Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы .10
1.1. Анатомо-физиологические особенности желудочно-кишечного тракта птиц..10
1.2. Биологические особенности птиц 13
1.3. Микрофлора желудочно-кишечного тракта и ее биологические свойства .13
1.4. Дисбактериозы желудочно-кишечного тракта сельскохозяйственных птиц 21
1.5. Современные методы изучения состава микрофлоры желудочно-кишечного тракта 23
1.6. Коррекция состава микрофлоры желудочно-кишечного тракта с применением пробиотиков .26
1.7. Биологические аспекты пробиотикотерапии 32
1.8. Заключение по обзору литературы 36
2. Собственные исследования .38
2.1. Материалы и методы исследования 38
2.2. Результаты исследования 46
2.2.1. Микрофлора различных биотопов желудочно-кишечного тракта уток в постнатальном онтогенезе 46
2.2.2.Микробиоценоз биотопов желудочно-кишечного тракта уток при экспериментальном дисбиозе 57
2.2.3.Влияние пробиотика ОЛИН на бактериоценоз различных биотопов желудочно-кишечного тракта уток 61
2.2.4.Биологические характеристики основных сочленов энтеробиоценоза уток 73
2.2.4.1. Характеристика культурально-морфологических, биохимических и патогенных свойств выделенных культур 73
2.2.4.2.Чувствительность выделенных культур микроорганизмов к антибактериальным препаратам 79
2.2.4.3.Персистентные характеристики выделенных микроорганизмов .81
2.2.5.T-RFLP-анализ динамики изменений состава микробиома кишечника уток после применения препарата ОЛИН в качестве профилактического препарата 83
2.2.6.Динамика гематологических, биохимических и иммунобиологических показателей пекинских уток при введении в рацион пробиотика ОЛИН в качестве профилактического препарата при дисбактериозах 91
2.2.7. Влияние пробиотического препарата ОЛИН на продуктивные показатели уток породы «Агидель» 94
3. Обсуждение полученных результатов 97
4. Заключение .104
4.1. Выводы .104
4.2. Практические предложения 105
4.3. Перспективы дальнейшей разработки темы 106
Список сокращений и условных обозначений .107
Список литературы .108
Приложения
- Микрофлора желудочно-кишечного тракта и ее биологические свойства
- Микрофлора различных биотопов желудочно-кишечного тракта уток в постнатальном онтогенезе
- Характеристика культурально-морфологических, биохимических и патогенных свойств выделенных культур
- Влияние пробиотического препарата ОЛИН на продуктивные показатели уток породы «Агидель»
Микрофлора желудочно-кишечного тракта и ее биологические свойства
Разнообразные по качественному и количественному составу группы микроорганизмов, их метаболиты (продукты биохимической активности) образуют сложный, динамичный комплекс, который называется микроэкологической системой (Мазанкова Л.Н., Запруднова А.М., 1996). Представители нормальной микрофлоры, присутствующие в виде микроколоний, фиксированных к специальным рецепторам эпителиальных клеток слизистой оболочки желудочно-кишечного тракта, образуют своеобразную биопленку, которая сбалансирована по качественному составу и распределению функций, и лишь малая часть ее свободно находится в кишечном просвете. На поверхности слизистой оболочки тонкой кишки количество бактерий на шесть порядков превышает их содержание в полости кишки. В 1 мл содержимого кишечного просвета при переходе от желудков к толстой кишке количество колониеобразующих микроорганизмов (КОЕ) увеличивается с 10-2 до 10-12. Наряду с этим возрастает доля анаэробов и уменьшается их окислительный потенциал (Gibson G.R., Macbarlane G.T., 1995; Парфенов А.И., Ручкина И.Н., Осипов Г.А., 2004; Алямкин Ю., 2005).
Возможность микроорганизмов фиксироваться к определенным рецепторам энтероцитов слизистой оболочки обусловлена тем, что видовой состав бактерий, заселяющих определенные биотопы пищеварительного тракта, является постоянным. У зрелого, физиологически здорового организма биоценоз кишечника колонизирован представителями как нормальной, так и условно-патогенной микрофлоры, баланс которых регулируется макроорганизмом путем сложных морфофункциональных, иммунных и гормональных реакций (Панин А.Н., 1996; Сидоров М.А. и др., 2000; Meance S., 2003; Young K.D., 2006).
