Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы .9
1.1. Характеристика, биотехнология выращивания и использование хлорелл в животноводстве птицеводстве 9
1.2. Значение различных биологически активных веществ в обменных процессах в организме животных и птиц .21
2. Собственные исследования .35
2.1. Материалы и методы исследований 35
2.2.Результаты собственных исследований 40
2.2.1. Оптимизация биотехнологии выращивания хлореллы 40
2.2.2. Изучение состава «Хлорофитовит» и сравнение его с «Винивет» .42
2.3.Изучение токсикологических свойств «ХЛОРОФИТОВИТ» 44
2.3.1. Определение острой токсичности «ХЛОРОФИТОВИТ» на лабораторных животных 45
2.3.2. Изучение хронической токсичности «ХЛОРОФИТОВИТ» на белых крысах .46
2.3.3. Оценка кумулятивных свойств «Хлорофитовит» на крысах 51
2.3.4 Определение раздражающего и кожно-резорбтивного действия «Хлорофитовит» на кроликах 53
2.3.5. Изучение эмбриотоксических и тератогенных свойств препарата «Хлорофитовит» на белых крысах .54
2.3.6. Определение аллергизирующих свойств «Хлорофитовит» на морских свинках 57
2.3.7. Влияние «Хлорофитовит» на энергию роста белых крыс 58
2.4. Результаты применения «Хлорофитовит» курам -несушкам 59
2.4.1. Влияние «Хлорофитовит на гематологические, некоторые биохимические, иммунологические показатели кур-несушек .60
2.4.2. Влияние «Хлорофитовит» на продуктивность птиц и качество яиц 63
2.5. Результаты применения «Хлорофитовит» цыплятам 66
2.5.1.Оценка качества мяса и внутренних органов цыплят на фоне применения «Хлорофитовит». 72
2.6.Влияние «Хлорофитовит» на гематологические и биохимические показатели крови кроликов 75
2.6.1.Влияние препарата «Хлорофитовит» на факторы специфической и неспецифической зашиты кроликов 78
2.6.2. Оценка качества мяса и внутренних органов кроликов на фоне применения «Хлорофитовит» 83
2.6.3 Микроструктурные изменения в органах кроликов после применения кормовой добавки «Хлорофитовит» .85
3. Заключение 105
4. Практические предложения 118
5. Список литературы
- Значение различных биологически активных веществ в обменных процессах в организме животных и птиц
- Оптимизация биотехнологии выращивания хлореллы
- Оценка кумулятивных свойств «Хлорофитовит» на крысах
- Влияние «Хлорофитовит на гематологические, некоторые биохимические, иммунологические показатели кур-несушек
Значение различных биологически активных веществ в обменных процессах в организме животных и птиц
Род Хлорелла (Сhlorella) относится к типу зеленых водорослей (Chlorophyta), порядку хлорококковых (Chlorococcales) и семейству хлорелловых (Сhlorellaceae). В систематическом отношении род Chorella делится на несколько видов: Chlorella vulgaris Beyerink, Chlorella infusionum Beyerink, Chorella parasitica Brandt, Chlorella condustrix Brandt, Chlorella actinosphaerii Averinzew, - которые различаются по размеру, форме хроматофоров и клеток. Род хлорелла включает в себя ряд видов одноклеточных водорослей с хроматофорами зеленого цвета и диаметром клеток от 1,5 до 10 микрон [226]. В последние годы ее начали применять в качестве дополнительной кормовой добавки в питании сельскохозяйственных животных и птиц. Хлорелла от греч. (Сhloros) - «зелёный» и лат. (ella) - уменьшительный суффикс) — род одноклеточных зелёных водорослей, относимый к типу Chlorophyta. Имеет сферическую форму, не имеют жгутиков. Хлоропласты хлореллы содержат хлорофилл-а и хлорофилл-б. Для процесса фотосинтеза хлорелле требуются только вода, диоксид углерода, свет, а также небольшое количество минералов для размножения. Очень распространенной является Chlorella vulgaris, постоянно встречающаяся массами в воде, в лужах, канавах и прудах.
