Содержание к диссертации
Введение
1. Обзор литературы 10
1.1. Оксиданты 11
1.1.2. Активные формы кислорода и эндогенные источники их образования 12
1.1.3. Активные формы азота и эндогенные источники их образования 18
1.1.4. Оксиданты и экзогенные источники их образования 21
1.2. Антиоксиданты 23
1.2.1. Ферментные антиоксиданты 24
1.2.2. Неферментные антиоксиданты 27
1.3. Прооксиданты 29
1.4. Окислительный стресс 32
1.4.1. Повреждение ДНК 32
1.4.2. Повреждение белков 34
1.4.3. Повреждение липидов 35
1.5. Маркеры окислительного стресса 36
1.6. Антиоксидантны для ветеринарного применения в РФ 42
1.6.1. Патофизиологическое обоснование применения антиоксидантов для профилактики стрессов в животноводстве 42
1.6.2. Применение антиоксидантов для профилактики промышленного стресса и повышения иммунного ответа 45
1.6.3. Применение антиоксидантов для профилактики промышленного стресса и повышения продуктивности 48
1.6.4. Применение антиоксидантов для фармакокоррекции различных заболеваний 50
2. Материалы и методы 53
2.2. Материалы исследования 55
2.3. Методы исследования 56
2.3.1. Фармако-токсикологические исследования 56
2.3.2. Лабораторные исследования 65
2.3.3. Статистический анализ данных 66
3. Результаты собственных исследований и их обсуждение 68
3.1. Токсикологическая характеристика Эмидонола 68
3.1.1. Острая токсичность 68
3.1.2. Кумулятивные свойства 70
3.1.3. Местно-раздражающее действие 76
3.1.4. Влияние на процессы перекисного окисления липидов 77
3.1.5. Генотоксические свойства 79
3.2. Фармакологические свойства Эмидонола 85
3.2.1. Влияние на организм поросят при отъеме 85
3.2.2. Влияние на организм поросят при вакцинации 90
3.3. Экономическая эффективность применения Эмидонола 92
4. Выводы 93
5. Список сокращений 95
6. Список литературы 97
7. Приложения 117
- Маркеры окислительного стресса
- Фармако-токсикологические исследования
- Кумулятивные свойства
- Влияние на организм поросят при отъеме
Маркеры окислительного стресса
Процессы перекисного окисления протекают как при нормальных физиологических процессах, так и при патологических, участвуя в патогенезе многочисленных заболеваний. В результате образуются относительно стабильные промежуточные и конечные продукты окисления, которые возможно обнаружить, идентифицировать и использовать в качестве биомаркеров. Для этой цели исследуют продукты окисления липидов, белков и нуклеиновых кислот. Наиболее доступным методом является определение продуктов окисления полиненасыщенных жирных кислот, входящих в состав мембран клеток [213].
Схематично процесс образования продуктов перекисного окисления липидов можно представить следующим образом. Первым этапом является образование свободного радикала, АФК или АФА в результате одноэлектронного окисления (отрыва электрона или атома водорода). Наиболее уязвимыми являются ПНЖК, содержащие изолированные двойные связи (ИДС), расположенные через CH2-группу и имеющие связь вида –С=С–С–С=С–. Под действием образовавшегося реактивного продукта в липиде происходит отщепление атома водорода от углерода, находящегося в -положении по отношению к двойной связи. Появление неспаренной валентности приводит к перегруппировке системы двойных связей и образованию молекулы с двумя сопряженными связями – диенового конъюгата (ДК), имеющего связи вида – С=С–С=С–. Возможно также образование соединений с тремя сопряженными двойными связями – триеновых конъюгатов (ТК) [11]. Последующее присоединение кислорода к С-атому с неспаренным электроном приводит к образованию пероксильного радикала (LOO). Этот радикал, в зависимости от состава субстрата и наличия доноров водорода, способен либо окислять фосфолипиды с образованием гидроперекисей (LOOH) и радикалов липидов (L), либо вступать в реакции с антиоксидантами с последующим обрывом цепной реакции пероксидации [53] (Рисунок 22). Так как ДК, ТК и гидроперекиси образуются на начальной стадии липопероксидации (на стадии образования СР), а другие продукты окисления накапливаются позже, то их считают первичными и вторичными продуктами ПОЛ. Одним из методов обнаружения этих продуктов ПОЛ является спектрофотометрия. Они обладают поглощением в ультрафиолетовой области спектра от 230 нм до 300 нм. Недостатком метода является то, что полученные значения могут варьироваться в зависимости от присутствия посторонних сопряженных диенов и жирных кислот [11,31,23].
