–5 дней после заражения. Вследствие того, что титр вируса значительно снижается на второй неделе после заражения, обнаружение вируса в этот период времени становится практически невозможным. При хроническом течении ИБК наибольшую диагностическую ценность имеют пробы слепокишечных миндалин и смывы из прямой кишки, нежели пробы респираторных органов [29, 35, 60, 128, 178]. Для повышения эффективности диагностики ИБК в качестве одного из методов рекомендуют использовать восприимчивых индикаторных птиц, содержать которых рекомендуют в течение недели совместно с другими птицами [94].
Прямые методы обнаружения вируса. Вирусовыделение является основным методом диагностики вируса ИБК. Вирус ИБК хорошо размножается в 10-дневных куриных эмбрионах и в высоких титрах накапливается в ЭЭЖ КЭ через 48-60 ч после заражения [16, 101]. При этом чувствительность эмбрионов к одному и тому же вирусу ИБК может быть неодинаковой [68, 157]. Выделение вируса и его серологическую идентификацию довольно успешно проводят также в ТОК [62]. Эта культура не требует предварительной адаптации вируса, но имеет высокую чувствительность. Обычно о положительной реакции судят по замедлению или прекращению двигательной активности реснитчатого эпителия, которое наступает через 3-4 сут после инокуляции, в зависимости от штамма и дозы вируса [8, 59].
Для вирусовыделения ИБК также успешно используют различные культуры клеток, но цитопатическое действие (ЦПД) и бляшки наблюдаются только в первично трипсинизированных тканях эмбрионов кур [91]. Иногда для репликации вируса и проявления ЦПД необходимо провести адаптацию вируса к данной культуре путём проведения нескольких пассажей [116]. Otsuki et al. [144] изучали размножение вируса ИБК в различных типах клеток и клеточных линий, включая первично трипсинизированные клетки почки эмбрионов кур, клетки HeLa, ВНК-21. Ими было показано, что только штаммы Beaudette и Holte вызывают ЦПД в культуре клеток ВНК-21, тогда как подобные изменения в культуре клеток HeLa не выявляются. Другими учеными при изучении патогенеза вируса ИБК удавалось адаптировать его к фибробластам эмбрионов кур, к клеткам эпителия трахеи, к культуре клеток Vero [179].
Оценка эпизоотической ситуации
Для оценки инфекционного титра вируса ИБК в качестве чувствительных тест-объектов использовали исследуемые клеточные культуры, выращенные в виде монослоя на дне пенициллиновых флаконов, ТОК в полистироловых плашках и эмбрионы СПФ-кур. Применяли стандартный метод последовательных разведений, при котором разбавление вирусных материалов проводили на питательной среде или на ФБР.
Инфицирование клеточных культур выполняли путем внесения приготовленных разведений вирусных материалов во флаконы с монослоем или в лунки плашек с ТОК. КЭ инокулировали в аллантоисную полость через перфорированную скорлупу с помощью шприца. Отверстие в скорлупе закрывали стерильным парафином. Учитывали ЦПД в монослое культур клеток, цилиостаз в ТОК, гибель КЭ и другие патологоанатомические проявления. Неспецифической реакцией считали гибель КЭ или ЦПД на культуре или в ТОК в период 24 ч после заражения. Расчет величины инфекционного титра вируса проводили по методу Кербера через 7 сут инкубации.
Для постановки реакции нейтрализации использовали ТОК по методике О.А. Чупиной [8] с небольшими модификациями. В основу РН брали стандартный, классический метод, описанный в Руководстве по вирусологии [20]. Титр вируснейтрализующих антител вычисляли по Керберу на основании полного цилиостаза на ТОК и ЦПД в культуре клеток через 5-6 сут инкубации после инокуляции культуры. Вируснейтрализующую активность сыворотки выражали индексом нейтрализации, который представляет собой разность показателей логарифмов титра вируса в присутствии специфической и нормальной сывороток. Оценкой антигенной «близости» штаммов (по сыворотке или по вирусу) считали соотношение гомо- и гетерологичных индексов, установленное в виде доли инфекционного вируса, который не образовал иммунных комплексов в гетерологичной системе (оценка, обратная стандартной величине "r", характеризующей антигенную близость или "родство").