При лечении и профилактике заболеваний инфекционной этиологии в первую очередь обращают внимание на патогенные микроорганизмы. В то же время не стоит забывать, что в возникновении и развитии болезни немаловажную роль играет нормальная микрофлора, которая может способствовать или препятствовать ее проявлению, а нередко блокировать пути и возможности дальнейшего развития инфекционного процесса (Антипов В.А., 1991; Хабкин А.И., 2003; Тараканов Б.В., 2007).
Микрофлора желудочно-кишечного тракта птиц и млекопитающих представлена строгими (облигатными) не образующими спор анаэробными бактериями, занимающими в зависимости от вида микроба определенные экологические ниши. Максимальная концентрация анаэробов содержится в толстом кишечнике. К облигатным микроорганизмам пищеварительного тракта относятся лактобактерии, бифидобактерии и бактероиды. Данные представители, колонизирующие желудочно-кишечный тракт всех здоровых животных, адаптированы к имеющимся условиям жизнедеятельности и выполняют главные биологические функции, необходимые для организма. К факультативным микроорганизмам относятся эшерихии, клостридии, энтерококки и др. Транзиторная микрофлора встречается у животных и птиц в определенный промежуток времени. Ее присутствие определяется микроорганизмами, поступившими в кишечник из окружающей среды. В состав данной микрофлоры входят сапрофиты (стафилококки, бациллы, дрожжевые грибы) и условно-патогенные представители энтеробактерий (протей, клебсиеллы, цитробактеры, энтеробактеры и др.).
Одними из немаловажных представителей резидентной микрофлоры животных являются бифидобактерии, формирующие первую линию защиты против возбудителей эндогенных бактериальных заболеваний. Также им принадлежит определяющая роль в регуляции и поддержании постоянства нормобиоценоза. (Степанов К. М., 1998; Золотарева Н.А., 2003; De Simone C., 1992; Perez P.F., 1998). Анаэробы не образуют спор и морфологически представляют собой крупные, грамположительные палочки прямой или слегка изогнутой формы. Их численность в 1 г содержимого толстой кишки может достигать до 1012 КОЕ/г, что зависит от возраста, типа кормления и других факторов. Данные микроорганизмы, адгезируясь на поверхности слизистой оболочки кишечника, образуют биопленку, препятствующую размножению патогенных и условно патогенных бактерий, а также принимают участие в пристеночном пищеварении, ферментации субстратов и конкуренции за пищевую нишу с другими представителями микрофлоры. Важную роль играет антагонистическая активность бифидобактерий, которая проявляется образованием лактата, ацетата, лизоцимоподобных и других веществ, обладающих выраженной антибактериальной активностью. Кроме этого, бифидобактерии разрушают токсины патогенных бактерий, а также препятствуют их образованию (Шендеров Б.А., 1987; Рябчик И., 2009).
Являясь природными иммуномодуляторами, микроорганизмы рода Bifidobacterium способствуют разрастанию лимфоидной ткани желудочно кишечного тракта, усилению фагоцитарной активности гранулоцитов, макрофагов, моноцитов, специфического гуморального иммунитета, в том числе противоопухолевой защиты; синтезируют белки и аминокислоты, витамины группы В (В1, В2, В6, В12, никотиновую, пантотеновую, фолиевую кислоты и биотин) и К; питают колоноциты – клетки толстой кишки (Куваева И.Б., 1993; Олескин А.В., 2000; Bienenstock J. Et al., 1981; Gibson G.R., 1994).
