Содержание к диссертации
Введение
2. Обзор литературы 9
2.1. Иммунитет 9
2.2. Естественная резистентность 10
2.3. Реактивность организма 13
2.4. Адаптация 17
2.5. Иммунодепрессивные состояния 18
2.6. Фармакокоррекция иммунитета 20
2.7. Методы контроля биологической активности биостимуляторов и иммуномоду 33
ляторов
2.8. Колибактериоз птиц 39
3. Собственные исследования 43
3.1. Материалы и методы исследований 43
3.2. Результаты исследований 51
4. Обсуждение 76
4.1. Разработка тест-модели Коли-клиренса 76
4.2. Измерение резистентности организма методом коли-клиренса 83
5. Заключение 91
6. Выводы 93
7. Практические предложения 94
8. Список литературыq
- Естественная резистентность
- Иммунодепрессивные состояния
- Результаты исследований
- Измерение резистентности организма методом коли-клиренса
Естественная резистентность
У обработанных циклофосфамидом животных угнетается гуморальный иммунный ответ на тимусзависимые антигены, отсутствует пролиферативный ответ лимфоцитов на митогены В-клеток, но в то же время сохранены клеточные реакции, опосредованные Т-клетками [52]. О том, что циклофосфамид приводит к избирательной элиминации В-лифоцитов и не влияет на Т-лифоциты, сообщили Горизонтов П. Д. [52], Болотников И. А., Конопатов Ю. В. [21], Болотников И. А. [22]. Циклофосфамид, как и все алкилирующие агенты, блокирует антителообразование на стадии клеток-предшественников [265]. Циклофосфан нарушает процессы репликации нуклеиновых кислот в иммунных клетках. Алкилированию подвергаются хромосомы клеток, а также аминокислоты и белки. Происходит торможение синтеза ДНК и и-РНК, снижается акцепторная активность Т-РНК, ингибируется синтез белка. Наиболее уязвимые для действия циклофосфана является S-фаза клеточного цикла, то есть фаза синтеза ДНК в клетках, вступивших в митотиченский цикл [16].
Другими возможными эффектами действия циклофосфана, являются депуринизация нуклеиновых кислот, алкилирование аминокислот, пептидов и белков.
Таким образом, действие циклофосфамида на клетку является весьма разносторонним и включает в себя как фено- так и генотипические эффекты [185].
Биологическая адаптация (от лат. adaptatid) — приспособление организма к внешним условиям, выработанная в процессе эволюции вида. Адаптация может обеспечивать выживаемость организма в условиях его местообитания, устойчивость к воздействию факторов внешней среды, а также успех в конкуренции с другими видами, популяциями, особями. Это видо -18-вой признак. Каждый вид имеет собственную способность к адаптации, ограниченную физиологическими возможностями особи (индивидуальная адаптация), внутривидовой изменчивостью, мутационными возможностями, коадаптационными характеристиками внутренних органов и другими видовыми особенностями. В теории эволюции Чарльза Дарвина было предложено научное объяснение адаптационного процесса на основе естественного отбора [162].
Установлено, что в организме животных существует целая система специфических и неспецифических адаптационных реакций, каждая из которых имеет присущий только ей комплекс изменений на всех иерархических уровнях подсистем организма и свое влияние на неспецифическую резистентность организма. Авторы считают, что эти реакции являются основой состояния здоровья, возникновения и течения предболезни и болезни [48, 184]. Считается, что процессы адаптации в организме можно активировать. В частности, для этого авторы с успехом использовали экстракт элеутерококка [48].
Функциональная активность иммунной системы организма зависит от многочисленных факторов, которые в результате самостоятельного или сочетанного действия с другими (постоянно или временно действующими) повреждают иммуннокомпетентные органы и, тем самым, ослабляют или предупреждают развитие иммунных реакций [245]. В таких условиях организм животного становится более чувствительным к действию агрессивных факторов внешней среды, что сопровождается возникновением патологических процессов, вызванных действием условно-патогенной микрофлоры [213, 233, 254].
Иммунодепрессия обусловлена, с одной стороны, генетическими (наследственными) возможностями организма (врожденные иммунодефициты), с другой - условиями окружающей среды и образом жизни животных. Последний фактор является основной причиной приобретенных иммунодефицитов, и в условиях интенсивного промышленного животноводства они встречаются чаще, чем иммунологические дефициты наследственного характера.