Патогенные свойства вируса изучали в острых опытах. Для исследования использовали суточных СПФ-цыплят, серонегативных кур-несушек 180-суточного возраста и серонегативных петушков этого же возраста. Для выявления клинического проявления ИБК птиц осматривали 2 раза в день. Регистрировали и отмечали птиц с депрессией, конъюнктивитами, чиханием и с признаками диспноэ. У павших и подвергшихся диагностическому убою птиц проводили некроскопию. С особым вниманием исследовали трахею, легкие, почки и репродуктивные органы. Патогенные свойства вируса для кур-несушек определяли путем сравнения показателей продуктивности до инфицирования и после инфицирования в течение месяца. По окончании опыта также учитывали результаты патологоанатомического изменения внутренних органов.
Для изучения протективных свойств вакцины для цыплят СПФ-кур против заражения штаммом QX провели ряд опытов. Эффективность вакцинации исследовали по следующим параметрам: клинико-патологоанатомическому проявлению болезни, активности ресничек мерцательного эпителия трахеи, наличию вирусного генома в органах-мишенях с помощью ПЦР.
Цилиарная активность мерцательного эпителия трахеи является одним из критериев оценки патогенности вируса ИБК и защищенности цыплят. С целью определения его активности через 6 сут после инфицирования группу цыплят подвергали эвтаназии и препарировали трахею до бифуркации с минимальным травматизмом. Затем трахею помещали в питательную среду ПСС и с помощью бритвенного лезвия готовили срезы колец трахеи (эксплантаты) по 0,5-1 мм. Использовали следующие оценки: 0 - цилиостаз охватывает менее 1/4 периметра внутренней поверхности трахеи, 0,25 - охват не менее 1/4 периметра, 0,50 - охват не менее 1/2 периметра, 0,75 - охват не менее 3/4 периметра, 1,00-охват более 3/4 периметра. Результирующим показателем цилиостаза в данном образце (CS) являлось среднее значение из n – числа единичных оценок (CS=cs/n).
Для выделения РНК из исследуемого образца применяли набор для выделения нуклеиновых кислот с сорбентом NucleoS+ (ООО «Биоком», Россия) в соответствии Инструкцией производителя.
ОТ-ПЦР проводили согласно Методическим указаниям [12]. Определение нуклеотидной последовательности фрагмента гена S1 вируса ИБК осуществляли по методу Сэнгера с использованием флуоресцентно меченных терминирующих нуклеотидов на автоматическом секвинаторе ABI Prism 3130 (Applied Biosystems, США). Полученные нуклеотидные последовательности сравнивали с последовательностями референс-штаммов вируса ИБК, опубликованными в международной базе данных GenBank с помощью программы BioEdit, версия 7.0.5.3.
Использовали общепринятые в биологии методы статистической обработки данных. Применяли стандартные методы обработки выборок варьирующих переменных, в том числе с использованием непараметрической статистики [7, 22]. Вычислительные операции и графические построения выполняли с помощью приложения Microsoft Office Excel. При обработке экспериментальных данных и интерпретации результатов оказывал консультативную помощь и принимал непосредственное участие ведущий научный сотрудник лаборатории профилактики болезней птиц кандидат ветеринарных наук В.Ю. Кулаков.
Оценка протективной функции вакцины из штамма Н120 серотипа Mass против заражения штаммом QX
Развитие инфекционного процесса, обусловленного вирусом ИБК, не всегда может сопровождаться выраженной клинической картиной.
Это обстоятельство затрудняет диагностику заболевания птиц в производственных условиях и существенно снижает достоверность получаемых результатов при проведении научных исследований, связанных с необходимостью клинических наблюдений болезни. Данная проблема становится особенно важной при выполнении экспериментов, целью которых является оценка напряженности поствакцинального иммунитета.
В этой связи считали целесообразным исследовать возможность использования методов, позволяющих определить наличие инфекционного процесса в организме птицы при отсутствии клинической картины болезни на макроуровне.
Учитывая специфику патогенеза инфекционного бронхита кур, при изучении развития возбудителя в организме птицы наиболее вероятной областью для обнаружения вируса приняли трахею и почки. Указанные органы являются наиболее важными мишенями при "вирусной атаке" организма. В качестве методов, объективно отражающих присутствие вируса, приняли тест на цилиостаз (ЦС) и полимеразную-цепную реакцию в варианте реального времени (ОТ-ПЦР-РВ).
План эксперимента предполагал введение гомо- и гетерологичного штамма вируса в организм иммунизированных и интактных птиц и последующее сравнение ЦС-показателей, отражающих вирусиндуцированные поражения реснитчатого эпителия трахеи, и данных ПЦР, отражающих концентрацию генетического материала возбудителя в тканях органов-мишеней.