Первичные продукты ПОЛ относительно нестойкие и при последующих реакциях окисления и распада разрушаются с образованием спиртов, альдегидов, диальдегидов, кетонов, которые относятся к вторичным и конечным продуктам ПОЛ. Эти соединения различаются по стабильности, токсичности и реакционной способности, поэтому их образование в биологических мембранах оказывает большое значение на изменение или нарушение нормального функционирования мембран клеток [118]. К распространенным вторичным биомаркерам пероксидации липидов относят малоновый диальдегид, являющийся продуктом метаболизма полиненасыщенных жирных кислот. Распространенным способом определения МДА является его взаимодействие с тиобарбитуровой кислотой (ТБК) при высокой температуре (90-100С). В результате образуется окрашенный комплекс, который определяется спектрофотометрическим методом при = 532 нм [23,59]. Недостатком метода является низкая селективность. Во-первых, МДА является не единственным ТБК-активным продуктом, а во-вторых, образование ТБК-активных продуктов происходит не только в процессе ПОЛ, а также в процессе других метаболических реакций [11].
К конечным биомаркерам ПОЛ относят основания Шиффа, образующиеся при взаимодействии продуктов ПОЛ (альдегидов, кетонов) с биомолекулами, содержащими аминогруппу. Эти продукты также определяют спектрофотометрическим методом при длине волны 400 нм [23,42].
Фармако-токсикологические исследования
Изучение токсикологических свойств препарата проводили с целью определения и оценки выраженности токсических эффектов, возникающих при взаимодействии препарата с организмом лабораторных животных. Определение токсикологических параметров проводили согласно «Руководству по проведению доклинических исследований лекарственных средств» под редакцией А.Н.
Миронова, рекомендованного ФГБУ «НЦЭСМП» Министерства здравоохранения России (2012), «Руководству по экспериментальному (доклиническому) изучению новых фармакологических веществ» под редакцией Р.У. Хабриева (2005), «Научно-методологическим аспектам исследования токсических свойств фармакологических лекарственных средств для животных» (А.М. Смирнов, В.И. Дорожкин, 2008) [59,60,76].
а) Для определения переносимых, токсических и летальных доз (ЛД) препарата и причин наступления гибели животного проводили изучение его острой токсичности [129]. Согласно литературным данным пероральная форма препарата при внутрижелудочном введении белым крысам не вызывает их гибели, максимально переносимой дозой считают 10,5 г/кг. По классификации ГОСТ 12.1.007-76 препарат относится к 4 классу опасности, к малоопасным соединениям [25]. Мы проводили изучение параметров острой токсичности инъекционной формы препарата при однократном внутрибрюшинном введении по общепризнанным методикам [59,60,76].
Было сформировано по принципу групп-аналогов по полу, возрасту, средней живой массе и фенотипическим признакам 10 экспериментальных и одна контрольная группы, по 6 особей в каждой. Исследуемый препарат вводили однократно внутрибрюшинно в дозах 5, 10, 15, 20, 25, 30, 35, 40, 45, 50 мг на животное, мышам контрольной группы вводили воду для инъекций. Наблюдения вели в течение 14 суток с момента введения препарата, причем в первый день введения животные находились под непрерывным наблюдением. На протяжении эксперимента оценивали клиническое состояние животных, поведение, поедаемость корма, время возникновения и клиническую картину токсикоза, сроки гибели животных и макроанатомические изменения внутренних органов.