Показательнее всего иммунодепрессивные состояния проявляются в промышленном птицеводстве, где ярко проявляются на большом поголовье птиц в разных формах.
Например, при промышленном выращивании цыплят и кур в первую очередь проявляют патогенное действие вирусы. Регистрируются такие болезни как болезнь Марека, болезнь Гам-боро (ИББ), лимфоидный лейкоз [13, 14], а также поствакцинальные осложнения после планового применения вирусных вакцин.
Известно, что иммунизация цыплят против ньюкаслской болезни вакцинами из штаммов Ла-Сота и Бор-74 иногда вызывают переболевание в легкой форме и временное (поствацинальное) иммуносупрессивное состояние, что является причиной подъема заболеваемости птиц колибактериозом [216, 224, 155].
Наиболее типичным иммуносупрессором у цыплят является вирус болезни Гамборо (ИББ). Это - инфекционная, контагиозная, вирусная болезнь, поражающая бурсу Фабрициуса у цыплят и, соответственно, всю иммунную систему. Цыплята в возрасте до 8 недель, в зависимости от уровня материнского иммунитета, наиболее восприимчивы к вирусу. Эффект имму-носупрессии наступает вследствие нарушения селективной пролиферации в В-лимфоцитах. Действие вируса сопровождается ослаблением иммунологической реактивности и повышением чувствительности к вирусам инфекционного бронхита, болезни Марека, к заражению сальмонеллами, кишечной палочкой, микоплазмами. Птица становится более чувствительной к кокцидиозу [255, 267].
Иммуннодепрессия особенно влияет на реакцию образования антител (иммунноглобулинов M,G и А) и в меньшей степени на клеточный иммунитет.
Вирулентные штаммы вируса болезни Марека несут резкое иммунодепрессивное воздействие, сопровождающееся вовлечением в патологический процесс вилочковой железы. Спектр возникающих в ней изменений широк и разнообразен. Исследователи отмечают ее инволюцию, гипертрофию и гиперплазию. Иммунокомпетентные клетки преобразуются в Т-клеточные лимфомы. В конечном итоге ухудшается общее состояние организма птицы, что обусловливает появление новых болезней [13, 187].
Описаны различные формы супрессии первичной и вторичной иммунных реакций при лимфоидном лейкозе у кур, которые играют заметную роль в патогенезе опухолей, вызываемых лейкемическими штаммами вируса [215].
При промышленном выращивании и эксплуатации на организм птицы действуют многочисленные факторы среды обитания (физические, химические, технологические, биологические и др.), что вызывает массовые стресс-реакции. При этом адаптация организма к действию чрезвычайных раздражителей характеризуется активацией гипоталамо-гипофизарно-адренокортикальной и адренергической систем и сопровождается высвобождением соответствующих гомонов. С их интенсивной выработкой многие исследователи связывают иммунноде-прессивный эффект, вызванный стрессами [164]. LanN. С, Nguen Т., Cathala G. et al. [241] показали, что кортикоидные гормоны, связываясь со специфическими белковыми рецепторами в цитоплазме лимфоидной клетки, проникают в ядро клетки и изменяют ферментативную активность синтета и метаболизм нуклеиновых кислот. Угнетение обменных процессов в клетке приводит к снижению массы лимфоидных органов (тимуса и фабрициевой сумки), нарушению -пролиферации лимфоцитов и снижению их активности.
Наиболее заметным событием, возникающим в системе лимфоидных тканей при стрессе, является перераспределение большой массы клеток. Резко увеличиваются процессы миграции клеток из тимуса и селезенки в костный мозг. Из тимуса мигрируют и попадают в кровоток клетки, не завершившие цикл дифференциации.
Иммунодепрессивные состояния
Эпизоотические штаммы Е. coli мы выделяли из трубчатых костей, взятых из трупов павших от колибактериоза цыплят-бройлеров и идентифицировали их согласно «Методическим указаниям по бактериологической диагностике колибактериоза (эшерихиоза) животных» [127]. В качестве тест-культуры использовали вирулентный штамм кишечной палочки №12 серотипа Ог, выделенного нами от павших цыплят в ОАО «Ярославский бройлер». В процессе работы колонии этого штамма были в S-форме, размер колоний на среде Эндо и Левина не превышали 1,0 мм в диаметре, по форме были выпуклые, с ровными краями и гладкой поверхностью.
