Содержание к диссертации
Введение
I. Обзор литературы 10
1.1 Общая характеристика микроорганизмов рода Enterococcus 10
1.2 Факторы патогенности энтерококков 14
1.3 Факторы персистенции энтерококков 21
1.3 Устойчивость энтерококков к антибактериальным препаратам 26
II. Собственные исследования 32
2.1. Материалы и методы исследований 32
2.1.1 Выделение и идентификация микроорганизмов 32
2.1.2 Методы изучения биологических свойств бактерий рода Enterococcus 38
2.1.2.1 Определение факторов патогенности бактерий рода Enterococcus 38
2.1.2.2 Определение факторов персистенции бактерий рода Enterococcus 41
2.1.2.3 Определение антибиотикочувствительности бактерий рода Enterococcus 44
2.1.3 Статистическая обработка результатов 46
2.2 Видовой состав и факторы персистенции энтерококков, выделенных при инфекционно-воспалительных заболеваниях 48
2.3 Характеристика факторов патогенности энтерококков на уровне фено- и генотипа 55
2.4 Антибиотикорезистентность бактерий рода Enterococcus 59
2.5 Разработка математической модели прогнозирования длительности течения заболевания 66
III. Обсуждение результатов исследований
Выводы 86
Практические предложения 88
Список сокращений 89
Библиографический список 91
- Факторы патогенности энтерококков
- Устойчивость энтерококков к антибактериальным препаратам
- Определение факторов персистенции бактерий рода Enterococcus
- Антибиотикорезистентность бактерий рода Enterococcus
Факторы патогенности энтерококков
Бактерии рода Enterococcus являются грамположительными микроорганизмами. Представляют собой сферические или овальные кокки диаметром 0,6-2,0x0,6-2,5 мкм, которые располагаются в виде отдельных клеток, в парах или в виде коротких цепочек (Byappanahalli M.N. et al, 2012). Спор и капсул энтерококки не образуют. Встречаются подвижные варианты, несущие от одного до четырех жгутиков. По типу дыхания данные микроорганизмы относятся к факультативным анаэробам, по типу питания -к хемоорганотрофам. Оптимальная температура культивирования составляет 35-37С, хотя многие представители этого рода могут расти при температуре от 10 до 45С. Виды Enterococcus faecalis и Е. faecium способны выживать при нагревании до 60С в течение 30 минут (Foulquie Moreno M.R. et al, 2006). Исключение составляют E. dispar и E. sulfureus (Martinez-Murcia A.J., Collins M.D., 1991), E. malodoratus (Collins M.D. et al, 1984), которые не растут при 45С и Е. cecorum, Е. columbae (Devriese L.A. et al.,1993), которые не растут при 10С. Enterococcus sp. ферментируют разнообразные углеводы с образованием в основном молочной кислоты, но не газа, снижая рН до 4,2-4,6 (Fisher К., Phillips С, 2009).
Бактерии рода Enterococcus являются каталазоотрицательными, гидролизуют эскулин в присутствии 40% раствора жёлчи. Некоторые виды энтерококков гидролизуют пирролидонил-Р-нафтиламид, за исключением Е. сесогит, Е. columbae и Е. saccharolyticus. Все штаммы продуцируют фермент лейцинаминопептидазу (Van den Berghe Е. et al., 2006). Большинство энтерококков растёт в бульоне, содержащем 6,5% раствор NaCl (Gardin F. et al.,2001). Систематическое положение энтерококков вызывало много споров со времён первого упоминания о них, и таксономия этих микроорганизмов претерпела значительные изменения. Впервые название «энтерококки» было применено Е. Thiercelin в 1899 году для грампозитивных диплококков кишечного происхождения. Новый род Enterococcus был предложен в 1903 г. Е. Thiercelin и L. Jouhaud, но позже F.W. Andrewes и T.J. Horder в 1906 г. заменили название «энтерококк» на Streptococcus faecalis. Наиболее распространённой является классификация, предложенная J.M. Sherman (1937), согласно которой род Streptococcus делился на четыре группы -«энтерококки», «молочные» стрептококки, «вириданс» стрептококки и «пиогенные» стрептококки. В 1984 году были обнаружены существенные генетические отличия энтерококков от стрептококков, поэтому они были выделены в род Enterococcus (Schleifer К.Н., Kilpper-Balz R., 1984), а в 2001 году энтерококки отнесли к самостоятельному семейству Enterococcaceae (Скородумов Д.И. и др., 2005). В настоящее время род Enterococcus включает более 47 видов микроорганизмов (Brtkova A. et al, 2010).