На основании данных, полученных после применения разных доз препарата, определяли дозы, вызывающие 16%, 50% и 84% гибели экспериментальных животных: ЛД16, ЛД50 и ЛД84 соответственно. Класс опасности препарата определяли согласно классификации токсичности веществ при введении под кожу и в брюшную полость животного по К.К Сидорову [30].
б) Определение кумулятивных свойств методом субхронической токсичности проводили по методике Лима с соавторами (Lim R.K. et al, 1961) [59,60,176]. Этот метод позволяет изучать основные токсические действия препарата и органы-мишени при многократном введении, а также изучать адаптивные свойства организма к исследуемому веществу [123,134]. Было сформировано по принципу групп-аналогов по полу, возрасту, средней живой массе и фенотипическим признакам 2 группы по 10 животных: экспериментальная и контрольная. В первые 4 дня вводили дозу, равную 0,1 части от установленной ЛД50. Каждые последующие 4 дня дозу увеличивали в 1,5 раза. Препарат вводили внутрибрюшинно в течение 28 дней. Суммарная доза препарата составила 12,8 ЛД50 (Таблица 3).
На протяжении исследования оценивали общее состояние животных: внешний вид и поведение, состояние шерстного покрова и видимых слизистых оболочек, отношение к корму и воде, подвижность, ритм и частоту дыхания. Динамику живой массы отслеживали ежедневным взвешиванием лабораторных животных. Проводили анализ показателей периферической крови на 1, 14 и 28 дни исследования. Также учитывали время возникновения и характер интоксикации, е тяжесть, сроки гибели животных, патоморфологические изменения внутренних органов всех подопытных животных, в том числе павших.
Интегральный показатель – смертность животных. Коэффициент кумуляции вычисляли как отношение средней смертельной дозы при многократном введении к средней смертельной дозе при однократном введении (Рисунок 23) [59,76]. Класс опасности препарата по коэффициенту кумуляции определяли согласно классификации Ю.С. Кагана [49,65].
в) Изучение и оценку местно-раздражающего действия препарата проводили методом конъюнктивальной пробы [59,76]. Этот метод позволяет изучить способность препарата вызывать при введении в организм состояние повышенной чувствительности и изучить возможные аллергические осложнения.
Было сформировано по принципу групп-аналогов по возрасту, средней живой массе и фенотипическим признакам 4 экспериментальных группы, по 5 особей в каждой: 2 группы мышей и 2 группы крыс, самцы и самки содержались отдельно. Для постановки пробы 1 каплю препарата ( 2,5 мг) вводили в конъюнктивальный мешок правого глаза, в конъюнктивальный мешок левого глаза (контрольный) вводили 1 каплю воды для инъекций. Оценку проводили через 15 минут, 1, 2, 3, 4 часа с момента введения препарата и раз в сутки в течение 14 дней. Отслеживали визуально появление и выраженность гиперемии, инъекцию сосудов конъюнктивы, состояние век и наличие лакримации, а также общее состояние животных: поведение, потребление корма и воды.
г) Изучение воздействия препарата на процессы перекисного окисления липидов проводили методом субхронической токсичности в соответствии с общепринятыми методиками [59,60,76]. Мы изучали способность активации и/или ингибирования естественных процессов перекисного окисления липидов при его многократном применении в течение 14 и 35 дней в терапевтическом диапазоне доз. Было сформировано по принципу групп-аналогов по полу, возрасту, средней живой массе и фенотипическим признакам 6 группы по 6 мышей в каждой: 4 экспериментальных и 2 контрольных. Животные экспериментальных групп получали препарат в минимальной дозе 1/104 ЛД50 и максимальной дозе 1/10 ЛД50 , рассчитанной исходя из данных по острой токсичности. Животные контрольных групп получали воду для инъекций в эквивалентном объеме. Курс введения препарат для животных разных групп составил 14 и 35 дней (Таблица 4).