Из цыплят, в возрасте 1 сут, выведенных из СПФ-яиц, образовали четыре группы (№ 1, 2, 3, 4) по 25 голов. Группы содержались в изолированных боксах, исключающих горизонтальную передачу вируса. В каждой группе цыплят пронумеровали (использовали номерные ножные кольца-клипсы). От цыплят выборочно отбирали пробы сыворотки крови.
В первые сутки группы 1 и 3 были привиты коммерческой вакциной против ИБК из штамма Н120. Вакцина в виде суспензии была введена интраназально в дозе 4 lgЭИД50 в объеме 0,1 см. Группы 2 и 4 не прививали (контрольные группы).
Через 21 сут после прививки цыплятам в группах 1 и 2 ввели вирус ИБК штамм QX. Вируссодержащий материал в виде суспензии на ФБР был введен интраназально в дозе 3 lgЭИД50 в объеме 0,1 см. Аналогичным образом цыплятам в группах 3 и 4 ввели вирус ИБК штамм H120. Перед прививками в группах 1 и 3 выборочно были взяты пробы сывороток крови. Результат серологических исследований представлены в таблице 11.
Из данных таблицы 11 следует, что до начала эксперимента СПФ-цыплята были серонегативны к вирусу ИБК. На 21 сутки после вакцинации, проведенной в группах 1 и 3, птица продемонстрировала гуморальный иммунный ответ. Средняя величина тира антител в ИФА составила 1:1096, что соответствует средним титрам антител, получаемых после применения живых вакцин против ИБК.
Через 6 сут. после введения штамма QX и повторной прививки штаммом Н120 птиц, имеющих в группах одинаковые номера, подвергли эвтаназии и произвели препарирование трахеи и почек.
Для исследования трахеи был определен участок органа длиной 8 12 мм в проксимальном направлении от бифуркации. От каждой группы по 20 отпрепарированных образцов было исследовано в ОТ-ПЦР-РВ. Одновременно определяли активность ресничек мерцательного эпителия трахеи (CS показатель).
Тест на цилиостаз. За основу была принята методика определения цилиларной активности эпителия трахеи птиц, изложенная в сообщении О.А. Чупиной [8]. Для оценки состояния эпителиальных ресничек в образце одной трахеи в точках, равноудаленных от краев препарата, готовили не менее 4 кольцевых срезов толщиной около 1 мм. Срезы от каждого образца трахеи помешали в лунки пластиковых панелей в среде ПСС и исследовали в инвертированном оптическом микроскопе.
Индикацию инфекционного действия вируса регистрировали по проявлению эффекта цилиостаза. Оценкой масштаба цилиостаза единичной пробы (сs) считали долю неподвижных (или десквамированных) ресничек, наблюдаемую в горизонтальной проекции на окружности (периметре) внутренней поверхности среза трахеи. Использовали следующие оценки: 0 - цилиостаз охватывает менее 1/4 периметра, 0,25 - охват не менее 1/4 периметра, 0,50 - охват не менее 1/2 периметра, 0,75 - охват не менее 3/4 периметра, 1,00-охват более 3/4 периметра. Результирующим показателем цилиостаза в данном образце трахеи (CS) являлось среднее значение из n-числа единичных оценок (CS=cs/n).
В соответствии с назначенными номерами птиц в изученных группах определяли CS-показатели. Кроме этого, соответственно штаммам, использованным для вторичной прививки, между параллельно установленными значениями CS в контрольной и в опытных группах вычисляли оценки контраста (dQX и dH120), которые характеризовали относительную "агрессивность" вируса для вакцинированных птиц. Полученные результаты приведены в таблице 12.
Из данных, представленных в таблице 12, следует, что оценки цилиостатических эффектов были значимы во всех исследованных группах птиц. Это указывало, что во всех случаях воздействие вируса отражалось на состоянии реснитчатого эпителия трахеи. Однако установленные средние значения ( x) были неодинаковы. Например, показатель CS2= 0,77±0,06, характеризующий результат инфекции штамма QX для интактных (контрольных) птиц, существенно превосходил (p0,001) аналогичный показатель CS4, установленный для штамма Н120. На этом основании допустимо считать, что штамм QX в большей степени влиял на состояние чувствительных клеток.
