Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Контаминация больничных помещений микромицетами и внутрибольничные микозы 9
1.1. Основные возбудители нозокомиальных микозов 9
1.2. Факторы риска развития госпитальных микозов 11
1.3. Основные источники внутрибольничных микозов 13
Глава 2. Профилактика нозокомиальных микозов в ЛПУ : 23
2.1. Организация микологического мониторинга в ЛПУ 23
2.2. Стандарты на чистоту воздуха 30
2.3. Чистые помещения в медицине 33
2.4. Требования к зданиям больниц, коммуникациям и отделочным материалам 41
2.5. Санитарно-эпидемиологический режим 42
2.6. Мероприятия при вспышке 48
Глава 3. Объекты и методы исследования 51
3.1. Методы исследования воздуха 51
3.2. Методы исследования поверхностей, проб воды и почвы 54
3.3. Методы исследования дезинфектантов 56
3.4. Методы статистического анализа полученных данных 58
Глава 4. Результаты собственных исследований 60
4.1. Результаты микологического обследования ЛПУ 60
4.1.1. Выделенный спектр микромицетов в многопрофильных ЛПУ 63
4.1.2. Выделенный спектр микромицетов в специализированных ЛПУ 67
4.2. Оценка работы систем вентиляции в операционных блоках 74
4.3. Влияние рабочего момента на концентрацию микромицетов в операционном блоке 75
4.4. Влияние ремонтных работ в ЛПУ на концентрацию микромицетов 78
4.5. Микологическое исследование гематологических отделений 81
4.6. Исследование грунта 83
4.7. Исследование активности дезинфектантов к выделенным грибам 83
4.8.Микологическое исследование воздуха в течение года (в зависимости от сезона) 85
4.9. Алгоритм проведения микологического мониторинга 88
Обсуждение полученных результатов 89
Выводы 114
Практические рекомендации 115
Список литературы 116
Список сокращений 139
- Факторы риска развития госпитальных микозов
- Стандарты на чистоту воздуха
- Методы исследования поверхностей, проб воды и почвы
- Оценка работы систем вентиляции в операционных блоках
Введение к работе
Актуальность исследования. Микромицеты – контаминанты больничных помещений могут быть не только загрязнителями, но и возбудителями внутрибольничных инфекций (ВБИ), причинными факторами микоаллергозов и микотоксикозов, биодеструкторами больничных зданий (Елинов Н.П., 2002). Именно эти микромицеты с определенным постоянством обитают в больницах, которые являются специфическими нишами для спор грибов (Беляков Н.А. с соавт., 2005). В последние годы отмечают возрастание частоты нозокомиальных грибковых инфекций, более того, прогнозируют их рост и в последующие десятилетия (J. Perlroth, B. Choi, 2007). В настоящее время исследования по эпидемиологии нозокомиальных микозов с применением молекулярно-генетических методов, помогают определить источник и пути передачи инфекции (Menotti J. et al., 2005). Согласно публикациям в научной литературе, основными предрасполагающими факторами для развития внутрибольничных микозов являются иммунодефициты разной степени выраженности у пациентов (Husain S., 2003). Одним из факторов риска развития внутрибольничных микозов является контаминация больничных помещений микромицетами (Candida spp., Aspergillus spp., Rhizopus spp., Rhizomucor spp., Fusarium spp. и др.). Эта проблема затрагивается многими исследователями, однако, возможные последствия контаминации больничных помещений микромицетами, в должной мере недооцениваются руководителями и сотрудниками ЛПУ, равно как и необходимость проведения микологического мониторинга (David J. Weber, 2009; R. P. Vonberg, 2003; D. A. Enoch, 2006). В связи с этим исследования микромицетов - контаминантов больничных помещений и разработка профилактических мер по снижению в них концентрации спор грибов является важными и актуальными.
Цель исследования. Определить распространенность и спектр клинически значимых микромицетов в больничных помещениях.
Задачи исследования.
-
Определить распространенность микромицетов в воздухе больничных помещений различных классов чистоты в г. Санкт-Петербурге.