На протяжении исследования учитывали общее состояние мышей: поведение, состояние шерстного покрова и видимых слизистых оболочек, потребление корма и воды, ритм и частоту дыхания. Всех подопытных животных подвергали патологоанатомическому исследованию. Забор биологического материала и оценку макроанатомических изменений внутренних органов для животных 1-3 и 4-6 групп проводили по окончании 14 и 35 дней исследования соответственно.
Интенсивность естественных процессов окисления ПНЖК определяли по содержанию субстратов для процессов ПОЛ и по продуктам их окисления в крови. Определяли ИДС, а также первичные, вторичные и конечные продукты перекисного окисления липидов – ДК, ТК, оксодиеновые конъюгаты (ОДК), ОШ. Определение проводили спектрофотометрическим методом на основании абсорбции липидным экстрактом монохроматического светового потока в ультрафиолетовой области спектра. Для определения содержания исследуемых продуктов проводили измерение оптической плотности в интервале длин волн от 220 нм до 400 нм: для ИДС = 220 нм, ДК = 232 нм, ТК = 268 нм, ОДК = 278 нм, ОШ = 400 нм. Полученные результаты представлены в единицах оптической плотности на 1 мл крови [11,23,31].
д) Регистрацию повреждений ДНК клеток и оценку генотоксического действия препарата проводили на соматических клетках внутренних органов мышей щелочным вариантом метода ДНК-комет [43,59]. Принцип метода заключается в регистрации различной подвижности в постоянном электрическом поле поврежденной ДНК и/или фрагментов ДНК индивидуальных лизированных клеток, заключенных в агарозный гель. При этом ДНК мигрирует к аноду, формируя электрофоретический след, визуально напоминающий «хвост кометы», параметры которого зависят от степени поврежденности ДНК.
Алгоритм метода включает получение микропрепаратов клеток, лизис, щелочную денатурацию, электрофорез, нейтрализацию/фиксацию, окрашивание, микроскопический анализ и измерение повреждений [59,90]. Для всех микропрепаратов случайным образом отбирали не менее 100 изолированных ДНК-комет, без наложений хвостов. Количественно степень повреждения ДНК выражается в виде процентного содержания ДНК в «хвосте кометы». Статистически значимое увеличение доли ДНК в «хвосте комет» клеток внутренних органов животных экспериментальной группы по сравнению с контрольной указывает на генотоксическое действие препарата. В качестве показателя генотоксического действия использовали индекс ДНК-комет (ИДК), определяемый по формуле (Рисунок 24)
Кумулятивные свойства
Первоначальная доза введения составила 203 мг/кг, которая была установлена на основании полученных результатов исследования острой токсичности. Препарат вводили в течение 28 дней, с увеличением дозы в 1,5 раза каждые четыре дня (Таблица 7). По окончании эксперимента суммарная доза введения составила 25834,34 мг/кг.
а) Введение препарата в течение первых 20 дней не влияло на состояние мышей – все были активными и клинически здоровыми: параметры визуального осмотра, поедаемость корма и потребление воды не отличались от контрольной группы.
На 21 день исследования доза была повышена до 0,75 ЛД50, что составило 1523 мг/кг. В течение последующих суток у одного животного наблюдалось угнетенное состояние. Животное забилось в угол клетки, отказывалось от корма и воды, не реагировало на тактильные раздражители. При визуальном осмотре этого животного отмечено, что видимые слизистые ротовой полости и языка бледно-розовые с синюшным оттенком. Капилляры ушной раковины гиперемированы. Кожно-волосяной покров и костно-мышечный аппарат в целостности. Естественные отверстия чистые. Частота и ритм сердечных сокращений ровный, в пределах физиологической нормы. Дыхание глубокое и учащенное. Отмечен парез тазовых конечностей. В течение суток животные пало. Остальные животные были активными, клинически здоровыми.
После повышения дозы до 2275 мг/кг на 25 день исследования в течение 30-40 минут у четырех особей появились следующие признаки интоксикации: повышение рефлекторной возбудимости и двигательной активности, учащенное глубокое дыхание. Через 2 – 3 часа после введения препарата возбужденное состояние сменилось на угнетенное: они забились в угол клетки, отказывались от корма и не реагировали на тактильные раздражители. У остальных животных было отмечено снижение активности и учащение дыхания без других признаков интоксикации. В течение последующих суток наблюдалась гибель четырех животных, находившихся в глубоком угнетенном состоянии; состояние остальных животных стабилизировалось и соответствовало физиологической норме.
