Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 12
1.1. Интравитреальные инъекции как метод лечения ряда заболеваний сетчатки 12
1.2. Нормальный состав микрофлоры конъюнктивы 12
1.3. Актуальность проблемы антибиотикорезистентности при хирургических инфекциях 14
1.4 Резистентность к антибиотикам у пациентов на фоне ИВИ 15
1.4 Постинъекционный эндофтальмит 21
1.4.1 Профилактика развития эндофтальмита 24
Глава 2. Материалы и методы исследования 32
2.1 Общая характеристика групп больных 32
2.2 Общая характеристика методов исследования 33
2.2.1 Определение видового состава и чувствительности к антибиотикам с помощью автоматизированного бактериологического анализатора BD Phoenix 100 33
2.2.2 Определение чувствительности к антисептическому препарату пиклоксидин дигидрохлорида изолятов микрофлоры конъюнктивы 36
2.2.3 Исследование ультраструктуры бактериальной клетки при воздействии антисептика пиклоксидин дигидрохлорида 37
2.2.4 Определение эффективности связывания антисептика пиклоксидин дигидрохлорида клетками антибиотикорезистентных и антибиотикочувствительных изолятов микрофлоры конъюнктивы методом измерения дзета-потенциала 38
2.3 Статистические методы обработки результатов исследования 39
Глава 3. Результаты собственных исследований 41
3.1 Определение видового состава конъюнктивальных изолятов и их чувствительности к антибиотикам 41
3.1.1 Общая характеристика видового состава конъюнктивальных изолятов. 41
3.1.2 Видовой состав и чувствительность к антибиотикам конъюнктивальных изолятов, полученных в группах контроля, «Пиклоксидин» и «Тобрамицин» до лечения 42
3.1.3 Видовой состав и чувствительность к антибиотикам конъюнктивальных изолятов, полученных в группе I пациентов с многократными инъекциями 50
3.1.4 Видовой состав и чувствительность к антибиотикам конъюнктивальных изолятов, полученных в группах «Пиклоксидин» и «Тобрамицин» после лечения 55
3.2 Определение чувствительности изолятов микрофлоры конъюнктивы к антисептическому препарату пиклоксидин дигидрохлорида in vitro 58
3.3 Исследование ультраструктуры бактериальной клетки при воздействии антисептика пиклоксидин дигидрохлорида 64
3.4 Определение эффективности связывания пиклоксидина клетками антибиотикорезистентных и антибиотикочувствительных изолятов микрофлоры конъюнктивы методом измерения дзета-потенциала 74
Глава 4. Заключение 80
Выводы 88
Практические рекомендации 89
Список литературы 90
- Резистентность к антибиотикам у пациентов на фоне ИВИ
- Видовой состав и чувствительность к антибиотикам конъюнктивальных изолятов, полученных в группах контроля, «Пиклоксидин» и «Тобрамицин» до лечения
- Определение чувствительности изолятов микрофлоры конъюнктивы к антисептическому препарату пиклоксидин дигидрохлорида in vitro
- Определение эффективности связывания пиклоксидина клетками антибиотикорезистентных и антибиотикочувствительных изолятов микрофлоры конъюнктивы методом измерения дзета-потенциала
Резистентность к антибиотикам у пациентов на фоне ИВИ
Антибиотикорезистентность – способность бактерий сохранять жизнеспособность при тех концентрациях антибиотика, которые подавляют основную часть популяции микроорганизмов. Ответные реакции на действие биоцидов являются ярким примером бактериальной адаптации и механизмом эволюционного выживания вида [106]. Как только вследствие мутации появляется резистентный организм, а при использовании антибиотика уничтожаются чувствительные микробы, начинают преобладать устойчивые бактерии [106].