-
Изучить видовой состав и концентрации медицински значимых микромицетов в воздухе и на различных объектах больничных помещений (пол, стены, потолок, системы вентиляции).
-
Выявить пути поступления в больничные помещения микроскопических грибов-контаминантов.
-
Изучить зависимость грибковой обсеменённости исследуемых объектов от сезона.
-
Оценить эффективность различных дезинфектантов в отношении микромицетов, изолированных из воздуха и объектов больничных помещений.
Научная новизна.
Впервые определен спектр микромицетов–контаминантов в многопрофильных и специализированных лечебных учреждениях г. Санкт-Петербурга.
Выявлены возможные источники микромицетов-возбудителей нозокомиальных инфекций.
Показана необходимость проведения микологического мониторинга в ЛПУ.
Обоснована важность подбора дезинфектантов, активных в отношении выделенных микромицетов, в каждом конкретном медицинском стационаре.
Практическая значимость работы.
Полученные данные служат основой для разработки рекомендаций по проведению микологического мониторинга в лечебных учреждениях в РФ (методика отбора проб, их количество, условия и место отбора, выбор пробоотборного устройства).
Результаты исследования обосновывают необходимость оснащения стационаров высокоэффективной системой вентиляции, с установленными параметрами для определенных помещений.
Полученные результаты обосновывают необходимость проведения мероприятий профилактики нозокомиальных микозов при строительных и ремонтных работах в ЛПУ.
Основные положения, выносимые на защиту.
Воздух (78% проб) и различные объекты (53% проб) больничных помещений г. Санкт - Петербурга контаминированы широким спектром микромицетов (27 родов), в том числе потенциальными индукторами нозокомиальных микозов, микотоксикозов и аллергопродуцентов.
Наиболее распространенными среди контаминантов больничных помещений являются Penicillium spp. и условно-патогенные грибы Aspergillus spp., из которых аспергиллы часто являются возбудителями инвазивного аспергиллеза (A. fumigatus, A. flavus, A.niger и A. terreus).
Контаминация больничных учреждений нитчатыми грибами происходит, в основном, воздушным путём.
Основными источниками микромицетов-контаминантов в больничных помещениях являются: очаги биоповреждений, пыль при строительных и ремонтных работах, загрязненная система вентиляции, а также наружный воздух.
Количество спор грибов в лечебных учреждениях зависит от сезона, с преимущественным увеличением в осенний период.
Эффективность борьбы с микромицетами – контаминантами определяется противогрибковым потенциалом дезинфектантов, наибольшую эффективность проявили средства из групп четвертичных аммониевых оснований и перекисных соединений.
Личный вклад автора в проведенное исследование. Автор самостоятельно провела аналитический обзор отечественной и зарубежной литературы по изучаемой проблеме, провела микологическое обследование больничных помещений, идентификацию выделенных микромицетов и определение противогрибковой активности дезинфектантов, а также статистический анализ полученных данных, сформулированы выводы и практические рекомендации.
Апробация диссертационного материала. Результаты работы были представлены и обсуждены на Научно-практических конференциях по медицинской микологии (IX, X, XI, XII Кашкинские чтения), г. Санкт-Петербург, 2006, 2007, 2008, 2009 г.г. По материалам диссертации опубликовано 9 научных работ, в том числе одна статья в рецензируемом журнале, рекомендованном ВАК.
Внедрение результатов исследования.
Результаты научной работы внедрены в практическую лечебную работу микологической клиники НИИ медицинской микологии им. П. Н. Кашкина, отделений реанимации Государственного учреждения здравоохранения Ленинградской областной клинической больницы и клиники ГОУ ДПО СПбМАПО Росздрава, а также в педагогический процесс кафедры лабораторной микологии и патоморфологии микозов ГОУ ДПО СПбМАПО Росздрава.