На основании данных гибели определили полулетальную дозу препарата при многократном введении. В результате ЛД50(n) с верхней и нижней 95% доверительными границами составила 9044,3 (3384,9 – 14704) мг/кг. Коэффициент кумуляции составил 4,3, что показывает развитие адаптации организма к препарату. Согласно классификации Ю.С. Кагана это позволяет отнести препарат к 3 классу опасности, к веществам, обладающим умеренно кумулятивными свойствами.
б) Ежедневно проводили оценку живой массы мышей. Вес животных, получавших препарат, равномерно увеличивался на протяжении всего срока исследования как в контрольной, так и в экспериментальной группах. Половых различий не наблюдалось. Результаты измерения массы тела экспериментальных мышей не показали статистически значимой корреляции с контрольной группой (Таблица 8).
в) При анализе гематологических показателей крови установлено, что на протяжении всего периода исследования данные от мышей экспериментальной группы не имели статистически достоверной корреляции с контрольной группой (Таблица 9). Таким образом, Эмидонол не оказывал значительного влияния на функциональные показатели крови лабораторных животных.
г) При патологоанатомическом исследовании павших мышей выявлены признаки застойной гиперемии печени, почек и легких. Так, естественные отверстия были чистыми. Видимые слизистые ротовой полости и языка синюшного цвета. Хвост розового цвета с синюшным оттенком. Капилляры ушной раковины инъецированы. Кожно-волосяной покров и костно-мышечный аппарат в целостности.
Подкожная клетчатка серо-белого цвета, с тонким слоем подкожного жира. Место инъекции с незначительными признаками гиперемии, патологических изменений в месте инъекции не обнаружено. Серозные покровы грудной и брюшной полостей темно-красного цвета, гладкие, блестящие.
Сердце красно-коричневого цвета с гладким, блестящим эпикардом. Миокард упругий, на разрезе красно-коричневого цвета. Коронарные артерии без видимых патологических изменений. Полости не увеличены, желудочки не утолщены.
Трахея проходима, слизистая оболочка бледно-розового цвета.
Анатомическое строение лгких правильное, правое легкое имеет четыре доли, немного большего размера, чем левое легкое, представленное одной долей. Правое легкое темно-вишневого цвета, с поверхности ровное и стекловидное, упругое на ощупь, мало воздушное; паренхима блестящая, по консистенции напоминает селезенку; при надавливании из бронхов вытекает прозрачная кровянистая жидкость. Левое легкое розового цвета, с поверхности ровное и стекловидное, умеренно воздушное; паренхима блестящая с мелко зернистой структурой; из бронхов при надавливании ничего не выдавливается.
Печень темно-коричневого цвета, анатомически нормального строения, немного увеличена, края закруглены, с поверхности гладкая, стекловидная. Паренхима плотная, однородная, на разрезе мелкозернистая. Поверхность разреза сочная, незначительно кровит.
Поджелудочная железа без видимых изменений, в виде тонкого пояска бледно-розового цвета, расположена в брыжейке.
Селезенка красно-вишневого цвета, в виде длинного треугольного язычка, нормального физиологического размера, с поверхности гладкая; паренхима упругая, на разрезе поверхность сухая, мелкозернистая, однородная, соскоб отсутствует. Пищевод проходим, слизистая без видимых патологических изменений. Желудок в виде утолщенной кишки, пустой. Слизистая розово-телесного цвета. Тонкий отдел кишечника со слизистой серо-белого цвета, умеренной толщины. В просвете мелкоизмельченное, кашицеобразное содержимое. В толстом отделе кишечника мелкоизмельченное, умеренно влажное замазкообразное содержимое. Прямая кишка со слизистой умеренной толщины, кал полусформированный.