Устойчивость бактерий к антибиотикам обычно возникает вследствие спонтанных генетических мутаций [135]. Изменения в хромосомных генах при размножении бактерий возникают из-за ошибок в ДНК-полимеразах, участвующих в репликации ДНК [95]. Распространение лекарственной устойчивости в значительной степени обусловлено способностью бактерий приобретать гены с помощью механизмов горизонтального переноса, главным образом за счет бактериальной конъюгации [34, 42, 96]. Во время конъюгации ДНК передается от донора к клетке реципиента путем прямого контакта [108]. Получающаяся в результате клетка - трансконъюгат, в свою очередь, будет распространять конъюгированную ДНК, как правило, в виде плазмиды, которая несет все гены, необходимые для ее поддержания и переноса [108]. Ключевая роль эффлюксного насоса, обеспечивающего множественную лекарственную устойчивость, заключается в передаче генов антибиотикорезистентности в колонии бактерий путем их горизонтального переноса в присутствии бактериальных ингибиторов [108].
Фторхинолоны, обычно используемые в качестве постинъекционной профилактики, повышают частоту бактериальных мутаций, повреждая ДНК бактерий и запуская SOS-систему репарации ДНК, что приводит к частым ошибкам репликации и резистентности к антибиотикам [93, 148].
Когда доступные в настоящее время фторхинолоны нового поколения стали широко применяться в офтальмологической практике, появилась надежда, что их использование предотвратит возникновение послеоперационных эндофтальмитов [53]. Однако в исследованиях было показано, что, несмотря на использование этих антибактериальных препаратов, наблюдаются случаи возникновения эндофтальмитов [63, 103]. Повторное использование антибиотиков короткими курсами и с минимальными дозировками при проведении ежемесячных интравитреальных инъекций способствует развитию резистентности [147] и вирулентности [101] флоры конъюнктивы [44]. Минимальная ингибирующая концентрация антибиотиков повышается у пациентов после 3 инъекции [147].
В связи с актуальностью проблемы профилактики эндофтальмита и развитию резистентности, стали появляться научные работы, посвященные этим вопросам.
Микрофлора конъюнктивы схожа с микрофлорой верхних дыхательных путей и кожи и представляет собой, в основном, грамположительные бактерии [61]. Исследование оценки антибиотикорезистентности конъюнктивы и носоглотки (ARCANE) – это проспективное контролируемое долгосрочное исследование, предназначенное для определения воздействия местных антибиотиков на схемы устойчивости флоры конъюнктивы и носоглотки при повторном их применении [61]. Опубликованные результаты исследования показывают, что в офтальмологической практике повторное использование антибиотиков группы макролидов или фторхинолонов заметными темпами приводит к селекции резистентных конъюнктивальных штаммов коагулазонегативного стафилококка (КНС) [62, 84, 85, 86]. Таким образом, у пациентов с резистентной к фторхинолонам флорой конъюнктивы наблюдается также резистентность бактерий в носоглотке, что может привести к пневмониям, не поддающимся терапии фторхинолонами, или системным инфекциям у тяжелобольных пациентов [60, 68, 84, 131]. На примере гатифлоксацина, как представителя фторхинолонов IV поколения, рассмотрим три возможных последствия повышения уровня резистентных к гатифлоксацину бактерий. Во-первых, уменьшается польза гатифлоксацина как средства профилактики эндофтальмита [65]. Во-вторых, в будущем воспалительные заболевания глаз, не связанные с инъекциями, такие как бактериальный кератит, вероятнее всего будут вызваны бактериями, резистентными к фторхинолонам [65]. И, наконец, это может привести к более серьезным инфекциям, в том случае, если фторхинолоны – это единственная стартовая терапия [65].
Повторное использование антибиотиков азитромицинового или фторхинолонового рядов резко меняет состав флоры конъюнктивы, при этом повышается соотношение S.epidermidis по сравнению с остальной симбиотической микрофлорой [61]. Несмотря на возможное наличие защитной функции у S.epidermidis, этот микроорганизм является условно-патогенным микробом и одной из наиболее частых причин установленных случаев конъюнктивита, кератита и эндофтальмита [61]. По крайней мере в одном исследовании было показано, что резистентные штаммы S.epidermidis вызывают более сильное внутриглазное воспаление, в отличие от чувствительных штаммов [101]. Происходит селекция штаммов S.epidermidis, несущих ключевые изменения в образовании и структуре биопленок, которые усиливают резистентность к антибиотикам и нарушают механизмы иммунной защиты организма [111, 114]. Таким образом, резистентные штаммы могут обладать большей вирулентностью, и с ними будет сложно бороться [61].