Объем и структура диссертации. Диссертационная работа изложена на 140 страницах машинописного текста и состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследований, результатов исследований, обсуждения полученных результатов, выводов, практических рекомендаций и списка использованной литературы, содержащего 38 отечественных и 170 иностранных источников. Текст диссертации иллюстрирован 14 таблицами и 7 рисунками. Диссертация выполнена на базе НИЛ микологического мониторинга и биологии грибов НИИ медицинской микологии им. П. Н. Кашкина ГОУ ДПО СПбМАПО (зав. лабораторией к.б.н. Т.С. Богомолова, директор НИИ медицинской микологии д.б.н. Н. В. Васильева).
Факторы риска развития госпитальных микозов
Основные факторы риска, при которых повышен риск развития инвазивных грибковых инфекций: иммуносупрессия при онко - и гематологических патологиях; состояние после трансплантации органов и трансплантации кроветворных стволовых клеток (ТКСК); осложнения после хирургических операций; множественные травмы; перфорация желудочно-кишечного тракта (ЖКТ); цирроз печени; синдром приобретенного иммунодефицита (СПИД); недоношенные дети с массой тела 1500 г; длительная иммуносупрессивная и цитостатическая терапия; продолжительный прием глюкокортикоидов; длительная искусственная вентиляция лёгких; распространенные ожоги; пациенты с хронической обструктивной болезнью легких (ХОБЛ); критически тяжёлые пациенты в отделение реанимации и интенсивной терапии (ОРИТ), декомпенсированный сахарный диабет [40, 61, 115, 135, 150, 197, 200, 206].
В зависимости от этиологии инвазивного микоза различают разные факторы риска. Так, при инвазивном кандидозе: колонизация Candida spp. 2 локусов, антибиотики широкого спектра действия, центральный венозный катетер, парентеральное питание, хирургические операции на желудочно-кишечном тракте или сердце, длительное пребывание в больнице (более 22 дней, в ОРИТ более 3-х дней), ожоги, недоношенность новорожденных и иммуносупрессия вызванная (кортикостероидами, вирусом иммунодефицита человека (ВИЧ-инфекцией), сахарным диабетом). Следует заметить, что сочетание нескольких факторов риска увеличивает в, 50 раз вероятность заболевания- [209].
Для инвазивного аспергиллеза выделяют основные факторы риска: гемобластозы, алло-ТКСК, трансплантация органов, первичные иммунодефицита, СПИД, пребывание в ОРИТ, хроническая обструктивная болезнь легких, стероиды, сахарный диабет, контаминация помещений, кардиохирургические операции. Малозначимы типичные внутрибольничные факторы риска для развития аспергиллеза (центральный венозный катетер, антибиотики, парентеральное питание и др.) [12, 44, 52, 78, 182].
В проведенном исследовании по эпидемиологии ИА среди пациентов после трансплантации клеток и органов в 23 центрах трансплантологии в США с 2001 по-2006 гг. [70, 203]. За первый год суммарно первых эпизодов ИА было 1,7% - у пациентов ТКСК и 0,65% - у пациентов после трансплантации паренхиматозных органов. Этиологическими агентами заболеваний у пациентов были: A. fiimigatus (43%), A. flavus (7%), A. niger (5%), A. terreus (5%).
Очевидно, что проблема микотических инфекций в онкогематологии является весьма значимой, поскольку их частота велика и отмечают непрерывный рост, из года в год [22]. Среди пациентов после пересадки легких и сердца ИА составлял 14 - 18% [95], трансплантация легких является наибольшим риском, поскольку дыхательные пути являются первичными входными воротами для возбудителей ИА. До 7% пациентов после трансплантации печени заболевают инвазивным аспергиллёзом. При пересадке почек ИА возникает в 1% случаев [8, 154].
Факторы риска для инвазивного зигомикоза: иммуносупрессия (стероиды), противогрибковая профилактика, контаминированные хирургические повязки, внутривенные катетеры, подкожные инфекции, повышенное содержание железа в сыворотке крови (повторное переливание крови), длительная нейтропения, диабет, использование деревянных шпателей при назогастральном питании больных и деревянные лопаточки для смешивания лекарств [154].
Факторы риска для инвазивного фузариоза: иммуносупрессия, пересадка органов (редко), противогрибковая профилактика, нейтропения, кортикостероиды, алло-ТКСК. При развитии этого заболевания летальность составляет 66-100% [154].