Бактерии рода Enterococcus широко распространены в окружающей среде. Они выделяются из растений, как например Enterococcus camelliae из листьев ферментированного чая Camellia sinensis (Kiihn I. et al., 2000).
За счет своих высокотехнологических свойств, в том числе устойчивости к высоким температурам, низким значениям рН, способности синтезировать бактериоцины и антагонизма к санитарно-показательной микрофлоре, определённые штаммы энтерококков применяются в составе заквасок при изготовлении различных ферментированных продуктов питания, например таких, как салями, традиционных итальянских сыров, брынзы, чеддера и многих других пищевых продуктов (Суворов А.Н. и др., 2003). Полезные свойства энтерококков (высокая антагонистическая активность в отношении патогенной микрофлоры, участие в формировании и поддержании иммунитета, участие в нормальном пищеварении, противовоспалительные свойства, витаминообразование) определили их частое использование в качестве пробиотиков (Бондаренко В.М., Суворов А.Н., 2007).
Микроорганизмы рода Enterococcus являются неотъемлемой частью нормальной микрофлоры желудочно-кишечного тракта человека и животных. Однако на фоне патологических процессов энтерококки могут вызывать аутоинфекции, а при накоплении в окружающей среде приводить к экзогенному инфицированию (Габриэлян Н.И. и др., 2007).
Известно, что бактерии рода Enterococcus являются этиологическим фактором ряда инфекционно-воспалительных заболеваний животных. Энтерококковые инфекции относят к числу не только распространенных, но и часто тяжело протекающих.
Согласно исследованиям D.A. Garsin et al. (2001) и K.L. Mason et al. (2011), заболевания животных энтерококковой этиологии в большинстве случаев являются оппортунистическими инфекциями, обусловленными некоторыми предрасполагающими факторами снижения иммунного ответа. Инфекции, вызываемые энтерококками, отличаются скрытым, торпидным течением, обеспечивая патогенам длительное переживание в очаге поражения (Колычев Н.М. и др., 2009).
По данным Н.М. Колычева с соавт. (2006, 2009), энтерококковые инфекции молодняка проявляются пупочным сепсисом, диареей, бронхопневмонией, гастроэнтеритом, менингитом. Согласно исследованиям О.Ю. Черных (2009), Enterococcus columbae является возбудителем энтерококковых инфекций нутрий.
Устойчивость энтерококков к антибактериальным препаратам
Желатиназную активность определяли посевом суточной агаровой культуры микроорганизмов уколом в столбик питательного бульона, содержащего 12% желатины. Инкубировали в течение 24 ч при температуре +37С. Учет результатов проводили после охлаждения пробирок с ростом микроорганизмов при температуре +4С в течение 2 ч и по «текучести» желатины делали заключение о наличии фермента (Биргер М.О., 1982). За высокую степень активности принимали полное разжижение столбика среды, за низкую - незначительное разжижение вверху столбика среды.
Для выявления гемолитической активности осуществляли посев суточных культур энтерококков пятачками на 5%-й кровяной агар и после инкубации при 37 С в течение 24 ч определяли наличие зоны гемолиза вокруг выросших колоний (Биргер М.О., 1982).
Активность протеазы определяли по убыли альбумина после инкубации с исследуемыми штаммами биуретовым методом (Нетрусов А.И. и др., 2005).
К 0,5 мл взвеси микроорганизмов добавляли 1 мл 1%-ного раствора альбумина в К-фосфатном буфере (рН=7,5), перемешивали и инкубировали 30 мин при 37С. Реакцию останавливали на льду. Затем осаждали клетки центрифугированием в течение 15 мин при 3000 об/мин. После чего 1 мл супернатанта смешивали с 2 мл биуретового реактива. После 10 минут экспозиции при комнатной температуре, для созревания окраски, измеряли оптическую плотность полученного раствора на фотометре STAT FAX 2100 (длина волны 492 нм) против биуретового реактива.
Контроль для каждого штамма получали, смешивая 0,5 мл супернатанта с 1 мл изотонического раствора NaCl (контроль 1) и 1 мл 1% раствора альбумина с 0,5 мл изотонического раствора NaCl (контроль 2).