Современную классификацию рода Chlorella провела Андреева В.М. [13]. В природе представители хлореллы имеют широкое распространение: их обнаруживают на поверхности почвы, в водоемах, на коре деревьев и т.д. Однако не каждый вид, разновидность или штамм может отвечать требованиям промышленного культивирования [56;176;245].
Из многочисленных видов водорослей, которые используются для массового культивирования [26;151;225] - представители рода Chlorella занимают главенствующее положение, а из них чаще используется вид Chlorella vulgaris BIN [45]. Размножение хлореллы происходит путем повторного деления. Сначала происходит деление хроматофора и пиреноида, а затем и все содержимое каждой клетки делится на несколько равных частей (от 2 до 16), которые остаются некоторое время окруженными материнской оболочкой. После ее разрыва и исчезновения, клетки оказываются свободно лежащими, быстро увеличиваются в размерах и через некоторый промежуток времени повторяют тот же цикл развития. Подвижных элементов размножения у хлорелл не существует, подобно тому, как и у других Pleurococcaceae. Отступления от нормального цикла развития встречаются у хлорелл довольно редко, и состоят в том, что иногда они размножаются путем отшнуровывания молодых особей от материнской, а кроме того, при нормальном делении, могут не освобождаться из материнской оболочки, а оставаться в ней на продолжительное время, превращаясь постепенно в стадии Gloecystis и Palmella.
Бейеринк [226], изучая питание хлорелл установил, что они для добычи необходимого количества азота, - нуждаются в пептоне, сахаре, а потому он причислил их к установленной им физиологической группе пентон - углеводных организмов. Сожительство хлорелл с животными представляет собой типичный пример того биологического явления, которое давно уже получило в Германии название Raumparasitismus, то есть не паразитирует в теле животного, но и не приносит ему пользы, а являются, так сказать, даровым жильцом.
В некоторых странах, в том числе и в Японии хлореллу добавляют в различные продукты питания, для чего ежедневно изготавливают до 4 тонн сухой хлореллы. Одна лишь фирма “Джепан хлорелла” производит ежемесячно до тысячи тон хлореллы для различных целей (добавки в напитки, мороженное, хлеб, кондитерские изделия и т. д.) [257]. На острове Тайвань получают ежегодно около 1,5 тыс. тонн сухой массы хлореллы. Малайзия и Филиппины расходуют на пищевые нужды более 500 т. этой водоросли. В Чехословакии выпускали порошки, мази, спиртовые экстракты и свечи из хлореллы. В России хлореллу производят лишь отдельные предприятия (ООО “ Легион Центр”), да и то, по большей части - для собственных нужд. В Иркутске имеется в настоящее время опытно–экспериментальная установка по выращиванию хлореллы в ИГОО “Экологическая группа”, где по мере возможности, вследствие постоянной нехватки средств, проводятся научные исследования и разрабатываются новые методики и технологии. При выращивании хлореллы возможно использование не только химических питательных смесей и минеральных вод, но и отходов сельскохозяйственного производства. Японские исследователи [252] широко применяют органические отходы, такие как испражнения рыб в разводных прудах, навоз и т. п., для культивирования различных микроводорослей, в том числе и хлореллы. Возможность выращивания водорослей на органической среде из фекальных отходов кроликов, уток и кур отмечается и нашими исследователями [25;50;150]. В опытах по культивированию микроводорослей использовали перепревший овечий навоз. По мнению авторов, вытяжка из овечьего навоза - хорошая среда для выращивания хлореллы. Некоторые авторы [139] рекомендуют добавлять органические вещества в стандартные питательные среды для микроводорослей, а Музафаров А.М. и Таубаев Т.Т. [152] использовали вытяжки из куриного помета в массовой культуре протококковых водорослей (в том числе и хлореллы), в концентрации 6-20 г./л. и получили положительные результаты. Добавление 5 -10% куриного помета в химическую питательную среду марки “04” увеличивает урожайность хлореллы и других микроводорослей на 50 – 70% по сравнению с контролем. Из проведенных в этом направлении работ, можно отметить исследования Рахимова А.Р. и Якубова X. Ф. [170], которые установили, что содержание углеводов в хлорелле при ее культивировании на среде с вытяжкой из куриного помета намного выше, чем на среде марки “ 04”. При этом, общая сумма углеводов в первом случае составила 65,45%, а во втором – 8,89% от общей биомассы водорослей. Рост водорослей на питательной среде из смеси только куриного помета и воды значительно превышает таковой, на стандартной минеральной питательной среде Кноппа для выращивания микроводорослей. Так, в аналогичных условиях выращивания, численность хлореллы в первом случае (куриный помет и вода) в среднем составила 65 млн. клеток/мл., а во втором – 15 млн. клеток/мл. Сходные данные для хлореллы были получены и при использовании питательной среды из смеси помета перепелок и воды (ИНИП “Байкальская лаборатория” и ИГОО Экологическая группа, 2008г).