Исследование гомологичной нейтрализующей активности иммунных сывороток крови кур
Далее исследовали возможность антигенной дифференциации генетически близких штаммов QX и L1148. Оценивали гетерологичные индексы нейтрализации (lgINhet.s) штамма L1148, установленные в реакциях с сыворотками SН120, S4/91, SD274, и SQX. При постановке реакций в качестве положительного контроля параллельно использовали нормальную сыворотку (S0). Полученные результаты продемонстрировали, что средние параметры положения индексов нейтрализации (lgIN.), полученных в реакциях сывороток SН120, S4/91, SD27, и SQX со штаммами QX и L1148, имели высокий уровень совпадения. Следовательно, реакция каждой использованной иммунной сыворотки с указанными штаммами имела близкую количественную характеристику. В биологическом смысле это могло свидетельствовать об подобии антигенных структур данных штаммов.
Для изучения патогенных свойств вируса ИБК штамм QX был проведен острый опыт на СПФ-цыплятах и взрослой птице. По результатам клинических наблюдений, патологоантомического вскрытия и теста на цилиарную активность было устновлено, что штамм имеет широкий тропизм и поражет многие органы и ткани. Изучаемый штамм патогенен для СПФ-цыплят, вызывая поражение респираторных органов и почек. Он также патогенен и для врослой птицы, вызывая поражение органов репродуктивной системы у несушек и петушков.
На заключительном этапе исследований изучали эффективность вакцинации в отношении изучаемого вируса. Оценка напряженности иммунитета при ИБК является непростой задачей и выполняется комплексно. В качестве методов, позволяющих определить наличие инфекционного процесса после повторного введения вируса в организм птицы, использовали тест на цилиостаз и ПЦР. Многие авторы, в том числе и О.А. Чупина [8], отмечали изменение активности мерцательного эпителия трахеи в результате введения вируса ИБК [55, 62, 72]. На основании анализа показателей цилиостаза на интактных (контрольных) птицах было показано, что штамм QX обладает большей «агрессивностью» для эпителиальных клеток респираторного тракта по сравнению со штаммом Н120 и в большей степени влиял на состояние чувствительных клеток. Также было установлено, что вакцинация гетерологичным штаммом (Н120) не оказывала существенного влияния на репликацию вируса в эпителиальных клетках респираторного тракта.
J.K. Cook et al. [62] также установили низкую эффективность вакцинации гетерологичным вирусом в отношении QX – подобного штамма. Основываясь на показателе цилиостаза, они пришли к выводу, что эффективность вакцинации составляла не более 55%.
Использование молекулярно-биологических способов для оценки иммунитета является перспективным подходом. В соответствии с условиями ОТ-ПЦР-РВ значение Ct (цикл амплификации) находится в обратной зависимости от концентрации исходного генетического материала вируса, что и позволило нам оценить накопление вирусного генома в органах иммунных и неиммунных цыплят. Установили, что у обоих штаммов прогнозируемое накопление вируса в трахее интактных птиц было приближенно равным. В границах ошибки измерений соответствующие величины составили от 2,8 до 3,6 lgЭИД50/0,1 см. При этом на иммунном фоне ожидаемый инфекционный титр для штамма QX составил приближенно 1,5 lgЭИД50/0,1 см, тогда как для штамма Н120 средняя прогнозируемая оценка титра имела величину не более 0,16 lgЭИД50/0,1 см.
На этом основании сделали заключение, что влияние иммунной реакции птицы на развитие вируса штамма QX было менее выражено, чем на репродукцию штамма Н120, и коэффициент указанного соотношения составил величину 1,34 lgЭИД50/0,1 см.
Однако накопление вирусного генома в тканях почек иммунных и неиммунных цыплят имело особенности. Количество генетического материала вируса штамма QX существенно превышало аналогичный показатель, установленный для штамма Н120 как у интактных [( Ct2 =25,14±1,77) ( Ct4=31,45±1,17)]po,oo5, так и у привитых птиц [( Cti =28,89±1,50) ,Ct3=36,33±0,84)]p0jooi. На основании приведенных оценок прогнозируемый средний титр инфекционного вируса составил 2,74 и 1,06 ЭИД50/0,1 см, в порядке упоминания штаммов, у интактных птиц, а так же 1,74 и 0,23 ЭИД5о/0,1 см, в том же порядке, у иммунных птиц.
Таким образом, на невакцинированной птице эффективность воспроизводства штамма QX превосходила аналогичную оценку штамма НI20. Полученные результаты свидетельствуют о том, что однократное применение вакцины против ИБК штамм НI 20 не обеспечивает полную защиту от контрольного заражения штаммом QX, что сопровождалось выраженным накоплением вирусного генома в почках иммунных цыплят.