Активность протеазы рассчитывали по формуле: Apr= 10х(1 - (Do-DM/D /txD, где D0 - оптическая плотность в опыте; Dk - оптическая плотность в контроле; Dm - оптическая плотность взвеси микроорганизмов; t - время инкубации. При помощи ПЦР-анализа у клинических изолятов определяли гены, кодирующие синтез известных факторов патогенности: цитолизины - cylA, cylB, cylM, cylLL, cylLs, желатиназа - gelE, сериновая протеаза - sprE, гиалуронидаза - hyl, поверхностные белки, участвующие в адгезии - asa, поверхностные белки-иммуносупрессоры - esp (Semedo Т. et al., 2003; Vankerckhoven V. et al, 2004; Reviriego С et al, 2005). Для ПЦР 40 амплификации использовали известные праймеры, синтезированные компанией «СИНТОЛ» (г. Москва) (таблица 3).
Антилизоцимную активность (АЛА) определяли по методике О.В. Бухарина с соавт. (1997) фотометрическим методом. Для этого бактериальную массу исследуемых культур стандартной бактериологической петлёй засевали в 3 мл жидкой питательной среды - бульон Шедлера и культивировали в термостате при температуре 37С в течение 24 ч. На спектрофотометре STAT FAX 2100 (длина волны 492 нм) измеряли оптическую плотность бульонной культуры против бульона Шедлера. Супернатант отделяли от бактериальных клеток центрифугированием в течение 15 минут при 3000 об/мин. Для определения АЛА в качестве тест-штамма использовали суточную агаровую культуру Micrococcus luteus АТТС 15307. Выросшие бактериальные клетки тест-штамма убивали хлороформом в течение 60 минут, смывали, фильтровали через крупнопористый фильтр, дважды отмывали 1/15 М фосфатным буфером с трилоном Б и один раз 1/15 М фосфатным буфером (рН=6,2), после чего оптическую плотность суспензии микрококка доводили до 0,300. На 1/15 М фосфатном буфере (рН=6,2) готовили раствор лизоцима с концентрацией 20 мкг/мл. Супернатант исследуемых культур микроорганизмов, объёмом 0,9 мл, смешивали с 0,1 мл приготовленного раствора лизоцима и инкубировали 60-120 минут при температуре 37С. 0,5 мл смеси супернатанта и лизоцима добавляли к 2,0 мл суспензии тест-штамма микрококка и измеряли оптическую плотность полученной смеси через 30 и 150 с на спектрофотометре STAT FAX 2100 (длина волны 492 нм) против 1/15 М фосфатного буфера. В качестве контроля использовали смесь бульона Шедлера с лизоцимом в соотношении 9:1.
Изучение антикарнозиновой активности проводили фотометрическим методом (Бухарин О.В. и др., 1999). К 0,1 мл одномиллиардной взвеси бактерий добавляли 1,7 мл бульона Шедлера и 0,2 мл раствора карнозина. Разведение карнозина в изотоническом растворе NaCl готовили таким образом, чтобы его конечная концентрация в бульоне Шедлера с тест-штаммом составляла 3 мг/мл. Параллельно с опытной готовили три контрольные пробы. В первую вместо карнозина добавляли 0,2 мл 0,85% раствора хлорида натрия. Во второй - заменили микробную взвесь 0,1 мл изотонического раствора хлорида натрия, а третья контрольная проба содержала 0,3 мл изотонического раствора хлорида натрия и 1,7 мл бульона Шедлера.
После суточной инкубации при температуре 37С во все пробы добавляли по 0,1 мл хлороформа и выдерживали интервал времени в 40 минут, затем центрифугировали при 1000 g в течение 15 минут. На следующем этапе к отделённому из проб супернатанту (по 0,6 мл) добавляли 1,1 мл бульона Шедлера и 0,1 мл взвеси суточной тест-культуры Micrococcus luteus, приготовленную из 16-18-часовой агаровой культуры в изотоническом растворе хлорида натрия по стандарту мутности и разведённую десятикратно для использования. Через 24 ч замеряли оптическую плотность контрольных и опытных взвесей на спектрофотометре STAT FAX 2100 (длина волны 492 нм) и рассчитывали значение АКрА исследуемой культуры по формуле:
Биомассу исследуемых культур стандартной бактериологической петлёй засевали в 4 мл питательного бульона Шедлера и культивировали в термостате при температуре 37С в течение 18-24 часов. Затем готовили разведения стерильным бульоном 1:100 и разносили по лункам микропланшета. После инкубации, спустя 24 часа, планктонные бактерии удаляли из каждой лунки и промывали лунки дистиллированной водой. Затем вносили по 125 мкл 0,1% раствора кристаллического фиолетового, окрашивали в течение 10 минут при комнатной температуре. Далее раствор удаляли и промывали лунки дистиллированной водой. Планшет высушивали на воздухе и в каждую лунку вносили по 200 мкл 95%-го этилового спирта, инкубировали в течение 10-15 минут при комнатной температуре, а затем по 125 мкл полученной спиртовой вытяжки переносили в чистый 96-луночный полипропиленовый планшет и замеряли оптическую плотность при длине волны 492 нм на спектрофотометре STAT FAX 2100. Коэффициент биоплёнкообразования рассчитывали как отношение А4920пыт/А492КОнтроль. Положительным результатом считали значения более 1,1.