В 2008 году, в поселке Большие Коты на побережье Байкала, проведен эксперимент по выращиванию хлореллы в условиях небольших подворий в обычных пластиковых бутылях различной емкости. В течение 25-30 дней бутыли с посевом хлореллы (Chlorella vulgaris, штамм 157) находились непосредственно в естественных погодных условиях, без всякого ухода и присмотра. Примерно через две недели суспензия достигала плотности около 25 млн./мл. В качестве питательных растворов использовались смесь Кноппа, растворы с пометом кур, коров и коней. Наиболее высокие показатели по количеству хлорелл на мл отмечены в среде с пометом кур. Установлено, что пластиковые крышки бутылей (для защиты от пыли и прочих осадков), должны быть просто накинуты или слегка подвинчены, для сохранения воздухообмена, иначе хлорелла может закиснуть и погибнуть.
Оптимизация биотехнологии выращивания хлореллы
Как видно из цифровых данных таблицы, аналогичные изменения претерпевала и активность ACT, однако показатели активности в данном случае повысились и в контрольной группе за 60 суток на 3,9 %. В первой и второй опытной группе показатели активности за 60 суток повысились на 6,11 % и 5,5 %. Активность щелочной фосфатазы, как в опытных, так и контрольных группах, за период эксперимента существенных изменений не претерпевала, однако у крыс второй опытной группы данный показатель имел постоянный характер увеличения: на 30-ый день 0,3 % и на 60-ый день 0,8 % соответственно. Активность амилазы в крови крыс, получавших в составе рациона «Хлорофитовит», в течение эксперимента закономерно повышалась, у крыс первой опытной группы на 30-ые сут. (2,8 %) и на 60-ые сут. (7,4 %) соответственно, против аналогичных показателей у животных второй опытной группы (5,7 и 9,4 %).
Эксперимент проводили на 10 крысах обоего пола, живой массой 140-150 г. За подопытными животными вели ежедневное клиническое наблюдение в течение всего эксперимента. За период исследований определенные изменения претерпевали некоторые интегральные показатели: угнетение, шаткость походки, взъерошенность шерстного покрова, изменение цвета слизистых оболочек, изменчивость аппетита, сонливое состояние, замедленная ответная реакция на болевые рефлексы, слабый мышечный тонус и т.д.
После введения препарата у крыс проявлялся рвотный рефлекс в течение нескольких минут, смешанное дыхание. В результате уменьшения потребления корма и воды, к концу опыта у подопытных крыс незначительно снижалась живая масса. Случаи летального исхода не выявлены. Результаты определения степени кумуляции отражены в таблице 8.
Видимых изменений в органах и тканях у опытных крыс при патологоанатомическом вскрытии не наблюдалось. За опытными животными продолжали наблюдение еще 21 сут. после последней дачи препарата.
Так как в ходе острого опыта не была определена среднесмертельная доза препарата, и не отмечалось гибели животных в результате многократных введений, коэффициент кумуляции (КК Л) определяли по формуле:
В соответствии с данной формулой коэффициент кумуляции составляет 8,3, который по классификации химических веществ по степени кумуляции по Л.И. Медведю [147] определяется как слабовыраженный и свидетельствует о развитии повышенной резистентности к препарату «Хлорофитовит». Препарат «Хлорофитовит» обладает слабовыраженным кумулятивным действием.