В исследовании по оценке изменений микрофлоры конъюнктивы на фоне применения антибактериальных препаратов высокий процент (75%) исходной резистентности к азитромицину привел к тому, что резистентные штаммы S.epidermidis вытеснили другую симбиотическую флору [61]. В подтверждение этого, 100% штаммов S.epidermidis, выделенных с 1 по 4 визиты после применения антибиотиков были резистентны к азитромицину [61]. Однако, у S.aureus также наблюдался высокий уровень исходной резистентности ( 80%), уровень которой затем снизился [61].
В исследовании Агеевой Е.В. изучалась необходимость профилактического применения антибиотиков до проведения интравитреальной инъекции у пациентов с экссудативной формой возрастной макулярной дегенерации. Всем пациентам (25 человек, 25 глаз) был назначен антибактериальный препарат за 3 дня до проведения инъекции. Посевы с конъюнктивы выполнялись до назначения антибиотиков (проба А) и в день проведения инъекции: до (проба B) и после (проба C) обработки глазной поверхности повидон-йодом. Наиболее часто встречаемым микроорганизмом конъюнктивального мешка был коагулазонегативный стафилококк (в пробе А – 97,5%, в пробе B – 100%). Staphylococcus epidermidis обнаружен в 87,5% случаев в пробе А и в 100% случаев в пробе B [30]. В исследовании не отмечалось разницы между выделенными культурами бактерий до и после трехдневной инстилляции антибиотиков. Обнаруженные микроорганизмы были чувствительны ко всем исследуемым антибиотикам: офлоксацин, левофлоксацин, ципрофлоксацин, гатифлоксацин. Однако, как отмечает автор, эти результаты могут быть связаны с тем, что прежде пациентам интравитреальные инъекции не проводились [1].
В аналогичном исследовании, где после проведения интравитреальной инъекции пациентам назначался антибактериальный препарат из группы фторхинолонов в виде капель (офлоксацин или моксифлоксацин) или триметоприм/полимиксин B по схеме 4 раза в день в течение 4 дней, наиболее частым представителем бактерий, который удалось выделить, был коагулазонегативный стафилококк (КНС), содержащийся в 41 из 58 (70,7%) культур [100]. Было также выделено 6 культур S.aureus, включая S.aureus, резистентный к метициллину, Streptococcus mitis и коринеформные бактерии [100]. Устойчивость к фторхинолонам определяли как промежуточную или полную резистентность к моксифлоксацину и гатифлоксацину [100]. Среди всех изолятов из глаз в группе контроля резистентность к фторхинолонам была обнаружена у 9 изолятов из 28 глаз (32,1%) по сравнению с 14 из 29 глаз (63,6%) основной группы (Р=0,04) [100].
Видовой состав и чувствительность к антибиотикам конъюнктивальных изолятов, полученных в группах контроля, «Пиклоксидин» и «Тобрамицин» до лечения
Статус пациентов группы III («Контроль»), групп IIa и IIb («Пиклоксидин» и «Тобрамицин») на момент взятия первого образца до лечения идентичен в отношении отсутствия в анамнезе применения каких-либо антибактериальных капель или других капель для лечения сопутствующей патологии, офтальмологических операций (p 0,05 для Критерия Краскала-Уоллиса).