Ростів coli, штамм № 12, на питательных средах изучали в опыте №1 с целью определения константы роста этого штамма (к/) на питательных средах и в крови птиц. Для этого использовали нативную и проавтоклавированную кровь цыплят-бройлеров, физиологический раствор, лептонную воду под вазелиновым маслом и мясо-пептонный бульон (MlLb).
Асептически брали по 10 мл крови у 25-дневных цыплят из сердца, стабилизировали ее гепарином натрия в дозе 10 ЕД/мл и использовали ее в качестве питательной среды для посева бактерий. Таких пробирок с кровью было приготовлено 15. Из них 5 пробирок проавтоклави-ровали при 1,5 Кг/см2, другие 5 пробирок с кровью использовали в нативном виде для постановки опыта и 5 служили контролем. Так же мы подготовили 5 пробирок со стерильным физиологическим раствором, 5 пробирок с МПБ и 5 пробирок с пептонной водой под вазелиновым маслом, которые использовали так же в качестве контроля. Кроме того, по 3 пробирки с физраствором и МПБ служили для контроля этих сред на стерильность.
В опытные 5 пробирок с нативной кровью, 5 пробирок с инактивированной кровью, 5 с физраствором, 5 пробирок с МПБ и 5 пробирок с пептонной водой микропипеткой произвели посев штамм Е. coli № 12 в количестве 100 млн. МТ/мл микробной взвеси, очищенной от ростовой среды (эквивалентно заражающей дозеіі. coli для 25-дневных цыплят в дальнейших экспериментах). В контрольные пробирки был добавлен физиологический раствор. Через 30 мин., 1, 3, 6, 12 и 24 часа из всех пробирок брали пробы по 0,05 мл и делали пересевы на среду Эндо в чашках Петри. В случаях высокой концентрации бактерий предварительно делали кратные разведения проб в физиологическом растворе. Результаты учитывали, подсчитывая количество колоний Е. coli на поверхности агара. Полученный результат умножали на разведение пробы и пересчитывали в единицы КОЕ/мл. Для контроля отдельные колонии пересевали и определяли на разных питательных средах по формуле (Формула 1), где Ct - концентрация жи вых Е.соИ в момент t (КОЕ/мл); Со - посевная доза Е.соИ (КОЕ/мл); е - основание натурального логарифма; kj - коэффициент накопления Е.соИ в среде; t - момент времени определения Ct (час). Полученная нами экспоненциальная модель соответствовала таковой при описании роста бактерий на питательных средах, принятой в биотехнологии [19 и др.]. Согласно этой модели был рассчитан коэффициент накопления Е. coli № 12 в питательных средах.
Все полученные экспериментальные и расчетные данные были подвергнуты статистическому анализу по критерию согласия Пирсона (метод х2), а также были посчитаны и проанализированы средние значения по группам (X), их ошибка (М), среднее квадратическое отклонение (S) и его ошибка (MS), коэффициент вариации (CV) и его ошибка (MCV).
Для проведения опытов in vivo были использованы суточные цыплята кросса «Ross-308», которых выращивали в условиях вивария до 25-дневного возраста и живой массы тела 1 кг. Поголовье в подопытные и контрольные группы цыплят подбирали по принципу аналогов.
ЛД5о и оптимальную дозу заражения определяли экспериментально в опыте №2 путем контрольного инфицирования цыплят разными дозами бактериальной взвеси Е. coli № 12, отмытой от питательной среды методом трехкратного осаждения при 1500 g и эмульгирования в физиологическом растворе натрия хлорида.
Готовили последовательные разведения миллиардной взвеси Е. coli в пробирках и вводили их цыплятам внутрибрюшинно в дозе 1 мл/кг живой массы тела. Результаты заражения учитывали, изучая динамику концентраций живых бактерий Е. coli в крови, а также клинически, и, в случае гибели цыплят, патологоанатомически. В процессе опыта выборочно определяли серотип выделенных культур кишечной палочки. В конце наблюдения, через 24 часа после заражения, всех выживших цыплят декапитировали и проводили патологоанатомитческие и бактериологические исследования.
При изучении коли-клиренса мы пользовались методикой М. В. Бабаевой с соавторами [10] в нашей модификации. В качестве тест-культуры использовали протестированный в предыдущем эксперименте вирулентный штамм кишечной палочки №12 серотипа (.