Второй группой нормофлоры пищеварительного тракта животных, имеющей не менее важное физиологическое и численное значение, являются молочнокислые бактерии рода Lactobacillus. Лактобациллы являются грамположительными палочками, имеющими выраженный полиформизм и не образующими спор. Данные микроорганизмы, в отличие от бифидобактерий, располагаются в виде вкраплений на слизистой оболочке кишечника и катализируют физиологические процессы, происходящие в кишечнике. Одной из главных функций лактобацилл является выработка протеаз, которые способствуют расщеплению белков, углеводов и жиров.
Антагонистическая активность лактобактерий определена синтезированием органических кислот и бактериоцинов, фиксирующихся на рецепторах бактерий, при этом изменяется структура и проницаемость клеточной стенки и происходит их лизис. Специфические белки лактобактерий угнетают синтез ДНК и микробного белка, уменьшая тем самым развитие гнилостных и гноеродных условно-патогенных макроорганизмов, в том числе представителей семейства Enterobacteriaceae, стафилококков, протея, гарднереллы, грибов рода Candida. Лактобактерии принимают активное участие в метаболизме, синтезе витаминов, активации фагоцитоза, стимуляции синтеза иммуноглобулинов, а также способны образовывать молочную кислоту и перекись водорода. Бактерицидный эффект молочнокислых бактерий связан с окислением и разрушением клеточных белков аэробной флоры, что сдерживает их численность. (Р. Кабисов, 2010; Abrams G.D., 1988; Alarm M., 1996).
По данным ряда авторов у животных содержание молочнокислых бактерий – лактобактерий в фекалиях колеблется от 7,0 lg, до 9,0 lg КОЕ/г. (Ленцнер А. А., 1986; Субботин В.В., 1998; Fuller R.A.,1989).
Энтерококки (фекальные стрептококки) являются факультативными анаэробами, входят в состав нормальной микрофлоры желудочно-кишечного тракта, в кишечнике их количество достигает 105 - 106 КОЕ/г. Микроорганизмы и используют в составе кормов и пробиотиков, они имеют широкое распространение в природе, их антагонистическая активность обусловлена образованием кислот и бактериоцинов. Однако в последние десятилетия наблюдается тенденция к резкому усиление патогенных свойств энтерококков на фоне резистентности их к антибиотикам и увеличения ферментативной активности. Представители данного рода служат причиной развития пневмоний, маститов, гастроэнтеритов, септицемии и других заболеваний, что служит основанием для изменения взгляда о полной безопасности этих микроорганизмов. При таком заболевании, как миокардит часто выделяют энтерококки, проявляющие резистентность к ванкомицину, что служит неблагоприятным прогнозом. (Страчунская Л.С., 2000).
Дрожжеподобные грибы рода Candida являются постоянными представителями нормофлоры, колонизируют слизистые оболочки респираторного аппарата и желудочно-кишечного тракта, половых органов и кожи. При снижении защитных функций макроорганизма развиваются кандидозы, эндотоксины кандид поражают паренхиматозные органы, в связи с чем данные грибы относены к условно-патогенным микроорганизмам.
Микрофлора различных биотопов желудочно-кишечного тракта уток в постнатальном онтогенезе
Результаты микробиологических исследований по изучению динамики содержания микроорганизмов в различных биотопах пищеварительного тракта уток представлены в таблицах 2,3,4,5,6.
В первые часы жизни пищеварительный тракт утят заселяют Escherichia coli, Staphylococcus epidermidis, Bifidobacterium spp. и Lactobacillus spp. (Таблица 2).
Escherichia coli колонизировала все отделы пищеварительного тракта от 3,6±0,17 до 8,3±0,51 lg КОЕ/г, кроме мышечного и железистого желудка. Культуры Staphylococcus epidermidis обнаруживали в ротовой полости, мышечном желудке, тонком кишечнике и клоаке, максимальное значение микроорганизма достигало 3,1±0,41 lg КОЕ/г. Bifidobacterium spp. выделяли из всех биотопов и наибольшее количество зарегистрировано в дистальных отделах ЖКТ (до 11,3±0,18 lg КОЕ/г). Lactobacillus spp. заселяли практически все биотопопы желудочно-кишечного тракта, за исключением мышечного желудка.
На 7-е сутки у утят меняется количественный и качественный состав микрофлоры (Таблица 3).