В группе контроля (таблицы 2 и 3) рост микрофлоры был выявлен в 14 посевах (70%) из 20. В отношении видового состава, все 14 выделенных культур представляли собой грамположительные стафилококки: у 11 пациентов был выделен S. epidermidis (78,57%), у остальных 3 пациентов – S. caprae (7,14%), S. hominis (7,14%) и S. aureus (7,14%). Таким образом, 92,86% изолятов представляли собой коагулазонегативные стафилококки (КНС) и 7,14% -коагулазопозитивные S. aureus.
В группе контроля (таблица 3) чувствительность изолятов ко всем антибиотикам была обнаружена лишь в одном случае (S.epidermidis) (7,14%). У 7 изолятов (50%) была отмечена резистентность к 1-3 антибиотикам; у 2 изолятов (14,28%) резистентность была выявлена к 4 антибиотикам и у 4-х (28,57%) отмечалась резистентность к 5 и более антибиотикам. Почти треть выделенных изолятов (30,77%) была резистентна к гентамицину и тобрамицину. В соответствии с международными рекомендациями, множественная устойчивость (MDR) определяется как нечувствительность к по крайней мере одному агенту из трех и более категории антимикробных средств. Таким образом, в группе контроля из 14 выделенных культур 6 относились к полирезистентным (42,86%).
В группе пациентов IIa, которым предстояло назначение антисептика пиклоксидин (таблицы 2 и 4), при первом посеве (до лечения) положительными были 13 проб (65%) из 20. 10 изолятов (76,92%) составляли КНС S.epidermidis, 2 изолята (15,38%) – S.aureus, а в одном случае (7,69%) был выделен редко встречающийся вид – грамотрицательная P.luteola.
Что касается данных по уровню резистентности в этой группе (Таблица 4), P.luteola (7,69%) была единственным чувствительным ко всем антибиотикам выделенным микроорганизмом. Среди 10 выделенных S. epidermidis, 4 (40%) имели множественную устойчивость (не менее чем к трём препаратам из разных классов антибиотиков). В целом из 13 выделенных изолятов 4 (30,77%) относились к полирезистентным.
В группе больных IIb, которым предстояло назначение антибактериального препарата тобрамицин за 3 дня до и в течение 5 дней после интравитреальной инъекции (таблицы 2 и 5), рост микрофлоры до лечения был отмечен у 14 (70%) пациентов из 20. Из этих 14 проб, S.epidermidis был выделен у 7 пациентов (50%), у 3 пациентов (21,43%) – S.aureus, у 2 пациентов (14,28%) – S.hominis, у 1 пациента – S.haemolyticus (7,14%) и в одном случае (7,14%) – грамотрицательный E.cloacae. Таким образом, 10 изолятов (71,43%) представляли собой КНС. Как следует из таблицы 5, среди 10 выделенных КНС 5 (50%) имели множественную устойчивость (не менее чем к трём препаратам из разных классов антибиотиков). У 8 пациентов (57,14%) были выделены изоляты, резистентные к 1-3 антибиотикам; у 3 пациентов (21,42%) изоляты были резистентны к 5 и более антибиотикам. Резистентностью к гентамицину и тобрамицину обладали 28,57% изолятов, что близко к контрольной группе (30,77%). В целом, из 14 положительных проб, лишь в 3 случаях (21,43%) были выделены чувствительные ко всем исследуемым антибиотикам изоляты, а в 5 случаях (35,71%) -полирезистентные.
Таким образом, у 30-43% пациентов в каждой группе были выделены полирезистентные изоляты. В целом по трем группам (контрольная, «Тобрамицин» и «Пиклоксидин» до лечения) получен 41 изолят, из них 15 полирезистентных (36,6%), среди которых доминировали коагулазо-негативные стафилококки (33 изолята, 15 резистентных, 45,45%), к которым в первую очередь относились S.epidermidis (28 изолятов, 10 резистентных, 35,71%). Такой высокий уровень резистентности флоры, и в особенности КНС, у потенциальных офтальмологических пациентов требует настороженности и тщательного подбора антимикробных средств. С этой целью разумным решением является проведение предварительного посева с целью определения чувствительности к широкому спектру антибиотиков, с тем, чтобы подобрать корректный антимикробный препарат.