Почки вишнево-коричневого цвета с лиловым оттенком, бобовидной формы, с поверхности стекловидные; при разрезе выскакивают из капсулы; на разрезе немного кровит, паренхима упругая со слегка видимыми почечными структурами. Мочевой пузырь пустой, слизистая серо-белого цвета, гладкая, блестящая.
Гениталии без видимых патологических изменений.
Головной мозг по консистенции умеренно мягкий, на разрезе светло-серого цвета. Полушария переднего мозга гладкие, обонятельные доли большие, хорошо развиты.
Были также проведены патологоанатомические вскрытия животных из контрольной группы. При макроскопическом исследовании внутренних органов не было выявлено каких-либо макроанатомических изменений.
На основании полученных данных установлено, что применение Эмидонола в течение 28 дней не оказывает негативного влияния на общеклинические параметры крови и основные физиологические функции организма, не вызывает патологических макроанатомических изменений внутренних органов, а также не сопровождается местно-раздражающим действием в месте введения. Отмечено отсутствие межполовых различий в воздействии Эмидонола на лабораторных животных. Проведенные исследования свидетельствуют о хорошей переносимости и безвредности препарата и об отсутствии противопоказаний для дальнейших исследований.
Влияние на организм поросят при отъеме
Результаты измерения массы поросят на 8-й день исследования не показали статистически значимой корреляции контрольной группы и экспериментальной. Однако на 18-й день исследования результаты показывают, что применение Эмидонола привело к повышению прироста массы тела животных: средняя масса поросят из экспериментальной группы на 1,6% больше по сравнению с контрольной группой (p 0,02) (Таблица 15). Средний привес за 18 дней в экспериментальной группе составил 6,0 кг/голову, в контрольной группе – 5,8 кг/голову.
В течение всего периода исследования в контрольной группе, не получавшей препарат, выбраковали трех поросят «заморышей», отстававших в развитии и не соответствовавших требованиям, предъявляемым к поросятам на доращивании. Применение в экспериментальной группе Эмидонола оказало существенное влияние на адаптацию животных к стрессорам, и в результате все поросята соответствовали требованиям, обеспечивающим доращивание. Таким образом, выбраковка поросят в контрольной группе составила 9%.
В результате исследований показателей крови установлено, что в период отъема, перегруппировки и смены рациона животных произошли физиологические изменения организма. Биохимический анализ сыворотки крови до эксперимента показал у поросят пониженное среднее количество общего белка и мочевины относительно нижней границы физиологической нормы на 11% и 20% соответственно. Это могло быть связано с нарушением процессов переваривания или всасывания белков [12]. Средний уровень альбуминов до эксперимента у всех исследуемых поросят превышал показатель верхней границы нормы на 46%. В связи с этим, альбумин-глобулиновый (А/Г) коэффициент превышал верхнее значение физиологической нормы для вида на 30%. Это могло указывать на снижение резистентности поросят в изменившихся условиях содержания. У поросят всех групп установлена повышенная активность аминотрансфераз и альфа-амилазы, что соответствует физиологическим параметрам для данной возрастной категории. Это связано с усиленным метаболизмом, происходящим в период интенсивного роста мышечной массы и развития молодняка. Показано, что высокая активность аминотрансфераз наблюдается у поросят и уменьшается до физиологических норм у взрослых животных [22,69].
При применении Эмидонола негативного действия на биохимические показатели сыворотки крови поросят-отъемышей не обнаружено (Таблица 16).
Средний уровень показателей животных из экспериментальной группы находился в пределах референтных значений, характерных для физиологической нормы данного вида животных и не имел значительной корреляции с контрольной группой. Однако на 8-й день исследования было отмечено незначительное изменение содержания общего белка. Так, у животных экспериментальной группы были выявлены более широкие границы изменчивости параметра, что может указывать на положительную тенденцию к его повышению, что связано с нормализацией процессов переваривания и всасывания белков. Также у всех исследуемых поросят отмечено перераспределение белковых фракций. Снижение альбумин-глобулинового коэффициента до серединных значений физиологической нормы может быть связано с переходом стресс-реакции организма в стадию оптимальной адаптации. Также наблюдалось снижение уровня креатинина в пределах нормальных референтных значений у животных, как из контрольной, так и из экспериментальной групп.