Так, из ротовой полости утят выделяли следующие культуры: Enterococcus faecalis в количестве 7,6±0,13; Enterococcus faecium – 6,8±0,25 и Candida albicans – 5,7±0,27 lg КОЕ/г. Содержание Staphylococcus epidermidis в данном биотопе увеличилось в 1,3 раза (3,6±0,25), Escherichia coli – в 1,25 раза (6,6±0,23 lg КОЕ/г), а количество бифидо- и лактобактерий не изменилось по сравнению с аналогичными показателями суточных утят.
Из пищевода выделяли культуры Enterobacter spp. в количестве 8,9±0,12; Enterococcus faecalis – 7,3±0,27; Enterococcus faecium – 6,5±0,31; Candida albicans – 6,1±0,23 lg КОЕ/г. Количество Escherichia coli составило 9,1±0,3 lg КОЕ/г, что в 1,1 раза больше данного показателя суточных утят. Содержание Bifidobacterium spp. снизилось на 4,5% (10,7±0,41), а Lactobacillus spp. увеличилось на 2% (9,5±0,13 lg КОЕ/г).
Наиболее скудный видовой состав микрофлоры наблюдали в железистом и мышечном желудках. В железистом желудке отмечали увеличение Bifidobacterium spp. на 4% (11,1±0,14) и снижение Lactobacillus spp. в 1,5 раза (6,3±0,43 lg КОЕ/г). В мышечном желудке увеличилось только количество Staphylococcus epidermidis в 1,2 раза (3,4±0,3 lg КОЕ/г). Bifidobacterium spp. не регистрировали.
В тонком кишечнике заметно возросло количество Escherichia coli в 2,4 раза и составило 8,6±0,14 lg КОЕ/г; Staphylococcus epidermidis в 1,3 раза (3,9±0,38 lg КОЕ/г). Выделяли Enterobacter spp. в количестве 7,9±0,21 и Candida albicans – 5,4±0,12 lg КОЕ/г. Количество Bifidobacterium spp. увеличилось на 4,6% (11,3±0,12), а Lactobacillus spp. снизилось на 1% (9,3±0,18 lg КОЕ/г).
В толстом кишечнике в 1,1 раза увеличилось количество Escherichia coli (9,1±0,16), снизилось на 5% содержание Lactobacillus spp. (9,1±0,32 lg КОЕ/г), Bifidobacterium spp. осталось на прежнем уровне. Кроме этого, выделяли Enterobacter spp. – 8,8±0,13 lg КОЕ/г.
В слепых отростках наблюдали увеличение Escherichia coli в 1,2 раза (8,4±0,14 lg КОЕ/г). Впервые по отношению к показателям суточных утят выделяли Staphylococcus epidermidis (4,3±0,25), Enterobacter spp. (6,8±0,27), Enterococcus faecalis (5,2±0,14) и Candida albicans (4,8±0,27 lg КОЕ/г). Содержание Lactobacillus spp. снизилось на 2,2% (8,9±0,19 lg КОЕ/г), а Bifidobacterium spp. осталось на прежнем уровне.
В клоаке возросло количество Escherichia coli в 1,1 раза (7,1±0,24) и Staphylococcus epidermidis в 2,1 раза (4,5±0,21 lg КОЕ/г), в тоже время были выделены Enterobacter spp. (8,7±0,24), Enterococcus faecalis (7,0±0,19), Enterococcus faecium (5,4±0,26) и Candida albicans (5,5±0,18 lg КОЕ/г). Кроме этого, отмечали снижение количества Bifidobacterium spp. на 2,7% (10,8±0,24 lg КОЕ/г). Содержание Lactobacillus spp. не изменилось по сравнению с показателями суточных утят.
В ротовой полости утят двухнедельного возраста наблюдали увеличение Escherichia coli в 1,3 раза (8,8±0,21), Staphylococcus epidermidis – в 2 раза (7,1±0,20), а также снижение количества Enterococcus faecalis в 1,1 раза (6,9±0,33 lg КОЕ/г). Регистрировали Enterobacter spp. (8,6±0,2 lg КОЕ/г). Без изменений по отношению к аналогичным показателям утят семисуточного возраста остались культуры Enterococcus faecium, Candida albicans, Bifidobacterium spp. и Lactobacillus spp (Таблица 4).