Определение чувствительности изолятов микрофлоры конъюнктивы к антисептическому препарату пиклоксидин дигидрохлорида in vitro
Эффективность пиклоксидина в ингибировании роста изолятов микрофлоры конъюнктивы была подтверждена в исследовании in vitro. В данном исследовании с помощью микрометода серийных разведений антисептика в жидкой питательной среде был проанализирован рост 44 изолятов стафилококков. Эти изоляты включали 5 изолятов S. aureus (1 чувствительный к антибиотикам, 4 устойчивых к 1-2 классам антибиотиков), 33 изолята S. epidermidis (2 чувствительных к антибиотикам, 15 устойчивых к 1-2 классам антибиотиков и 16 полирезистентных), 2 S. haemolyticus (1 устойчивый к 2 классам антибиотиков и 1 полирезистентный), 3 S. hominis (1 чувствительный и 2 полирезистентных), 1 S. caprae (полирезистентный). В исследование также были включены три грамотрицательных изолята: P. aeruginosa, P. luteola и E. coli.
Рост бактериальных культур регистрировали по увеличению их оптической плотности при 490 нм в течение 96 ч в питательном бульоне без антисептика или содержащем двойные последовательные разведения препарата: 1:2 (0,025%, 250 мкг/мл пиклоксидин дигидрохлорида или 217 мкг/мл пиклоксидина), 1:4 (0,0125%, 125 мкг/мл пиклоксидин дигидрохлорида), 1:8 (0,00625%, 62,5 мкг/мл пиклоксидин дигидрохлорида), 1:16 (0,003125%, 31,25 мкг/мл пиклоксидин дигидрохлорида) и 1:32 (0,00156%, 15,625 мкг/мл пиклоксидин дигидрохлорида или 13,56 мкг/мл пиклоксидина).
В соответствии с полученными динамиками роста, через 24 часа не наблюдался рост ни одного из изолятов стафилококков в жидкой питательной среде, содержащей пиклоксидин в разведениях от 1:2 до 1:32, что соответствовало снижению концентрации пиклоксидин дигидрохлорида с 250 до 15,625 мкг/мл. Через 96 часов роста только один изолят S. epidermidis показал рост оптической плотности до значений около 0,25. В контрольных суспензиях без пиклоксидина отмечался рост бактерий, что наблюдалось по увеличению оптической плотности. На рис. 1 для примера приведены типичные динамики роста (по увеличению оптической плотности культур) для двух изолятов S. epidermidis: изолят №1 получен от больного до лечения, обладал устойчивостью к клиндамицину, хлорамфениколу и эритромицину. Изолят № 2, полученный от больного с многократными ИВИ и повторяющимися курсами антибиотикотерапии, проявлял устойчивость к ампициллину и оксациллину (метициллин-резистентный стафилококк), доксициклину, клиндамицину, эритромицину, аминогликозидам гентамицину и тобрамицину.
В таблице 10 приведены усредненные показатели параметров роста по увеличению оптической плотности изолятов стафилококков без добавления пиклоксидина и с его добавлением в самой низкой концентрации (разведение 1:32).
С целью выявления возможных различий в чувствительности к пиклоксидину антибиотикочувствительных и резистентных штаммов, особенно полирезистентных, КНС были сгруппированы согласно их уровню резистентности к антибиотикам. S.aureus составили одну группу, так как среди немногих изолятов S.aureus полирезистентные штаммы выявлены не были. Как видно из таблицы 9, группы стафилококков в процессе роста характеризуются близкими значениями средней оптической плотности. Вклад единственного изолята S. epidermidis, показавшего через 96 часов роста в присутствии пиклоксидина (1:32) увеличение оптической плотности до значений около 0,25, проявляется в повышении значения стандартного отклонения (таблица 10) в группе с полирезистентными изолятами. Таким образом, в результате проведенного анализа мы не обнаружили различий в бактерицидном действии пиклоксидина на полирезистентные изоляты или на изоляты бактерий, резистентных не более чем к двум препаратам, а также между КНС и S.aureus.