Из 16-18-часовой культуры готовили суспензию с концентрацией 100 млн. микробных клеток в 1 мл, контролируя разведение в компараторе со стандартом мутности, полученным из Государственного научно-исследовательского института стандартизации и контроля медицинских биологических препаратов имени Л. А. Тарасевича [по 139]. Полученную суспензию вводили подопытным и контрольным (зараженный контроль) цыплятам внутрибрюшинно в дозе -45-мл (100 млн. микробных тел) на 1 кг массы тела. Контрольных (чистый контроль) цыплят не инфицировали. Им вводили стерильный физиологический раствор.
Через 1, 3, 6, 24 часа и далее, при необходимости, один раз в сутки в течение 4-5 дней от птиц опытной и контрольной групп брали из подкрыльцовой вены по 0,05 мл крови, производя забор стерильной микропипеткой с соблюдением правил асептики, и делали посевы на среду Эндо в чашках Петри, равномерно распределяя шпателем кровь по всей поверхности агара. Посевы инкубировали в термостате при 37 С в течение 16-18 ч. Результаты учитывали по числу выросших колоний кишечной палочки. При значительной бактериальной обсемененности крови делали серию двукратных разведений её в стерильном физиологическом растворе и производили посевы из полученных разведений. Результаты подсчета выросших колоний умножали на степень исследованного разведения.
Динамику элиминации живых Е. coli из кровяного русла цыплят мы подвергли математическому анализу с целью выявления закономерностей этого процесса. Первичный анализ элиминации Е. coli позволил определить экспоненциальную зависимость динамики концентрации живых бактерий Е. coli от времени, прошедшем после заражения цыплят. Математическая модель была рассчитана методом наименьших квадратов по Линник Ю. В. [116]. Q —Q . e(kl-k2 (Ttl)
В результате анализа была получена зависимость 1 (Формула 2), кото рая справедлива для описания процесса элиминации Е. coli, протекающего дольше 1 часа (Tt 1 час). В этой формуле Ct - концентрация живых Е.соїі в момент времени Tt (КОЕ/мл); С/ -концентрация живых Е.соїі в момент первого исследования Т} через 1 час после заражения (КОЕ/мл); е - основание натурального логарифма; к} - коэффициент накопления Е.соїі в крови; к2 - коэффициент элиминации Е.соїі из крови; Tt - момент времени определения Ct (час).
Результаты исследований
Целью эксперимента было определить величину депрессивного действия вакцины против ньюкаслской болезни по отношению к резистентности цыплят методом коли-клиренса.
Для проведения опыта мы сформировали семь групп здоровых цыплят 25-дневного возраста и массой 1 ± 0,02 кг по 5 голов в каждой. Цыплят первых шести групп мы проиммунизи-ровали методом выпаивания растворами вакцины из штамма «Ла-Сота» производства ВНИ-ИЗЖ (биологическая активность lg9,2 ЭИД5о/мл), которые получали методом двукратных разведений рабочего раствора, приготовленного согласно «Инструкции по применению вакцины сухой против ньюкаслской болезни птиц из штамма «Ла-Сота» [84].
За 3 часа до вакцинации цыплятам отключали поение, после чего в поилки наливали раствор вакцины из расчета по 10 мл при фронте поения 20 см на голову. Автоматическое поение включали после того, как птицы выпивали весь раствор с вакциной.
Седьмую группу цыплят содержали в отдельном виварии и не вакцинировали. Эти цыплята служили контролем.
На следующий день после вакцинации всех цыплят заражали внутрибрюшинно взвесью бактерий Е. coli штамм № 12 (Ог), в дозе 100 млн.МТ/мл. После этого в течение суток через 1, 3, 6, 12 и 24 часа брали по 0,05 мл крови у всех цыплят из подкрыльцовой вены, вносили кровь -67-в 0,5 мл физиологического раствора и полученную взвесь сеяли на среду Эндо в чашки Петри, распределяя посев по всей поверхности агара. Через 18 часов инкубации посевов в термостате при 37,5 С проводили учет результатов методом подсчета количества выросших колоний Е. coli. Выборочно определяли серотип выделенных Е. coli в реакции агглютинации с целью контроля рабочего штамма. Результаты исследований приведены в таблице 6. Установлено, что все цыплята первых двух групп, получивших соответственно 10 и 5 назальных доз вакцины, тяжело переболевали после их заражения Е. coli № 12 и в результате эксперимента погибли в течение 48 - 72 часов после заражения. Кроме того, часть цыплят, получивших 2,5 и 1,25 назальных доз вакцины, также погибли.