Вместе с тем, показано в многочисленных исследованиях, что присутствие спор микромицетов в окружающей среде больницы - один из главных внешних факторов риска для возникновения нозокомиальных микозов [42, 51, 85, 144, 163, 201].
Стандарты на чистоту воздуха
Принятые в России Санитарные правила и нормы 2.1.3.1375 - 03, как показано в таблице 4, предусматривают дифференцированный подход к допустимой микробной загрязненности помещений лечебных учреждений в зависимости от их класса чистоты и функционального назначения [34]. Согласно выше указанным правилам установлены количественные нормы микроорганизмов в воздухе в ЛПУ: а) общее количество микроорганизмов в 1 м - зависит от класса чистоты ( 200-1000) КОЕ/м3 воздуха. б) количество дрожжевых и плесневых грибов в 1 дм3 воздуха в классах чистоты А, Б и В не должно быть. Однако, следует подчеркнуть, что на сегодняшний день на практике таких показателей добиться весьма сложно. В других инструкциях регламентировано количество плесневых и дрожжевых грибов в помещениях аптек [35]. Так, в помещениях асептической, ассистентской, фасовочной, дефекторской, помещении хранения лекарственных средств наличие спор грибов недопустимо. В помещении моечной в аптеке допускается присутствие спор грибов до 12 КОЕ/м воздуха, в зале обслуживания до 20 КОЕ/м воздуха. Рекомендуемые данные очень важны для создания оптимальных параметров при изготовлении и хранении лекарственных средств, но они недостаточно ясны, ведь грибы различаются по патогенным и токсигенным свойствам. При сравнении их с зарубежными данными (Швейцарские нормы SKI, том 35) [168]. Тоже выделяют три класса чистых больничных помещений: класс I: 10 КОЕ/м воздуха микроорганизмов высокоасептические операционные; класс II: 200 КОЕ/м воздуха микроорганизмов - операционные отделения неотложной помощи и родильных отделений, асептические операционные, помещения для стерилизации, лаборатории и стерильные производства аптек; класс III: 500 КОЕ/м3 воздуха микроорганизмов - помещения для небольших операций, изоляторы, реанимационные палаты для грудных детей, палаты интенсивной терапии общего назначения, помещения для диагностики и другие. Следовательно, требование по общему количеству микроорганизмов в зарубежных стандартах по воздуху более высокие, чем в нашей стране. Все помещения, в которых поддерживается заданная чистота воздуха, можно назвать «чистыми». Чистое помещение - это искусственно созданная среда. Вблизи земной поверхности такого уровня чистоты, как правило, нет. Поддержание заданного класса чистого помещения является постоянной борьбой с возможными источниками загрязнений; поддержанием постоянного барьера между ним и внешней естественной, загрязнённой средой [13, 37]. Классификация чистых помещений дана в ГОСТ ИСО 14644-1 [14]. Класс чистых помещений зависит в основном от количества частиц в воздухе. Сфера использования чистых помещений охватывает многие области жизнедеятельности человека: больницы (операционные, палаты интенсивной терапии для ухода за больными после ТКСК), производство изделий медицинского назначения и лекарственных средств, микроэлектроника, оптика и лазеры [11]. Чистые помещения являются надёжным средством предупреждения внутрибольничных инфекций и послеоперационных осложнений. Такие методы профилактики и лечения инфекции, как применение стандартной терапии, иммунных и гормональных препаратов, различных сывороток, влажной уборки помещений с антисептическими растворами, ультрафиоле тового облучения не дают должного эффекта [37]. Высокая эффективность этого принципа была экспериментально показана в 1960 г. в Англии на операциях с искусственными тазобедренными суставами. Отправной точкой исследований явился высокий процент послеродового сепсиса - 9%. Из-за этого приходилось идти на удаление искусственного сустава. Предположили, что, возможно, инфекция вызывается находящимися в воздухе микроорганизмами. Для борьбы с ними в 1961 г. была оборудована стерильная операционная зона, площадью (2x2 м), с вертикальным потоком