Чувствительность микроорганизмов к антибактериальным препаратам (АБП) определяли диско-диффузионным методом (МУК 4.2.1890-04 «Определение чувствительности микроорганизмов к антибактериальным препаратам»). Для этого использовали стандартный инокулюм суточной культуры микроорганизмов, соответствующий по плотности 0,5 по стандарту МакФарланда и содержащий примерно 1,5x10 КОЕ/мл. Стандартный инокулюм наносили пипеткой на поверхность чашки Петри с агаром Мюллера-Хинтона (HiMedia, Индия) в объёме 1 мл, равномерно распределяли по поверхности покачиванием, после чего удаляли избыток инокулюма пипеткой. После инокуляции на поверхность питательной среды наносили диски с АБП с помощью стерильного пинцета. Непосредственно после аппликации дисков чашки Петри инкубировали в термостате при температуре 37С в течение 18-24 ч.
Учет результатов проводили после инкубации, измеряя диаметр зон задержки роста тестируемого микроорганизма. Интерпретацию осуществляли на основании сопоставления результатов исследования (диаметра зоны ингибиции роста) с пограничными значениями этих параметров, отделяющих чувствительные штаммы от промежуточных и промежуточные - от устойчивых (таблица 4).
При помощи ПЦР-анализа у культур энтерококков определяли гены, кодирующие резистентность к аминогликозидам: высокий уровень резистентности к гентамицину - aac(6 )-Ie-aph(2")-Ia, резистентность к аминогликозидам (кроме гентамицина) - aph(3 )-IIIa, ant(4 )-la (Vakulenko S. et al., 2003); тетрациклинам: резистентность к тетрациклину - tetL, резистентность к тетрациклину и миноциклину - te/M(01svik В. et al., 1995; Bertrand S. et al., 2005) и гликопептидам: резистентность к ванкомицину и тейкопланину - vanA, резистентность к различным концентрациям ванкомицина - vanB, резистентность к низким концентрациям ванкомицина -vanC-1, vanC-2/3 (Dutka-Malen S. et al, 1995) (таблица 5).
Определение факторов персистенции бактерий рода Enterococcus
Развитие и исход заболеваний микробной этиологии зависят также от персистентных свойств возбудителя, направленных на инактивацию факторов естественной резистентности организма хозяина (лизоцим, комплемент и др.) (Бухарин О.В., Усвяцов Б.Я., 1996).
Таким образом, представляется необходимым комплексное изучение биологических свойств бактерий рода Enterococcus на фенотипическом и генотипическом уровнях.
В связи с вышеизложенным, целью настоящего исследования явилось изучение видового состава и биологических свойств клинических изолятов энтерококков, выделенных от животных, на фено- и генотипическом уровне.
Для реализации поставленной цели были определены и решены следующие задачи: 1. Изучить видовой состав и персистентные свойства энтерококков, выделенных из клинического материала от животных. 2. Охарактеризовать биологические свойства бактерий рода Enterococcus на фенотипическом уровне и дать генетическую характеристику вирулентного потенциала и антибиотикорезистентности. 3. Определить информативные биологические свойства Enterococcus sp. и разработать микробиологические критерии прогнозирования развития заболевания. Таксономия энтерококков постоянно совершенствуется, поскольку точная идентификация возбудителя - это первый этап диагностики инфекционного заболевания и последующего назначения этиотропной антибиотикотерапии (Гармашева И.Л., Коваленко Н.К., 2010). Вследствие этого, на первом этапе нашего исследования был определен видовой состав бактерий рода Enterococcus, выделенных из клинического материала от животных. Видовой состав энтерококков - возбудителей инфекционно-воспалительных заболеваний животных характеризовался значительным разнообразием, однако доминирующим видом являлся E.faecalis. Полученные данные согласуются с исследованиями J. Rodrigues et al. (2002), C.R. Jackson et al. (2010), также изолировавших от кошек и собак при инфекционно-воспалительных заболеваниях представителей вида Е. faecalis.