Развитие септицемии у цыплят, получивших максимальные дозы вакцины (Таблица 6, группы 1 и 2) было интенсивным. Скорость накопления Е. coli в крови в первой и второй группах была 331,65 ± 82,16 и 199,65 ± 29,34 КОЕ/(мл.-час.) при коэффициенте элиминации (к2) 0,18 ± 0,03 и 0,23 ± 0,02 соответственно, что не давало им шансов на выздоровление. Резистентность организма этих цыплят была значительно меньше нуля и составила соответственно -6,93±0,75 и -6,79±0,88 yep. с сомнительной достоверностью.
Цыплята, получившие 2,5 назальных дозы вакцины (Таблица 6, группа 3), переболевали остро и продемонстрировали минимальный клиренс Е. coli из крови. Скорость элиминации была -4,87 ± 5,63 КОЕ/(мл.-час.) при коэффициенте элиминации (к2) 0,28 ± 0,07. При этом резистентность организма достоверно определялась в 0,91 ±0,59 yep., что на 7 yep. меньше контроля, то есть практически была близка к нулю.
Цыплята, получившие 0,625 и 0,31 назальных доз вакцины (Таблица 6, группы 5 и 6), переболевалии менее остро. Скорость выведения Е. coli из крови была -54,61 ± 6,81 и -49,91 ± 6,81 КОЕ/(мл.-час.) при коэффициенте элиминации (к2) 0,40 ± 0,06 и 0,39 ± 0,09 соответственно. Резистентность организма к заражению Е. coli у этих цыплят была близка к контролю.
Клиренс (С1) не продемонстрировал стабильных изменений и составил в разных группах от 5,36 ± 1,48 до 8,46 ± 1,46 мл/час. при контроле 9,07 ± 1,56 мл/час, не проявляя пороговых значений.
Период полувыведения Е. coli из организма удалось определить только в 3, 4, 5 и 6 группах. Этот показатель изменялся прямо экспоненциально от дозы заражения и был во всех случаях выше контроля.
Таким образом, цель эксперимента № 5 была достигнута. Установлено, что вакцинный штамм Ла-Сота вируса ньюкаслской болезни является иммунодепрессантом, то есть снижает естественную резистентность цыплят и способствует развитию колибактериоза. Уменьшение показателя резистентности организма рекомендуемой в «Инструкции ...» [80] профилактической дозой вируса сопоставимо с таковой при иммунодепрессии, производимой гидрокортизо Таблица № 6. Опыт № 5. Клиренс E.coli штамм №12 (Ог) из организма цыплят, вакцинированных против НБ
Всем подопытным цыплятам (Таблица 8, группы 2-6) мы вводили по 0,3 г препарата Солвимин Селен (Solvimin Selen), производства АО «КРКА, фармацевтический завод, Ново место», согласно «Инструкции по применению Солвимина Селена для профилактики и лечения гиповитаминозов и недостатка селена у сельскохозяйственных животных, в том числе птиц» [86], приготовленного в виде 5 % водного раствора в зоб через зонд ежедневно в течение трех дней до вакцинации. Контролем служили две группы цыплят по 5 голов, которым вводили стерильный физиологический раствор (Таблица 8, группы 1 и 7).
На четвертый день всех цыплят, кроме контрольной группы (Таблица 8, группы 7), про-вакцинировали против ньюкаслской болезни методом выпаивания согласно «Инструкции по применению вакцины сухой против ньюкаслской болезни птиц из штамма «Ла-Сота» [84]. Каждый цыпленок получил по 10 назальных доз вакцины. Цыплят контрольной группы (Таблица 8, группы 7) содержали в отдельном виварии и не вакцинировали.
В тот же день цыплятам были введены фоспренил (Таблица 8, группа 3), препарат АСД-2 (Таблица 7, группа 4) и аллокин-альфа (Таблица 8, группа 5), согласно инструкциям по применению, с целью первентивной терапии поствакцинальных осложнений.
Перед проведением основного эксперимента цыплят исследовали клинически и заражали внутрибрюшинно взвесью бактерий E.coli штамм №12 в дозе 100 млн. МТ/кг живой массы для исследования клиренса. Далее периодически, в течение 24 часов, бактериологическим методом определяли обсемененность крови цыплят бактериями Е. coli с целью установления динамики их элиминации из крови. Выборочно определяли серотип выделенных культур для контроля чистоты эксперимента.