воздуха, имеющим скорость 0,3 м/с. Это привело к снижению послеоперационного сепсиса до 1,3% [113]. Таким образом, было экспериментально доказано, что в плане инфекционного заражения больного при операции загрязнения, попадающие в рану из воздуха, играют важную роль. Чистые помещения необходимо предусматривать ещё при проектировании здания. Можно условно1 выделить три вида чистых помещений в больнице: операционные с однонаправленным (ламинарным) потоком воздуха; палаты интенсивной терапии с однонаправленным потоком воздуха; палаты с неоднонаправленным потоком воздуха, различной кратностью воздухообмена и типами фильтров в зависимости от назначения палаты. Лучший способ обеспечения высокой чистоты воздуха - организация однонаправленного потока с обеспечением всех требований технологии чистоты в окружающей среде [25]. Система вентиляции при эксплуатации больничных помещений должна быть с двух-трёх ступенчатой очисткой воздуха. В качестве финишной очистки предусматриваются фильтры тонкой очистки воздуха, устанавливае мые непосредственно перед подачей воздуха в помещения. Разработаны нормы определённых параметров систем вентиляции, так, для пациентов после ТКСК, размещенных в асептических гематологических боксах (рекомендации CDC): использование ПЕРА фильтров для высокоэффективной очистки воздуха [72], высокие нормы воздухообмена 12 раз в час [208], положительное давления воздуха в палате по сравнению со смежными помещениями и коридором [108, 198], герметично закрытые палаты, использование горизонтальных систем ламинарного потока воздуха (LAF), которые вытягивают загрязнения [53, 67, 200]. Не рекомендуют нахождение иммуннокомпрометированных пациентов, кроме пациентов после ТКСК, в таких боксах [65, 203]. Хирургические пациенты, находящиеся в хирургических палатах, подвергаются риску инфицирования гораздо реже, чем гематологические пациенты. Поэтому, широкомасштабное использование очистки воздуха с НЕРА фильтрами в помещениях больницы не рекомендуют без необходимости, но для размещения восприимчивых пациентов (например, пациентов с ожогами и новорожденных) - это целесообразно [164].
Методы исследования поверхностей, проб воды и почвы
Присутствие грибов было оценено на поверхностях в тех же помещениях, где был отобран воздух. Чистоту поверхностей в больницах исследовали методом смыва со стен, потолков, вентиляционных решёток, радиаторов, оборудования, раковин, цветов, подоконников. Стерильным ватным тампоном, помещённым в пробирку с 1мл 0,9% стерильного водного раствора хлорида натрия, делали смыв площадью 100 см2. До взятия материала тампон не касался жидкости, а перед взятием его погружали в физиологический раствор. Допускалось увлажнение стерильного ватного тампона в физиологическом растворе, находящегося в отдельной стерильной ёмкости с сухой пробкой. Затем встряхивают тампон в пробирке с 1 мл физиологического раствора, отжимают его и производят посев смывной жидкости на питательные среды в чашках Петри (сусло-агар, Сабуро агар), растирая стерильным шпателем. Также, пробы с поверхностей отбирали методом отпечатков, при помощи слайдов на пластины со средой агар Сабуро с гентамицином и хлорамфениколом (рис. 4). После инкубирования, при тех же условиях, что и в вышеописанных методах, производили подсчет выросших колоний микромицетов на твердой питательной среде. Селективные среды (картофельный агар, среда Чапека) использовали для определения специфических микромицетов. На наличие микромицетов были исследованы применяемые в ЛПУ строительные материалы: краска, штукатурка, цементный раствор, побелка, гипс, древесина, обои, гипрок, кирпичная кладка и материалы звуко-теплоизоляций. Особое внимание было уделено местам с биоповреждениями, которые подвергались в прошлом воздействию влаги (места протечек, щели в наружных стенах зданий и сырые подвалы с нарушенной гидроизоляцией). Пробы материалов отбирали в герметичные стерильные полиэтиленовые пакеты, затем пробы растирали в стерильной ступке и взвешивали 1 г полученного порошка.