В ходе проведённого исследования установлено, что видовой состав энтерококков, выделенных при маститах коров, представлен видами Е. casseliflavus и Е. hirae, что согласуется с исследованиями, проведёнными ранее (Jimenez Е. et al., 2013), в которых было показано, что этиологическими агентами маститов являются микроорганизмы видов Е. casseliflavus, Е. hirae, Е. faecium и Е. durans.
В настоящее время все большую актуальность приобретает изучение персистентных свойств бактериальных патогенов. Одной из таких характеристик является способность инактивировать лизоцим, которая была определена как антилизоцимная активность. Установлено, что этот признак встречается у большого количества видов микроорганизмов (Пилькевич Н.Б., БоярчукЕ.Д., 2007; Гречко, В.Н. и др., 2009; ГайрабековР.Х., 2010; Гайдаш И.С. и др., 2013). При проведении исследований показано, что энтерококки также обладают антилизоцимной активностью. Анализируя полученные материалы, следует отметить, что они согласуются с данными других исследователей (Мироненко Л.Г. и др., 2010), которые выявили высокий уровень выраженности антилизоцимного признака среди энтерококков, выделенных при патологии.
Другим широко распространенным персистентным свойством микроорганизмов является антикарнозиновая активность (Чуенко Э.А., Усвяцов Б.Я., 2005; Бухарин О.В. и др., 2006; Карташова О.Л. и др., 2006). Однако данный признак не был ранее изучен у бактерий рода Enterococcus. Проведённые исследования показали, что клинические изоляты энтерококков обладают выраженной способностью инактивировать карнозин. При этом наиболее высокими значениями свойства характеризовались культуры видов Е. casseliflavus, E.faecium и Е. hirae.
Уместно предположить, что впервые обнаруженная нами антикарнозиновая активность энтерококков в совокупности с антилизоцимным признаком, способствуют длительному переживанию данных бактерий в организме животных.
Наряду с антилизоцимной, антикарнозиновой и другими способами секреторной защиты бактерий, длительному переживанию энтерококков в макроорганизме способствует биоплёнкообразование. Показано, что клинические изоляты энтерококков обладают способностью образовывать биоплёнки. Полученные результаты свидетельствуют о высокой достоверной положительной связи между изученным свойством и наличием гена esp, что подтверждает важную роль поверхностных белков в первоначальной адгезии и формировании биоплёнок энтерококками. Эти данные согласуются с другими исследованиями (Distel J.W. et al., 2002; Di Rosa R. et al, 2006), в которых было показано, что клинические изоляты энтерококков, содержащие ген esp, образуют более выраженные биоплёнки по сравнению с esp-отрицательными штаммами.
Антибиотикорезистентность бактерий рода Enterococcus
Культуры энтерококков, выделенные из гнойного экссудата, обладают генетическими детерминантами протеолитических ферментов (gelE и sprE), обеспечивающими инвазию и инактивацию факторов врождённого и приобретённого иммунитета.
Другим важным моментом является факт обнаружения факторов патогенности только у бактерий вида Е. faecalis. Хотя есть свидетельства, что в настоящее время 38-75% энтерококковых инфекций вызываются бактериями Е. faecium (Willems R.J. et al., 2011), культуры E. faecalis традиционно считаются более патогенными, что нашло подтверждение в нашей работе.
Среди культур non-faecalis видов не обнаружено факторов патогенности на фено- и генотипическом уровне, за исключением протеолитической активности, однако этиологическая причастность штаммов этих видов энтерококков к возникновению и течению инфекционно-воспалительных заболеваний не вызывает сомнений и подтверждается высокими показателями микробной обсеменённости.
На следующем этапе нашей работы была предпринята попытка построить модель прогноза длительности течения инфекционно-воспалительных заболеваний энтерококковой этиологии. Перспективным направлением в клинической микробиологии является применение для прогнозирования развития заболевания математического моделирования, основанного на анализе биологических свойств микроорганизмов, имеющих высокую диагностическую ценность. Иллюстрацией этому являются наши материалы по созданию модели прогнозирования длительности течения инфекционно-воспалительных заболеваний энтерококковой этиологии, в основе которой - информативные биологические свойства энтерококков, выделенных из клинического материала (гены, кодирующие структурную субъединицу цитолизина (cylLL), белок-адгезин (asa), белок клеточной стенки, ответственный за уклонение от иммунных сил макроорганизма (esp), и антикарнозиновая активность). Модель позволяет с достоверностью в 95% прогнозировать затяжное (хроническое) течение инфекционного процесса, что дает возможность своевременно подобрать оптимальную схему антибиотикотерапии.