В пищеводе отмечали снижение количества Escherichia coli в 1,3 раза (7,3±0,14), Enterococcus faecalis – на 2,7% (7,1±0,14), а также увеличение Enterococcus faecium на 4,6% (6,8±0,2 lg КОЕ/г). Впервые выделяли Staphylococcus epidermidis в количестве 7,3±0,21 и Citrobacter diversus – 8,8±0,12 lg КОЕ/г. Содержание Bifidobacterium spp. и Lactobacillus spp. осталось на уровне показателей 7 суточных утят. На данном этапе не выделяли Candida albicans по сравнению с аналогичными показателями семисуточного возраста.
Из железистого желудка были выделены: Enterococcus faecalis - 5,1±0,15; Enterococcus faecium - 4,9±0,15; Enterobacter spp. - 6,6±0,15 и Staphylococcus epidermidis - 3,9±0,12 lg КОЕ/г. Содержание Bifidobacterium spp. возросло на 2% и составило 11,3±0,13 lg КОЕ/г, a Lactobacillus spp. увеличилось в 1,5 раза (9,5±0,23).
В мышечном желудке наблюдали снижение Staphylococcus epidermidis до 3,1±0,1, что на 8,7% меньше аналогичного показателя утят недельного возраста. Наряду с этим выделяли Lactobacillus spp. (6,3±0,13) и вновь были обнаружены Bifidobacterium spp. 10,5±0,21 lg КОЕ/г.
В тонком кишечнике количественное и качественное содержание микроорганизмов значительно изменилось по отношению к показателям семисуточных утят. Так, увеличилось количество Escherichia coli на 2,3% (9,1±0,15), Enterobacter spp. - в 1,1 раза (8,8±0,31), Staphylococcus epidermidis - в 1,4 раза (5,4±0,09), но установлено снижение Candida albicans в 1,1 раза (4,9±0,05), Bifidobacterium spp. - на 5,2% (10,7±0,18), Lactobacillus spp. - на 3% (9±0,21 lg КОЕ/г). В данном биотопе выделяли Enterococcus faecalis в количестве 5,7±0,28; Enterococcus faecium - 5,2±0,12 и Citrobacter diversus - 7±0,09 lg КОЕ/г.
В толстом кишечнике увеличилось содержание Escherichia coli на 2,2% (9,3±0,15), снизилось Bifidobacterium spp. на 3,5% (10,9±0,1 lg КОЕ/г). Количество Enterobacter spp. и Lactobacillus spp. осталось неизменным в сравнении с показателями предыдущего возраста. Кроме этого, регистрировали Enterococcus faecalis - 7,4±0,38; Enterococcus faecium - 6,2±0,2; Citrobacter diversus - 6,3±0,15; Staphylococcus epidermidis - 7,6±0,17 и Candida albicans - 4,4±0,13 lg KOE/r.
В слепых отростках наблюдали увеличение представителей облигатной и транзиторной микрофлоры: Escherichia coli до 9,5±0,12 (в 1,1 раза), Enterococcus faecalis - до 6,8±0,1 (в 1,3 раза), Enterobacter spp. - до 8,6±0,09 (в 1,3 раза), Staphylococcus epidermidis - до 5,1±0,15 (в 1,2 раза), Candida albicans - до 5,1±0,38 lg КОЕ/г (в 1,1 раза). Впервые в данном биотопе выделяли Enterococcus faecium 6,6±0,09 и Citrobacter diversus 6,8±0,09 lg КОЕ/г. Кроме этого, снизилось количество Bifidobacterium spp. до 10,8±0,1 lg КОЕ/г (на 3,5%) и возросло Lactobacillus spp. до 9,2±0,3 lg КОЕ/г (на 3,4%). В клоаке на прежнем уровне, по отношению к аналогичным показателям утят недельного возраста, осталось содержание Escherichia coli, Candida albicans и Lactobacillus spp. Увеличилось количество Enterococcus faecalis в 1,1 раза (7,5±0,31), Enterococcus faecium – в 1,4 раза (7,4±0,21), Staphylococcus epidermidis – в 1,3 раза (6±0,18) и Bifidobacterium spp. – в 1,1 раза (11,5±0,14), но снизилось содержание Enterobacter spp. на 3,4% (8,4±0,21 lg КОЕ/г). Также выделяли Citrobacter diversus в количестве 8,4±0,18; Proteus vulgaris – 4,6±0,14; Klebsiella pneumoniae – 5±0,2 lg КОЕ/г.