Оценку кожно-резорбтивного действия проводили на 8 кроликах, подобранных соблюдая принцип аналогов. Правый бок служил для аппликации экстракта изучаемого препарата, левый бок служил контролем. Аппликации препарата 4-м кроликам однократно на 4 часа, а другим 4-м животным аппликации препарата также на 4 часа, но ежедневно в течение 7 дней. Наносили препарат при помощи шпателя, предварительно приготовив взвесь на основе растительного масла. Аппликацию контрольного участка проводили растительным маслом. Результаты эксперимента регистрировали через 1-16 ч после однократной аппликации и через 1-24 ч - после повторных аппликаций. За подопытными кроликами наблюдали в течение 14 суток.
При однократных и повторных аппликациях препарата
«Хлорофитовит» на выстриженную кожу кроликов и снятие ее показало: отсутствие отечности, пальпация на данном участке кожи была абсолютно безболезненной, характерный цвет кожи и внешнее состояние кожного покрова после экспозиции препарата не отличалась от контрольного в течение всего периода наблюдения. При определении местного действия препарата на слизистую оболочку глаза установлено, что через 5-10 минут после нанесения экстракта препарата, отмечалось незначительное слезотечение, которое исчезало по прошествии 1-2 ч. В дальнейшем каких-либо признаков раздражения слизистой оболочки глаза не отмечалось.
Исследования проводили на 50 самках половозрелых крыс живой массой 260-270 г. Соблюдая принцип аналогов сформировали 2 группы самок по 25 животных (первая служила контролем, а вторая – опытная). По вагинальным мазкам у самок определяли стадию течки и подсаживали к ним самцов, из расчета 2 самки на одного самца. В последующем (через 12-16 час.) исследовали мазок из влагалища и обнаружение в нем спермиев считали началом беременности. После этого животным опытной группы внутрижелудочно, при помощи атравматичного зонда, вводили препарат «Хлорофитовит» из расчета 1/20 от максимально вводимой дозы (20 мг/кг), а самкам контрольной группы, аналогичным образом, вводили растительное масло в таком же объеме, ежедневно с 1 по 19 сут беременности и вели за ними ежедневное наблюдение. На 20-ые сут беременности, умерщвляли 13 самок из каждой группы, для получения эмбрионального материала. При этом установили, что введение препарата в дозе 1/20 максимально вводимой не оказывает существенного влияния на количество желтых тел в яичниках (желтые тела были в одинаковом количестве у опытных и контрольных самок). Цифровые данные таблицы 9 также показывают, что введение «Хлорофитовит» оказывает благоприятное влияние на количество мест имплантации в опытной группе, данный показатель у крыс опытной группы был несколько выше. Количество живых плодов в контрольной и опытной группе составляло 10,45±0,15 и 10,53±0,17 соответственно, а количество мертвых плодов в обеих группах были в одинаковых пределах, что указывает на то, что препарат «Хлорофитовит» не вызывает неблагоприятных изменений в органах у животных.
Размер плодов как в контрольной, так и в опытной группе, были примерно одинаковыми. Выживаемость плодов и масса плода крыс в опытной группе была выше на 0,11% и 0,87% соответственно, чем у самок в контрольной группе.
Оценка кумулятивных свойств «Хлорофитовит» на крысах
Количество лимфоцитов у кроликов первой и второй опытных групп в конце эксперимента было выше, по сравнению с контролем на 1,2 % и 3,2 % соответственно, по сравнению с таковыми у животных контрольной группы. Количество сегментоядерных нейтрофилов увеличилось в первой и второй группе за весь период эксперимента на 7,9% и 9,1 % по отношению к контрольной группе, что свидетельствует о возможной фагоцитарной активности. Следовательно, включение в состав рациона, в течение 60 дней, кормовой добавки «Хлорофитовит» оказывало благоприятное влияние на гематологические показатели крови опытных кроликов.