Прогностические схемы с использованием биологических свойств микроорганизмов разработаны ранее рядом авторов. Диагностически значимые биологические свойства бактерий использованы при разработке математической диагностической модели прогнозирования развития мастита у коров (Карташова О.Л., 2005); воспалений легких и плевры (Абрамзон О.М. и др., 2003), характера течения венозных трофических язв (Потехина Л.П. и др., 2012); прогноза (благоприятного или неблагоприятного) течения антибиотикозависимого энтерококкового дисбактериоза кишечника (Билимова СИ., 2000). Подобный комплексный подход позволяет всесторонне учесть наиболее значимые параметры, при этом прогноз получается более точным.
Одним из критериев оценки вирулентности энтерококков является устойчивость к антибактериальным препаратам. Поэтому на следующем этапе нами была изучена антибиотикорезистентность клинических изолятов энтерококков на уровне фено- и генотипа.
Установлено, что разные виды энтерококков имеют существенные отличия в спектре антибиотикорезистентности. При инфекционно-воспалительных заболеваниях репродуктивного тракта, а также при абсцессах и отитах в подавляющем большинстве случаев выделяли полирезистентные штаммы Е. faecalis.
У клинических изолятов Е. faecalis спектр резистентности к антибактериальным препаратам был более широким по сравнению с изолятами non-faecalis видов. На фенотипическом уровне культуры E.faecalis характеризовались резистентностью к ванкомицину, линезолиду, тетрациклину и цефтриаксону. На генотипическом уровне для большинства штаммов Е. faecalis была определена резистентность к аминогликозидам, гликопептидам и тетрациклинам. Устойчивость энтерококков к тетрациклину чаще всего была обусловлена наличием гена tetM, что соответствует полученным другими исследователями данным (Chung Y.S. et al., 2014).
Согласно исследованиям Т. Ribeiro et al. (2007) резистентность к ванкомицину, как правило, детерминирована присутствием гена vanA. Это нашло подтверждение и в наших исследованиях: установлено, что в большинстве случаев клинические изоляты энтерококков содержали ген vanA. Также ванкомицинрезистентные штаммы энтерококков, выделенные из клинического материала, принадлежали к генотипам vanC-1, vanC-2/З, причём генотип vanC-2/З был выявлен только у редких видов Е. durans и E.flavescens.
В работах зарубежных исследователей (Bager F. et al, 1997; Kruse H. et al, 1999; Wegener H.C. et al, 1999; Van den Bogaard A.E., Stobberingh E.E., 1999) отмечено, что причиной развития ванкомицин-устойчивости энтерококков у животных является использование гликопептидов, например, авопарцина, в качестве стимуляторов роста в животноводстве.
Из всех изученных антибиотиков наибольшую активность в отношении Enterococcus sp. показал ампициллин, являющийся препаратом выбора. Из других антибиотиков, потенциально эффективных при лечении инфекционно-воспалительных заболеваний, вызванных энтерококками, можно рассматривать гентамицин и стрептомицин.
Полученные сведения согласуются с литературными данными, в которых показано, что микроорганизмы рода Enterococcus не проявляли устойчивости к ампициллину и гентамицину (Manson J.M. et al., 2004). В то же время, в работе R. Leclercq (1997) описано широкое распространение среди энтерококков резистентности к гентамицину. Выявленное несоответствие с результатами нашей работы, очевидно, связано с существующими региональными отличиями в уровне и характере антибиотикорезистентности.
Для терапии инфекций, вызванных энтерококками non-faecalis видов, можно использовать ванкомицин и норфлоксацин. Применение других антибиотиков не рекомендуется в связи с высокой резистентностью к ним энтерококков.
Обнаруженная в результате исследования выраженная множественная лекарственная устойчивость изолятов Е. faecalis может создавать трудности для терапии энтерококковых инфекций, в связи с чем при выделении энтерококков из исследуемого материала является целесообразным определение антибиотикорезистентности.
Оценивая фактические данные в целом, следует выделить следующие моменты: качественные и количественные характеристики биологических свойств бактерий рода Enterococcus зависят от биотопа выделения и видовой принадлежности штамма. Клинические изоляты энтерококков, вызывающих острое и затяжное (хроническое) течение инфекционно-воспалительного заболевания, обладают определённой совокупностью биологических свойств, на основании которых можно прогнозировать характер течения инфекционного процесса.