В результате эксперимента установлено иммунодепрессивное действие вакцины против ньюкаслской болезни на организм цыплят, то есть были подтверждены данные, полученные в опыте № 5. Все цыплята первой группы тяжело переболевали после их заражения Е. coli № 12 и в результате эксперимента погибли в течение 48 - 72 часов после заражения. Развитие септицемии у цыплят было интенсивным. Скорость накопления Е. coli в крови была 390,96 ± 19,63 КОЕ/(мл.-час.) при коэффициенте элиминации (к2) 0,22 ± 0,03, что не давало им шансов на выздоровление. Резистентность организма (К) этих цыплят была отрицательной и составила -7,57 ± 0,39 yep. с сомнительной достоверностью.
Измерение резистентности организма методом коли-клиренса
Наиболее выраженная индукция нормальной резистентности цыплят к экспериментальной Е. со/г-инфекции была установлена методом коли-клиренса при исследовании действия фоспренила и препарата АСД-2.
Профилактическое применение этих препаратов стимулировало нормальную резистентность цыплят до 13,24±0,99 и до 20,25±5,04 yep., что на 5,67±0,44 yep. (75,0%) и на 12,68±4,49 yep. (164,0±47%) соответственно, выше, чем в контроле. При этом применение фоспренила показало высокую устойчивость показателя резистентности (±7,72%) тест-организмов (Таблица №7, группы 2 и 4; Таблица 10).
Все цыплята, получавшие иммуномодуляторы, в эксперименте проявляли клинические признаки на уровне адаптационных процессов, в период наблюдения остались живы, и при последующем убое и вскрытии у большинства из них не было обнаружено патологоанатоми-ческих изменений.
Таким образом, установлено, что у здоровых (нормальных) цыплят резистентность увеличивалась от действия иммунофана, аллокина-альфа, солвимина, фоспренила и препарата АСД-2 при явном отсутствии каких-либо патологических признаков. Следовательно, нам удалось установить факт и измерить величину стимуляции резистентности тест-организмов к экспериментальной Е. сой-инфекций, вызванной фармакологическим действием названных препаратов.
Кроме того, мы считаем сомнительными полученные нами результаты исследования стимулирования резистентности хвойным отваром, поскольку его благоприятное действие на организм широко известно.
Для измерения резистентности организма при сочетанном воздействии на него иммуно-модуляторов и иммуносупрессора мы использовали широко известную модель вакцинации цыплят против ньюкаслской болезни. В ветеринарной практике на птицефабриках ветеринарные врачи, зная об иммуносупрессивных свойствах вирусвакцины из штамма Ла-Сота, часто применяют антистрессовые рационы, содержащие повышенное количество витаминов и микроэлементов, в течение трёх дней до- и в течение трёх дней посте вакцинации цыплят против этой болезни. Такое мероприятие в большинстве случаев позволяет значительно снизить интенсивность поствакцинальных осложнений.
Для премедикации цыплят перед вакцинацией мы использовали Солвимин Селен производства ООО «КРКА ФАРМА», который применяли согласно «Инструкции ...» фирмы, утвержденной Россельхознадзором 27.08.2008 г. [86], в течение трёх дней до вакцинации. В резуль -90-тате измерения резистентности методом коли-клиренса было установлено, что применение препарата стимулировало этот показатель до уровня 8,72 -8,76 yep., что превысило его нормальное значение на 1,15- -1,2 yep. (16,0±3,5%) при средней его устойчивости F=±(S,28- 17,54) % (Таблица №8, группа 6; Таблица №10). При этом установлено, что вакцинация цыплят в рекомендованной «Наставлением ...» дозе не повлияла на резистентность тест-организмов к экспериментальной Е. соя-инфекции (Таблица №8, группа 2; Таблица №10). Это объясняет причину благоприятной поствакцинальной реакции цыплят после назначения им профилактических антистрессовых рационов в промышленном птицеводстве.
Применение фоспренила для превентивной терапии поствакцинальных осложнений у цыплят не повлияло на величину резистентности, стимулированную профилактическим применением солвимина. Резистентность осталась выше нормальной на 1,15±0,20 yep. (16,0±3,5%), чем у интактных цыплят (Таблица №8, группа 3; Таблица №10).