После этого, методом непосредственного посева высевали на питательные среды [16]. Для отбора проб воды использовали стерильные флаконы емкостью по 500 мл с притертой или резиновой пробкой. Предварительно проводили обжигание кранов пламенем горящего тампона, смоченного спиртом, и спускали воду в течение 10-15 мин при полностью открытом кране. Бумажный колпачок с пробкой снимали непосредственно перед заполнением флакона, не касаясь руками горлышка и пробки [10, 16]. В пустую, стерильную чашку Петри вносили 1 мл воды, куда затем добавляли 10-15 мл расплавленной (45С) агаризованной питательной среды с антибиотиками и тщательно перемешивали [28]. Инкубировали при t =28С и 37С до 21 дня. Образцы почвы засевали методом непосредственного посева на питательные агаровые среды с антибиотиками. Измельченную почву с помощью скальпеля в количестве 10-15 мг равномерно наносили на застывший агар. Все чашки инкубировали при t =28С и 37С до 21 дня, периодически просматривая посевы. Забор всех проб, производили с соблюдением правил стерильности [27]. Для определения активности применяемых дезинфектантов к выделенным микромицетам использовали метод серийных разведений.
Брали ряд пробирок, в первую из которых наливали 1,8 мл жидкой среды Сабуро, во все последующие - по 1 мл среды. Из пробирки, где находится исходный раствор дезинфектанта в первую пробирку (1,8 мл среды) добавляли 0,2 мл исходного рабочего раствора. Из первой пробирки приготовленного ряда (после тщательного перемешивания) 1 мл переносили в следующую пробирку и т.д. Титрование проводили в убывающих концентрациях, кратных двум. Ставили 3 контроля: контроль культуры (1 мл среды + 0,1 мл культуры гриба), контроль среды (1 мл) и контроль дез. средства в первом разведении (0,9 мл среды + 0,1 мл исходного разведения исследуемого вещества). Взвесь двухсуточной культуры дрожжеподобных грибов (Candida albicans) готовили в физиологическом растворе, густотой 10 единиц оптического стандарта мутности (ГИСК им. Тарасевича Л.А.), с последующим разведением этой взвеси в 100 раз (готовится рабочая взвесь). В каждую пробирку вносили по 0,1 мл рабочей взвеси культуры. Пробирки инкубировали при t=37C, 48 часов. Затем отмечали результаты титрования. Предварительно тест-культуры дрожжеподобных грибов выращивали на агаре Сабуро при температуре 37С в термостате.
Оценка работы систем вентиляции в операционных блоках
В обследованных ЛПУ была оценена работа систем вентиляций в помещениях 15 операционных. Отбор проб проводили в одних и тех же точках в течение всего периода исследования (рис. 13). Нами установлено, что количество проб воздуха, не содержащих спор грибов, резко снижается вблизи окон и дверей (10,5%.и 13,7% соответственно). В связи с этим, можно предположить, что грибы контаминанты попадают в операционные с током наружного воздуха через щели в окнах и из соседних помещений через двери, а также, отсутствует положительный перепад давления в особо чистых помещениях (класс А), по сравнению с чистыми помещениями (класс Б), положительный перепад обязателен в помещениях этого класса. Следовательно, системы вентиляции работают недостаточно эффективно. В помещениях обследованных операционных, системы вентиляции не были оснащены фильтрами тонкой очистки воздуха. Пробы воздуха отобрали в определённые моменты: до работы, во время работы, после уборки с применением дезинфектантов. Результаты мониторинга приведены в таблице 12. По нашим данным, количество проб, из которых выделяли микромицеты, было достоверно выше во время отбора в течение рабочего дня, чем после уборки или до работы (в 89,8% проб). При сравнении спектров микромицетов, выделенных из воздуха одного из операционных блоков, в течение рабочего дня, установлено, что