У уток в пятинедельном возрасте при смене рациона наблюдали резкое изменение в качественном и количественном отношении по сравнению с аналогичными показателями уток предыдущего возраста (Таблица 5).
В ротовой полости отмечали снижение Escherichia coli до 8,6±0,15 lg КОЕ/г (на 2,1%), Enterococcus faecium – до 6,3±0,03 (в 1,1 раза), Staphylococcus epidermidis – до 6,6±0,2 (в 1,1 раза), Lactobacillus spp. – до 9,2±0,12 (на 2,1%), вместе с этим возросло количество Enterococcus faecalis до 7,2±0,09 (на 4,5%) и Bifidobacterium spp. – до 11,3±0,18 (на 3,7%). Кроме того, отмечали отсутствие Enterobacter spp. и Candida albicans по сравнению с аналогичными показателями утят двухнедельного возраста.
В пищеводе увеличилось содержание Escherichia coli в 1,2 раза (8,7±0,2) и Bifidobacterium spp. на 3,8% (11,1±0,15), снизилось количество Staphylococcus epidermidis в 1,3 раза (5,6±0,3 lg КОЕ/г) и без изменений осталось количество Enterococcus faecalis. Вместе с тем наблюдали отсутствие Enterococcus faecium, Citrobacter diversus и Lactobacillus spp. в данном биотопе в сравнении с показателями предыдущего возраста.
Характеристика культурально-морфологических, биохимических и патогенных свойств выделенных культур
В период эксперимента были выделены следующие культуры микроорганизмов: Escherichia coli, Enterococcus faecalis, Enterococcus faecium, Staphylococcus epidermidis, Citrobacter diversus, Enterobacter spp., Candida albicans, Proteus vulgaris, Klebsiella pneumoniae, Bifidobacterium spp. и Lactobacillus spp.
Культуры Escherichia coli на среде Эндо образовывали красные колонии средней величины с металлическим блеском, выпуклой поверхностью, ровными краями (S-форма). При микроскопии мазков обнаруживали типичные для данного вида морфологические свойства – короткие грамотрицательные палочки с закругленным концами (Рисунок 1).
При биохимической дифференциации изолятов Escherichia coli установлено, что все культуры (n=11) утилизировали глюкозу, лактозу, маннит, мальтозу, не гидролизовали мочевину, не использовали цитрат и не образовывали сероводород. При изучении гематологической активности выделенных культур на кровяном агаре установлено, что пять культур (45%), выделенных от уток контрольной группы, образовывали зону -гемолиза на КА (Рисунок 2). Для изучения патогенных свойств у выделенных культур проводили биопробу – заражали белых мышей внутрибрюшинно в дозе 0,5 млрд м.к./мл суточной культуры. Все изученные изоляты данной культуры обладали патогенностью для белых мышей, при этом вызывали отек подкожной клетчатки, абсцессы в печени и почках, отек брыжейки, катарально-геморрагический энтерит, острое расширение сердца. При посеве на МПА из почек, печени и брыжеечных лимфоузлов выделяли исходную культуру Escherichia coli
Выделенные культуры Enterococcus faecalis (n=9) образовывали темно-фиолетовые колонии малой величины (0,2 мкм). При микроскопии в мазках обнаруживали мелкие грамположительные кокки, расположенные попарно или короткими цепочками. Все культуры Enterococcus faecalis ферментировали лактозу, сахарозу, сорбитол с образованием кислоты без газа. Три культуры (33%), выделенные от уток, не получавших пробиотический препарат, образовывали зону -гемолиза на кровяном агаре. Установлено, что культуры обладали патогенностью, вызывая при этом застойную гиперемию и дистрофию почек, застойную гиперемию, дистрофию и некротические очаги в печени, серозно геморрагический перитонит, острый серозный лимфонодулит брыжеечных лимфоузлов. Бактериологическим методом из печени, почек и брыжеечных лимфоузлов была выделена исходная культура Enterococcus faecalis.