О положительном влиянии «Хлорофитовит» на углеводный обмен свидетельствовали количественные показатели сахара в крови подопытных кроликов. В период эксперимента содержание сахара в крови у кроликов первой опытной группы повысилось на 17,7 %, а у животных второй опытной группы на 21,15%, против аналогичных показателей крови контрольных кроликов (4,7%).
Результаты исследований некоторых биохимических параметров крови отражены в таблице 26. Как видно из данных таблицы содержание общего белка в крови у подопытных кроликов, за период эксперимента в первой группе достоверно повышалось на 6,8 %, а второй – на 8 %.
У кроликов контрольной группы концентрация общего белка за данный период увеличилась, всего на 3,7 %.
«Хлорофитовит» оказал положительное влияние и на минеральный обмен, на что указывало на достоверное повышение в крови некоторых микроэлементов. При этом установлено, что за 60 дней эксперимента содержание цинка, меди и кобальта в крови у кроликов первой опытной группы повысилось на 13,3 %; 8,1 % и 2,05 % соответственно, против аналогичных показателей крови кроликов второй опытной группы цинк – 16,6 %; медь – 8,5 % и кобальт - 3,1 %, что было значительно выше чем у животных первой опытной группы. Все эти показатели оставались в пределах физиологической нормы. У контрольных кроликов изменения в содержании цинка, меди и кобальта за период эксперимента были не существенными.
Иммунобиологические исследования крови подопытных кроликов показали, что «Хлорофитовит» оказывает благоприятное влияние на факторы защиты организма, на что указывала разница в характерных показателях иммунитета опытных животных, которые достоверно превышали контрольные величины (таблица 27). В частности, число В-лимфоцитов в сыворотке крови подопытных кроликов в первой, второй и контрольной соответственно в начале эксперимента были 14,6±0,71; 14,7±0,28 и 15,1±0,53. Затем у опытных животных (первая и вторая) достоверно повысилось на 60-й день эксперимента соответственно на 20,2% и 28,3 %, не выходя за нормативные параметры.
Аналогичные изменения наблюдались и в количестве Т-лимфоцитов. На 30-й день опыта содержание Т-лимфоцитов в крови опытных кроликов (первая и вторая) по сравнению с фоновыми показателями увеличилось на 4,42 % и 4,02 % соответственно. Увеличение количества Т-лимфоцитов в крови опытных кроликов продолжалось и последующие 30 дней и составило 66,6% и 67,9% соответственно, что было выше на 5,8 % и 8,7 %. У контрольных кроликов увеличение количества В- и Т – лимфоцитов за период эксперимента было соответственно 1,9% и 0,48 %. Следовательно, применение «Хлорофитовит» в составе рациона из расчета 1 и 2% стимулирует увеличение относительного числа Т- и В- лимфоцитов, при этом наиболее выраженный рост показателей установлен у кроликов второй опытной группы, которым данное средство задавали в дозе 2%
Достоверные изменения у опытных кроликов за период эксперимента наблюдались и в показателях неспецифической (естественной) защиты организма. Исследованиями установлено, что активность лизоцима сыворотки крови опытных кроликов (первая и вторая) за 30 дней эксперимента, по сравнению с фоновыми, возросла соответственно на 24,5% и 25,8%. В конце эксперимента через 60 дней лизоцимная активность сыворотки крови кроликов первой опытной группы составила 13,6±0,91, а у животных второй опытной группы 14,7±0,54, что достоверно (p 0,05) превышало фоновые показатели (таблица 28). Бактерицидная активность сыворотки крови опытных кроликов за период эксперимента также увеличивается. У кроликов первой опытной группы данный показатель за 30 дней опыта возрос на 8,7 %, а в конце исследований на 15,8 %, а у кроликов второй опытной группы соответственно на 14,4 % и 21,1 %.