Пробы каждой культуры стафилококков, выращенных в питательной среде 24 или 96 ч с пиклоксидином или без него далее культивировали на чашках с агаровой питательной средой в течение 24 часов. Пробы, взятые из образцов культур на жидких средах, содержащих пиклоксидин дигидрохлорид, не дали роста на твердых средах за исключением одного упомянутого изолята, высеянного после роста 96 ч в жидкой среде с минимальной протестированной концентрацией пиклоксидин дигидрохлорида (15,625 мкг/мл).
Совокупность данных по исследованным изолятам, их антибиотикорезистентности, МПК и МБК, полученных по результатам измерения оптической плотности, приведены в таблице 11. За исключением одного отмеченного выше изолята S.epidermidis (№164393, ячейка 20), у которого МПК=15,625 мкг/мл, а МБК=31,25 мкг/мл, у всех остальных 43 изолятов стафилококков МПК=МБК=15,625 мкг/мл. Данные по бактерицидному действию концентрации пиклоксидин дигидрохлорида 15,625 мкг/мл всех изолятов подтверждены независимым высевом на твердую среду.
Чувствительность грамотрицательной микрофлоры к пиклоксидину ниже, чем у грамположительных стафилококков. Для E.coli (№165505, ячейка 41) МПК=МБК=62,5 мкг/мл пиклоксидин дигидрохлорида, для P.luteola (№165703, ячейка 15) МПК=15,625 мкг/мл, а МБК=31,25 мкг/мл. Наиболее устойчивым является изолят P.aeruginosa (№166762, ячейка 45), у которого слабый рост через 24 и 96 ч отмечен даже при концентрации пиклоксидин дигидрохлорида 250 мкг/мл, то есть в двухкратном разведении препарата пиклоксидин. Этот изолят выделен у пациента, получившего 20 и более интравитреальных инъекций и сопутствующих курсов антибиотикотерапии. Следует отметить, что у пациентов, у которых до лечения пиклоксидином выделены изоляты P.luteola (№165703, ячейка 15) и S.epidermidis (№164393, ячейка 20) с несколько повышенным значением МБК для пиклоксидин дигидрохлорида, после лечения пиклоксидином роста микрофлоры не обнаружено (см таблица 2). Рост E.coli в пробе пациента из группы с пиклоксидином (№165505, ячейка 41), как уже отмечалось выше, очевидно является результатом вторичного инфицирования. Таким образом, в исследовании in vitro, где применялся микрометод серийных разведений, пиклоксидин дигидрохлорид показал высокую эффективность в подавлении роста стафилококков, E. coli и P. luteola, а также бактерицидную активность.
Определение эффективности связывания пиклоксидина клетками антибиотикорезистентных и антибиотикочувствительных изолятов микрофлоры конъюнктивы методом измерения дзета-потенциала
В данное исследование были включены 40 изолятов, выделенных с конъюнктивы пациентов их разных групп и различающихся по видовой принадлежности и чувствительности к антибиотикам.
За исключением одного изолята S.epidermidis, значение дзета-потенциала которого в отсутствии пиклоксидина составляло -3,43 мВ, клетки бактерий характеризовались отрицательным поверхностным потенциалом в диапазоне ( 14,7)-(-36,1) мВ. Поскольку молекулы антисептика пиклоксидина несут положительно заряженные группы, а клетки бактерий характеризуются отрицательным зарядом, следовало ожидать, что при его добавлении в суспензию бактериальных клеток будет происходить связывание по электростатическому механизму. Вследствие такого связывания поверхностный отрицательный заряд (дзета-потенциал) бактериальных клеток окажется нейтрализован. Действительно, как мы показали, в присутствии возрастающих концентраций пиклоксидина происходило уменьшение отрицательного дзета-потенциала бактерий, то есть сдвиг к нейтральным значениям (таблица 12). В препарате пиклоксидина без разведения дзета-потенциал бактерий принимал слабо-отрицательные, нейтральные или даже слабо-положительные значения в диапазоне (-3,12)-(+7,03).