Культуры Enterococcus faecium (n=7) на среде энтерококкагар росли в виде мелких круглых гладких колоний красного цвета со светлым ободком. Микроскопией мазков выявляли грамположительные кокки, расположенные одиночно, попарно или короткими цепочками. Все культуры разлагали с образованием кислоты без газа сахарозу, лактозу, маннитол, не ферментировали ксилозу, рафинозу, сорбитол. Два изолята (29%) образовывали зону -гемолиза на кровяном агаре. При постановке биопробы установлено, что выделенные культуры обладали патогенностью для белых мышей при заражении внутрибрюшинно в дозе 0,5 млрд м.к/мл.
Культуры Staphylococcus epidermidis (n=10) при росте на солевом агаре образовывали беловатые круглые гладкие колонии диаметром 1-3мм. При микроскопии мазков обнаруживали грамположительные кокки, расположенные одиночно, попарно или небольшими скоплениями. Все выделенные изоляты ферментировали с образованием кислоты без газа сахарозу, мальтозу, фруктозу, мочевину, лактозу и маннитол, не образовывали зону гемолиза.
Выделенные культуры Citrobacter diversus (n=13) на Эндо-агаре росли в виде круглых, ровных, выпуклых красных и розовых колоний. В мазках представляли собой грамотрицательные короткие палочки, расположенные поодиночке или парами. Все выделенные культуры ферментировали глюкозу, лактозу, маннит, мальтозу, не гидролизовали мочевину, использовали цитрат, образовывали сероводород. При изучении гемолитической активности выделенных культур установлено, что семь изолятов (54%) образовывали зону -гемолиза на кровяном агаре и были патогенны для белых мышей.
Бактерии рода Enterobacter (n=12) на агаре Эндо образовывали выпуклые бледно-розовые слизистые колонии. При микроскопии изоляты представляли собой грамотрицательные палочки, расположенные парами или небольшими скоплениями. Изучение биохимических свойств энтероактеров показало, что изоляты утилизировали глюкозу, мальтозу, маннит, лактозу, использовали цитрат, расщепляли мочевину, не образовывали сероводород. Пять выделенных культур (42%) образовывали на кровяном агаре прозрачную зону -гемолиза, при этом они были патогенны для белых мышей.
При бактериологическом исследовании было выделено 6 изолятов Proteus vulgaris у уток контрольной группы. Все выделенные культуры Proteus обладали морфологическими признаками, характерными для данного рода и представляли грамотрицательные подвижные, полиморфные палочки, длиной 1-3 мкм, шириной 0,4-0,8 мкм. В мазках находились крупными и небольшими скоплениями, отмечалось наличие нитевидных форм. На среде Эндо культуры характеризовались роящимся ростом, затягивая всю поверхность питательной среды прозрачной слизистой пленкой. На среде Плоскирева формировали округлые слизистые колонии желтоватого цвета диаметром 5-8мм. Все изученные изоляты ферментировали глюкозу, сахарозу, мальзоту, гидролизовали мочевину, образовывали сероводород, утилизировали цитратные соли на среде Симмонса (Рисунок 3), не разлагали лактозу. Выделенные культуры на кровяном агаре образовывали зону -гемолиза и были патогенны для белых мышей в дозе 0,5 млрд м.к./мл суточной культуры.