Показатели фагоцитарного индекса, фагоцитарной активности и фагоцитарного числа нейтрофилов крови подопытных кроликов в начале эксперимента не отличались между собой и находились в одинаковых пределах (таблица 29). Через 30 дней опыта фагоцитарная активность у кроликов первой опытной группы возросла на 4,5%; у животных второй опытной группы на – 4,9 %, против контрольных кроликов, у которых данный показатель даже снизился на 0,8%. В последующем, фагоцитарная активность продолжала расти, и на 60 день опыта у кроликов первой опытной группы данный показатель составил 64,9±0,4, что выше фоновых показателей на 9,5 %, а у животных второй опытной группы 65,4±0,71, что выше на 10,2%.
Фагоцитарный индекс и фагоцитарное число нейтрофилов в период эксперимента у кроликов опытных групп также претерпевали аналогичные изменения. Так, эти показатели по сравнению с фоновыми в первой и второй группах на 60-ые сутки эксперимента возрастали соответственно на 5,14 %; 7,8 % ; 4,49 %; 4,8 %. У контрольных кроликов все изменения, касающиеся фагоцитарной активности, фагоцитарного индекса и фагоцитарного числа сыворотки крови, за весь период эксперимента были не существенными.
Влияние «Хлорофитовит на гематологические, некоторые биохимические, иммунологические показатели кур-несушек
У цыплят опытных групп количество лейкоцитов в крови также были выше по сравнению с таковыми фоновых показателей и контрольных животных, но эти изменения были недостоверными.
Морфологические исследования крови подопытных цыплят показали, что отличия в отношении базофилов, эозинофилов юных и палочкоядерных нейтрофилов и моноцитов были недостоверными. А вот количество лимфоцитов, у цыплят опытных групп было выше по сравнению с контролем.
Следовательно, включение в состав рациона в течение 42 дней «Хлорофитовит» оказывало благоприятное влияние на морфологический состав крови.
О благоприятном влиянии на состояние организма «Хлорофитовит», свидетельствовали и некоторые биохимические параметры.
В частности, содержание общего белка в крови у подопытных цыплят, который находился в начале эксперимента на нижних пределах физиологической нормы, в период эксперимента достоверно повысился на 3,6 % в первой опытной группе и 5,1 % во второй.
У опытных цыплят за период эксперимента в крови достоверно увеличилось содержание каротина на 14 и 25 % в первой и во второй опытной группе соответственно, что указывало на положительное влияние «Хлорофитовит» на обмен витамина А. О положительном влиянии «Хлорофитовит» на минеральный обмен свидетельствует достоверное повышение за период эксперимента в крови опытных цыплят содержание на 15,7 % в первой и 16 % во второй группах -кальция, и на 21,3 % и 21,8 % в первой и второй группах фосфора.
Положительным моментом влияние «Хлорофитовит» на организм опытных цыплят является то, что данная биодобавка не оказывает повреждающее влияние на состояние печени, о чем свидетельствуют результаты исследований в крови АСТ., АЛТ., общего и прямого билирубина, которые как известно меняется при нарушении функции данного органа.
Результаты, полученные при определении прироста живой массы опытных и контрольных цыплят, отражены в таблице 22. Из анализа цифровых данных таблицы следует, что в первой опытной группе средняя живая масса цыплят к 42-м суткам эксперимента достигла 1699,0±6,83 г, что ниже по сравнению с таковыми цыплят второй опытной группы (1728,0±11,2) на 28,0 г. и по отношению к контрольной группе (1416±9,71) на 312,0 г.
За период опытов среднесуточный прирост у первой и второй группы цыплят составляет 32,8 г и 33, 5 г, в контроле – 26,1 г.
Таким образом, проведенными исследованиями установлено положительное влияние «Хлорофитовит» на гематологические. морфологические и некоторые биохимические показатели крови, что свидетельствует об активизации процессов гемапоэза и обмена веществ в организме опытных цыплят и способствует повышению энергии роста. При этом, более предпочтительным является включение данной кормовой добавки в дозе 2 % от массы корма.
В птицеводстве, наряду с интенсивностью прироста живой массы цыплят определенное значение имеет качество получаемой продукции. В связи с этим мы проводили исследования по оценке качества мяса на фоне применения «Хлорофитовит».