Это свидетельствует об эффективном электростатическом связывании положительно заряженных молекул пиклоксидина с отрицательно-заряженными фосфатными и карбоксильными группами молекул клеточных стенок бактерий. Нейтрализация пиклоксидином клеток грамотрицательной микрофлоры E.coli при разведении 1:50 и P.aeruginosa при разведениях 1:50 и 1:10 незначительна по сравнению с грамположительными клетками. Тем не менее, в неразведенном препарате клетки грамотрицательных E.coli принимали положительный заряд (+3,3). У P.aeruginosa эффект нейтрализации до слабоотрицательных достигался только в неразведенном препарате пиклоксидина, что соответствует высокой бактерицидной концентрации препарата для этого изолята.
Различий в эффективности нейтрализации пиклоксидином клеток бактерий исследованных антибиотикочувствительных и антибиотикорезистентных изолятов нами обнаружено не было (p=0,765 для критерия Краскала-Уолииса между группами с разной антибитикорезистентностью). К примеру, для сравнения возьмем 2 изолята S.epidermidis, выделенных у пациентов из разных групп, один – полирезистентный из группы с многократными ИВИ, второй – чувствительный к антибиотикам из группы «Тобрамицин». Без добавления пиклоксидина дзета-потенциал этих изолятов составлял -26,8 и -26,9 мВ. При разведении пиклоксидина 1:10 значения уменьшались до -13,5 и -13,1, соответственно. А в неразведенном препарате пиклоксидина заряд клеток обоих изолятов принимал положительное значение, (2,1 и 1,2, соответственно), то есть в обоих случаях пиклоксидин одинакого эффективно нейтрализовал поверхностный потенциал бактерий. Аналогично, для примера на рис.8 приведены кривые нейтрализации пиклоксидином дзета-потенциала для двух других изолятов S.epidermidis: изолят №1 получен от больного из группы «Пиклоксидин» до лечения, обладал устойчивостью к клиндамицину, хлорамфениколу и эритромицину. Изолят № 2, полученный от больного с многократными ИВИ и повторяющимися курсами антибиотикотерапии, был резистентен к ампициллину и оксациллину (метициллин-резистентный стафилококк), доксициклину, клиндамицину, эритромицину, аминогликозидам гентамицину и тобрамицину. В отсутствие пиклоксидин дигидрохлорида клетки обоих исследованных изолятов S. epidermidis характеризовались отрицательным дзета-потенциалом, (-31,8) и (-26,8) мВ, соответственно (рис. 8). Как видно из рис.8, при добавлении возрастающих количеств пиклоксидина (уменьшение разведения пиклоксидина) происходит не только нейтрализация, но и гиперполяризация клеток обоих изолятов, когда бактерии, суспендированные в глазных каплях антисептика (пиклоксидин дигидрохлорид в концентрации 0,05%, 500 мкг/мл) уже в течение 5 мин приобретают положительный дзета-потенциал (+2,7) и (+2,1) мВ. Увеличение времени инкубации до 15 мин не приводило к дальнейшему изменению дзета-потенциала. Это свидетельствует о том, что все потенциальные центры связывания на бактериальных клетках уже заняты молекулами пиклоксидина.
Таким образом, по результатам данного исследования можно сделать вывод о высоком сродстве пиклоксидина к клеткам 40 исследованных конъюнктивальных изолятов бактерий, что объясняется электростатическим связыванием молекул данного катионного антисептика с отрицательно заряженными группами на поверхности клеток бактерий. Чувствительность к антибиотикам достоверно не влияла на величину поверхностного потенциала у клеток исследованных изолятов, а пиклоксидин проявлял одинаковую эффективность в нейтрализации дзета-потенциала клеток антибиотико-чувствительных и антибиотико-резистентных штаммов.