Совсем иной эффект был достигнут при превентивной терапии поствакцинальных осложнений у цыплят, предварительно премедицированных солвимином, препаратом АСД-2 и аллокином альфа. Нами установлено увеличение их резистентности к экспериментальной Е. coft-инфекции до 10,71±0,30 и 11,22±0,64, что превышает профилактическое действие солвимина/ ег se на 3,14±0,26 yep. (42,0±6,5%) и 3,65±0,09 yep. (49,0±2,5%), при высокой устойчивости (F) полученных результатов - ±8,19% и ±2,33% соответственно (Таблица №8, группы 4 и 5; Таблица №10).
Таким образом установлено, что премедикация цыплят солвимином вызывает повышение их резистентности на 1,15- -1,2 yep. (16,0±3,5%). Такая стимуляция достаточна для профилактики поствакцинальных осложнений, вызванных иммуносупрессивным действием вируса ньюкаслской болезни. Препараты АСД-2 и аллокин альфа на фоне фармакологического действия солвимина вызывают усиление стимулирующего эффекта на 42 -49 % в рекомендованных авторами дозах.
В настоящей работе нам удалось подтвердить мнение авторов [10, 79, 157, 67, 34, 64], что ко-ли-клиренс является процессом очищения организма от экспериментальной Е. сой-инфекций. Эффективность его определяется естественными механизмами защиты организма. Для измерения величины этих защитных сил нами разработана строго контролируемая экспериментальная модель коли-клиренса, содержащая во взаимосвязи тест-организм, метод воспроизведения экспериментальной инфекции и метод анализа полученных экспериментальных данных.
Методом коли-клиренса нам удалось определить количественную характеристику естественной резистентности цыплят к экспериментальной Е. соя-инфекции (К). Эта величина рассчитана из экспоненциальной математической модели элиминации бактерий Е. coli (вирулентный штамм № 12) из организма зараженных цыплят и представляет собой стократную разность коэффициентов элиминации (к2) и накопления (к]). В качестве единицы измерения резистентности нами предложена «Условная единица резистентности» (yep.).
Экспериментально установлено, что нормальный организм 25-дневного цыпленка кросса Ross-308 (тест-организм) имеет резистентность кЕ. соя-инфекции R = 7 -8 yep. Процессы элиминации бактерий у цыплят проходят на уровне адаптации и не вызывают возникновение болезни после внутрибрюшинного заражения тест-дозой Е. coli, если ихі? 7,15 yep.
Введение в организм иммуносупрессоров снижает этот показатель. Так, гидрокортизон и его сочетание с циклофосфамидом вызывают снижение резистентности цыплят более чем на 200 %, до значения -15,31- -15,82 yep. Введение же только циклофосфамида обусловило снижение резистентности лишь на-1,74±0,13 yep. (-23 %) по сравнению с контролем.
Вирус ньюкаслской болезни, в наших опытах, показал себя сильным иммуносупрессо-ром, вызывающим в профилактических дозах снижение резистентности цыплят к экспериментальной Е. соя-инфекции до величин 0 - -8,24 yep., обусловливая массовое заболевание и гибель цыплят во время исследования коли-клиренса. Это подтвердило известный факт, что Е. соя-инфекция в поствакцинальный период гибельна для цыплят. Снижение дозы вируса на порядок привело к щадящему его действию на организм при сохранении нормальной величины его резистентности.
Нам удалось установить факт и измерить величину стимуляции резистентности цыплят к экспериментальной Е. соя-инфекции, вызванной фармакологическим действием иммуномоду-ляторов. Наиболее активными оказались фоспренил и препарата АСД-2. Их введение в организм повысило резистентность до 13,24±0,99 (+75%) и 20,25±5,04 (+164%) yep. соответствен -92-но. Менее активно проявили себя иммунофан, аллокин-альфа, солвимин (+7 -16 % к контролю). В результате экспериментов не установлена стимулирующая активность ронколейкина и хвойного отвара.
Исследование стимулирующего эффекта иммуномодуляторов в сочетании с иммуноде-прессивным действием вируса ньюкаслской болезни птиц показало, что премедикация цыплят солвимином вызывает повышение их резистентности, примерно, на 1 yep. (16,0±3,5%). Такая стимуляция достаточна для профилактики поствакцинальных осложнений, вызванных имму-носупрессивным действием вируса ньюкаслской болезни. Препараты АСД-2 и аллокин альфа на фоне фармакологического действия солвимина и вирусемии вызывают стимуляцию резистентности цыплят еще на 42 -49 % по сравнению с контрольными показателями.