Предубойный осмотр состояния подопытных цыплят показал, что все клинические параметры опытных цыплят соответствовали физиологической норме. Ветеринарно-санитарная экспертиза тушек цыплят (по 3 тушки с каждой подопытной группы) показала, что все тушки цыплят в опытных группах по показателям упитанности соответствовали первой категории (ГОСТ – 25 391-82): округлую форму груди; хорошо развитые мышцы; отложение подкожного жира в области нижней части живота и т.д. Охлажденные в течении 24 часов после убоя тушки цыплят имели сухую корочку беловато-желтого цвета с розовым оттенком. Ветеринарно-санитарная экспертиза качества мяса показала, что внешний вид тушек и клюва глянцевый, слизистые оболочки ротовой полости влажные, блестящие и бледно-розового цвета. Глазное яблоко влажное, выпуклой формы, роговица блестящая. Поверхность кожи без изменений, желто-серого цвета с красным оттенком. Жировая ткань бледно-желтого цвета. Мышцы при разрезе слегка влажные, прозрачные без слизи, бледно-розового цвета. По консистенции плотные, упругие и при надавливании пальцем образуется ямка, которая быстро выравнивается. Запах мяса характерный для мяса птицы. Бульон после проварки ароматный и прозрачный. Грудные мышцы – бело-розового цвета, бедренные – красноватого цвета, запах с поверхности и в глубине разреза специфический, характерный для свежего мяса. Жир – бледно-желтого цвета, эластичный, без посторонних запахов.
Ветеринарно-санитарный осмотр некоторых внутренних органов показал, что сердце и легкие характерной морфологической формы (сердца конусовидной формы; легкие – вытянутой формы светло-розового цвета). Легочная ткань эластична, воздушные легочные мешки серовато-красного цвета, прозрачные, в сосудах стенок мешков небольшое количество крови. Селезенка всех подопытных групп цыплят имеет характерную для данного органа форму, края острые красновато-коричневого цвета, плотной консистенции. На разрезе стромы и трабекулы выражены, соскоб не значительный. Почки – темно-коричневого цвета, мягкой консистенции, четко выражены границы между мозговым и корковым слоем. Железистый отдел желудка коричневого цвета, в виде короткой толстостенной трубки. Мышечный отдел желудка светло-коричневого цвета с зеленоватым оттенком, имеет диско образную форму, сдавленную с боков, под ним располагается плотная слизистая оболочка бледно-серого цвета. При осмотре печени у цыплят контрольной группы установлены некоторые характерные признаки жировой дистрофии (острые края, мягкая консистенция, бледно-желтый цвет), в отличие от печени опытных групп, у которых печень упругой консистенции, темно-бурого цвета.
Бактериоскопией в мазке мышечной ткани грамположительные и грамотрицательные микроорганизмы не обнаружены. При определении водородного показателя потенциометрией, при помощи стеклянных электродов установили рН мышц, контрольной группы 4,16 против 4,24 у цыплят опытных групп. Для потенциометрии готовили вытяжку из тканей. Для приготовления вытяжки 1:10 брали 10 г чистой мышечной ткани, помещали в ступку, при этом мелко измельчив ножницами, затем растирали ступкой, добавляя немного дистиллированной воды из общего количества. Мясную кашицу перелили в колбу, ступку промыли оставшимся количеством воды, слили в ту же колбу, закрыли пробкой. Мясо с водой взболтали 3 минуты, на 2 мин. оставили, 2 минуты взбалтывали вновь.
При изучении вкусовых качеств путем проварки определяли: аромат, вкус, прозрачность бульона, крепость бульона и оценивали по 5-ти бальной шкале в соответствии с методикой ВНИТИП (1994).
Как показали анализы, мясо птицы всех подопытных групп имели хорошие вкусовые качества. Однако наличие жировой дистрофии печени контрольной группы кур свидетельствует о недостаточной сбалансированности рациона, что в определенной степени повлияло на качество мяса, на что указывала оценка мяса цыплят контрольной группы по вкусовым качествам на 4,4 балла, по сравнению цыплятами 1-ой опытной группы (4,7 баллов) и цыплятами второй опытной группы (4,5 балла).