количественный и качественный составы микобиоты в воздухе во время работы медицинского персонала, а также после уборки и в конце рабочего дня, практически не изменились (табл. 13). В ходе этого обследования было выделено 14 родов микромицетов, относящихся к III и IV группам патогенности (СП 1.3.2322 - 08) [33]. В пробах, взятых после уборки, количество спор некоторых грибов либо снизилось {A. fumigatus с 7,9 до 6,5 КОЕ/м3, A. niger с 8 до 5,6 КОЕ/м3, Trichoderma viride с 10 до 4 КОЕ/м3 воздуха), либо нивелировалось до нуля (A. nidulans, Aureobasidium pullulans, Rhizopus spp., Ulocladium chartarum), либо в 3-х случаях концентрации микромицетов не изменились {Alternaria alternata, Мис or racemosus, Scopulariopsis brevicaulis), а в 4-х случаях - возросла {A. flavus, A. oryzae, Acremonium spp., Cladosporium spp.). При сравнении концентраций микромицетов в оперблоке: во время работы и после уборки статистически достоверных различий не отмечено. По нашим данным, микромицеты -контаминанты постоянно присутствуют в больничных помещениях, несмотря на усилия персонала при приведении уборки и дезинфекции. Влияние ремонтных работ на концентрацию микромицетов в ЛПУ В обследованных лечебных учреждениях периодически проводили ремонтные работы в связи с авариями водопровода, протечками кровли, сырыми подвалами, также при монтировании нового оборудования. Так при проведении ремонта в помещениях операционного блока, аптеки, отделений и на лестницах в одном из многопрофильных учреждений, концентрации микромицетов во время ремонтных работ и после них, составили: а) Penicillium spp. в пробах воздуха, во время ремонта - 640 КОЕ/м3, после - 76 КОЕ/м3; в смывах во время ремонта - 980 КОЕ/дм2, после - 62 КОЕ/дм", в соскобах во время ремонта - 5000 КОЕ/г, после ремонта споры не обнаружены б) Alternaria alternata во время ремонта - 80 КОЕ/м3, после - 4 КОЕ/м3; в смывах во время ремонта 230 КОЕ/дм , после - 38 КОЕ/дм", соскобах во время ремонта 400 КОЕ/г, а после ремонта споры были не обнаружены в) A. flavus в воздухе не обнаружен, в смывах во время ремонта 20 КОЕ/дм", после 0 КОЕ/дм", соскобах во время - 60 КОЕ/г, а после ремонта споры были не обнаружены г) Trichoderma viride в воздухе во время ремонта - 240 КОЕ/м3, после - 4 КОЕ/м3; смывах во время ремонта - 30 КОЕ/дм , после - 3 КОЕ/дм", соскобах во время ремонта - 650 КОЕ/г, а после ремонта споры обнаружены не были д) Rhizopus spp. в воздухе во время ремонта - 20 КОЕ/м3, после - 0 КОЕ/м3; смывах во время ремонта - 3 КОЕ/дм", после - 0 КОЕ/дм", соскобах во время ремонта - 340 КОЕ/г, а после ремонта споры обнаружены не были е) Mucor racemosus в воздухе во время ремонта - 40 КОЕ/м3, после - 0 КОЕ/м3; в смывах не обнаружен, в соскобах во время ремонта - 2000 КОЕ/г, а после ремонта споры обнаружены не были. Из результатов исследования видно, что при проведении ремонтных работ существенно повышается концентрация микромицетов в помещениях ЛПУ. В пробах воздуха, отобранных после ремонта, количество спор грибов значительно снизилось, а в соскобах часто они не были обнаружены, это свидетельствует о качественном и своевременно проведенном ремонте. В пробах воздуха были обнаружены микромицеты Paecilomyces varioti во время ремонта - 88 КОЕ/м3, после - 20 КОЕ/м3; Chaetomium globosum во время ремонта - 40 КОЕ/м3, после - 8 КОЕ/м3, в смывах и соскобах микромицеты не обнаружены. Концентрации выделенных микромицетов обнаруженных в воздухе снижаются после окончания ремонтных работ, хотя определенное количество продолжает находиться в воздухе. Споры грибов Absidia corymbifera, Acremonium spp., Rhizomucor spp. были выделены только в соскобах пораженных поверхностей во время ремонта в концентрации до 1000 КОЕ/г, после ремонта они не были обнаружены.