Изменившиеся условия содержания поросят повлияли также на гематологические показатели крови, вызвав морфологические сдвиги (Таблица 17). У поросят перед началом исследования выявлено пониженное содержание среднего объема эритроцитов (MCV) и показателя общего объема эритроцитов (гематокрита). Эти параметры были меньше нижней границы нормы на 5% и 2% соответственно. Также на фоне анизоцитоза у всех исследуемых поросят наблюдалось снижение уровня гемоглобина в крови на 11% и среднего содержания гемоглобина в эритроците (MCH) на 21%. В дополнении, при исследовании крови всех исследуемых животных обнаружена эозинопения, а при микроскопии мазков – микроцитоз, что в совокупности с вышеописанными результатами позволяло диагностировать наличие анемии и стрессового состояния животных [130]. Согласно литературным данным, отъем поросят до 30 ти дневного возраста является достаточно сильным воздействием на организм животного и сопровождается возникновением стрессового состояния, которое в среднем длится до четырех дней. При этом снижается содержание эозинофилов и лимфоцитов при некотором увеличении количества нейтрофилов. У стрессированных животных иногда наблюдается полное исчезновение эозинофилов в периферической крови. Однако лишь сильные стрессоры приводят к эозинопении, лимфопении и нейтрофилезу, а более слабые – к некоторой эозинопении и нечетким изменениям содержания лимфоцитов и нейтрофилов [70].
После курса применения Эмидонола негативного действия на гематологические показатели крови поросят-отъемышей не обнаружено. У животных, получавших препарат, отмечено снижение содержания микроцитов в мазке крови, повышение среднего содержания эозинофилов с нулевого значения.
Также средние значения гемоглобина и гематокрита имели тенденцию к повышению на 18% и 17% соответственно, в сравнении с показателями, полученными до исследования (p 0,5), и стали соответствовать нижним уровням референтных значений. В контрольной группе эти показатели не изменились. В результате на 8-й день исследования в экспериментальной группе уровень гемоглобина увеличился на 12% (p 0,1), уровень гематокрита – на 10% (p 0,1) в сравнении с контрольной группой. Средние значения MCH и MCV в экспериментальной группе также имели тенденцию к повышению до нижней границы физиологической нормы на 11% (p 0,7), в сравнении с показателями, полученными до исследования. В контрольной группе эти показатели не изменились. В результате, по окончании исследования, в экспериментальной группе MCH и MCV стали незначительно больше на 9% (p 0,4), чем в контрольной группе.
Согласно литературным данным, при железодефицитной анемии, а также при е лечении и профилактике железосодержащими препаратами, активируются процессы ПОЛ и снижается антиоксидантная защита организма. Это приводит к снижению усвоения железа и развитию окислительного стресса [20,130]. Полученные нами вышеописанные результаты, указывающие на увеличение значений гемоглобина и гематокрита показывают об улучшении биодоступности железосодержащего препарата, применяемого в хозяйстве, при его комплексном применении с антиоксидантом Эмидонол, а также о переходе стресс-реакции организма в фазу оптимальной адаптации.
На основе полученных данных установлено, что в период отъема и перегруппировки поросят произошли физиологические изменения организма, которые можно рассматривать как отражение стрессовой реакции. В результате проведенных исследований не обнаружено токсического действия антиоксидантного препарата Эмидонол на организм животных. Применение препарата привело к общему улучшению состояния здоровья экспериментальных животных, нормализации физиолого-биохимических показателей, коррекции гипоксического состояния и оказало положительное влияние на прирост живой массы. Это способствовало лучшей адаптации животных к стрессовым нагрузкам и обеспечило соответствие требованиям выращивания, предъявляемым к поросятам. По окончании исследования, выбраковка поросят в контрольной группе была на 9% выше, чем в экспериментальной.