Культуры Klebsiella pneumoniae (n=6) на среде Эндо, Плоскирева формировали прозрачные слизистые колонии диаметором 2-3 мм. Микроскопией мазков обнаруживали грамотрицательные короткие палочки. Выделенные культуры не обладали подвижностью, каталазоположительны, оксидазоотрицательны; не образовывали индол и сероводород, обладали уреазной активностью и утилизировала цитратные соли на среде Симмонса, ферментирвала с образованием кислоты и газа глюкозу (Рисунок 4), ксилозу, лактозу, мальтозу, рафинозу и сахарозу. На КА формировала зону гемолиза с позеленением среды. Данные культуры были патогена для мышей, при выскрытии регистрировали катаральный энтероколит, острый серозный спленит и дистрофия печени. При посеве из внутренних органов была выделена исходная культура Klebsiella pneumoniae.
Дрожжеподобные грибы Candida albicans (n=7) на среде Сабуро образовывали белые округлые колонии диаметром 3-5 мм сметанообразной консистенции. В мазках обнаруживали крупные овальные клетки и нити псевдомицелия (Рисунок 5). Все выделенные культуры ферментировали с образованием кислоты без газа лактозу, сахарозу, глюкозу, рафинозу и фруктозу; не ферментировали маннит, сорбит, инозит, ксилозу и цитратные соли на среде Симмонса, и не проявляли уреазной активности. Четыре культуры образовывали зону -гемолиза на КА, вызывая позеленение среды. Данная культура патогенна для белых мышей, зараженных в дозе 0,5 млрд м.к./мл.
Микроорганизмы родов Lactobacillus и Bifidobacterium выделяли из различных отделов пищеварительного тракта. При росте в среде Бликфельдта лактобациллы изменяли цвет среды с синего на желтый, вызывая ее однородное помутнение. В мазках представляли собой грамположительные прямые палочки, располагающиеся короткими цепочками.
Бифидобактерии – грамположительные прямые или изогнутые палочки, располагающиеся в мазке одиночно или короткими цепочками, иногда в форме V и Y. В бифидум-среде образовывали колонии типа «комет», «гвоздиков» и «тяжей» различной степени четкости, расположенные по всему объему среды.
Влияние пробиотического препарата ОЛИН на продуктивные показатели уток породы «Агидель»
Результаты взвешивания уток и динамика живой массы представлены в таблице 22. Так, уже через 7 сут от начала эксперимента по введению в рацион пробиотического препарата была выявлена разница в живой массе, которая составила 1,3 г/гол. В двухнедельном возрасте также отмечали дальнейшее повышение живой массы уток опытной группы. К этому сроку разница составила 39,1 г/гол в пользу опытной группы. Данная тенценция сохранилась до конца эксперимента. Среднесуточный прирост массы уток опытной группы в 35 сут был на 46,5 г/гол выше, по сравнению с контрольным значением, перед убоем (60 сут) разница достигла 235,7 г/гол.
Пробиотический препарат ОЛИН оказал благоприятное влияние на биохимический состав мяса. Он способствовал снижению влаги в мясе утки на 0,6% (53,06+0,7) по сравнению с птицей в контроле. На фоне введения в рацион пробиотика в мясе уток снизилось содержание жира на 1,5% (27,0+0,3). У птиц опытной группы, по сравнению с контрольной, регистрировали повышение в мясе белка на 5,9% (18,63+0,14).
Для оценки производственных показателей учитывали живую массу птицы в начале и в конце эксперимента, среднесуточный прирост живой массы, конверсию корма. Результаты оценки производственных показателей представлены в таблице 24.
По результатам проведенного эксперимента в производственных условиях введение в рацион пробиотического препарата способствовало увеличению средней живой массы уток на 8% относительно контрольной группы.
При использовании идентичных по составу и питательности комбикормов, стоимость рациона для опытной группы была выше, исходя из стоимости добавки, на 3,3% по сравнению с контролем. Несмотря на это более высокий прирост живой массы способствовал снижению себестоимости произведенной продукции.
Проведенные нами расчеты показали, что применение пробиотического препарата ОЛИН в предлагаемых дозах дает экономический эффект 32,09 руб на 1 рубль затрат.