Содержание к диссертации
Введение
1 Обзор литературы 11
1.1 Галофильные микроорганизмы и места их обитания 11
1.2 Систематика и филогенетическое деление галофильных микроорганизмов . 15
1.3 Механизмы адаптации галотолерантных / галофильных микроорганизмов в солевых средах 17
1.4 Роль экзополисахаридов (ЭПС) в адаптации галофильных микроорганизмов . 19
1.5 Биотехнологический потенциал галофильных бактерий и их практическое применение 21
1.5.1 Состав и структура полисахаридов галофилов, а также их свойства и области применения 22
1.5.1.1 ЭПС грамотрицательных галофильных микроорганизмов 22
1.5.1.2 ЭПС грамположительных галофильных микроорганизмов 32
1.5.1.3 Состав, структура и применение ЭПС галофильных архей 35
1.5.1.4 Липополисахариды (ЛПС) грамотрицательных галофильных микроорганизмов 36
1.5.2 Деградация нефтяных углеводородов галофильными микроорганизмами-продуцентами ЭПС . 37
1.5.3 Биоремедиация загрязненных тяжелыми металлами морских сред с помощью галофильных микроорганизмов, продуцирующих ЭПС . 40
2 Материалы и методы исследования 43
2.1 Оборудование, использованное при проведении исследований 43
2.2 Методы выделения и идентификации продуцирующих полисахариды галофильных микроорганизмов 44
2.3 Оптимизация условий выращивания микроорганизмов для увеличения выхода ЭПС 49
2.4 Методы выделения гликополимеров микроорганизмов 50
2.4.1 Выделение и фракционирование ЭПС 50
2.4.2 Выделение ЛПС грамотрицательных бактерий 51
2.4.3 Выделение О-специфических полисахаридов 52
2.5 Аналитические методы 52
2.5.1 Хроматографические методы 52
2.5.2 Колориметрические методы 53
2.5.3 Электрофорез ЛПС в полиакриламидном геле (ПААГ) 53
2.5.4 ЯМР-спектроскопия 54
2.6 Характеристика реологических свойств и эмульгирующей активности ЭПС . 54
2.7 Исследование деструктивной активности галофильных микроорганизмов по отношению к нефтяным углеводородам 55
2.8 Методы исследования толерантности микроорганизмов к тяжелым металлам . 56
3 Результаты и их обсуждение 57
3.1 Изоляция и идентификация галофильных микроорганизмов – продуцентов полисахаридов . 57
3.1.1 Изоляция полисахаридпродуцирующих микроорганизмов и характеристика культурально-морфологических свойств . 57
3.1.2 Идентификация таксономической принадлежности галофильных полисахаридпродуцирующих микроорганизмов 65
3.1.3 Таксономические исследования штаммов продуцентов ЭПС 70
3.2 Оптимизация условий выращивания галофильных микроорганизмов по продукции ЭПС 81
3.2.1 Влияние продолжительности культивирования микроорганизмов на динамику накопления биомассы и продукцию ЭПС . 81
3.2.2 Влияние концентрации соли на рост микроорганизмов и продукцию ЭПС . 83
3.2.3 Влияние кислотности среды выращивания на рост микроорганизмов и продукцию ЭПС 86
3.2.4 Влияние температуры инкубации на секрецию ЭПС и рост микроорганизмов 89
3.2.5 Влияние вида источника углерода на рост микроорганизмов и продукцию ЭПС 92
3.2.6. Влияние концентрации источника углерода на рост галофильных микроорганизмов и продукцию ЭПС 95
3.3 Исследование состава ЭПС галофильных микроорганизмов 100
3.4 Исследование структурных особенностей гликополимеров поверхности галофильных микроорганизмов . 106
3.4.1 Исследование структур ЭПС Chromohalobacter salexigens EG1QL3 и Bacillus licheniformis EG1QL30 . 106
3.4.2 Исследование структуры О-специфических полисахаридов (ОПС) Halomonas ventosae RU5S2EL 111
3.5 Изучение физико-химических свойств ЭПС 117
3.5.1 Исследование эмульгирующей активности микробных полисахаридов галофильных бактерий . 117
3.5.2 Исследование кинематической вязкости водных растворов ЭПС галофильных бактерий 123
3.6 Изучение чувствительности полисахаридпродуцирующих микроорганизмов к тяжелым металлам в среде выращивания 125
3.7 Исследование способности галофильных полисахаридпродуцирующих микроорганизмов к деградации нефти 136
Заключение 146
Список сокращений 150
Список использованных источников 152
Приложение 191
- Роль экзополисахаридов (ЭПС) в адаптации галофильных микроорганизмов
- Изоляция полисахаридпродуцирующих микроорганизмов и характеристика культурально-морфологических свойств
- Влияние концентрации источника углерода на рост галофильных микроорганизмов и продукцию ЭПС
- Исследование способности галофильных полисахаридпродуцирующих микроорганизмов к деградации нефти
Роль экзополисахаридов (ЭПС) в адаптации галофильных микроорганизмов
ЭПС представляют собой высокомолекулярные углеводсодержащие биополимеры, которые синтезируются микроорганизмами на поверхности клетки в составе капсулы, либо в виде слабо связанных с клеткой слизей. Данные биополимеры участвуют в межклеточной адгезии, защите клеток от замерзания и высушивания, образовании биопленок, выступают в качестве факторов патогенности и вирулентности, а также в качестве дополнительных источников углерода и т. д. (Kanekar et al., 2017; Casillo et al., 2018).
ЭПС подразделяют на две основные группы: гомополисахариды и гетерополисахариды. Первую группу составляют полисахариды, построенные из одного вида моносахаридных остатков, например, леван или декстран (Finore et al., 2014). Гетерополисахариды имеют в своем составе повторяющееся звено, которое включает несколько различных моносахаридов. Микробные гетерополисахариды в основном состоят из повторяющихся звеньев, содержащих от 2 до 8 моносахаридных остатков.
Наиболее распространенными моносахаридными единицами, встречающимися в составе ЭПС морских микроорганизмов, являются пентозы D-арабиноза, D-рибоза и D-ксилоза; гексозы D-глюкоза, D-галактоза, D-манноза, D-аллоза, L-рамноза и L-фукоза; аминосахара D-глюкозамин и D-галактозамин, D-глюкуроновая и D-галактуроновая кислоты. Также в ЭПС были обнаружены органические и неорганические заместители, среди которых остатки фосфорной, серной, янтарной, уксусной и пировиноградной кислот (Kenne & Lindberg, 1983). ЭПС выполняют много важных функций, основанных на их структуре и составе. Производство ЭПС способствует росту и выживанию микроорганизмов и сообществ, в которых они живут (Costa et al., 2018).
ЭПС вырабатываются в ответ на биотический стресс (например, конкуренцию), абиотические стрессовые факторы (например, температуру, интенсивность света, рН, соленость) и/или в качестве стратегии адаптации к экстремальной среде, как в случае ацидофильных или термофильных видов, принадлежащих к доменам бактерий и архей (Donot et al., 2012; Finore et al., 2014; Gugliandolo et al., 2015). Действительно, производство ЭПС - это процесс, который требует заметных затрат энергии, но это запасание источника углерода, которое окупается при выживании в экстремальных условиях (Poli et al., 2010; Finore et al., 2014).
Большинство функций, приписываемых ЭПС, носит защитный характер.
Они могут помочь микробным сообществам переносить экстремальные условия температуры, солености и доступности питательных веществ, создавая границу между бактериальными клетками и их ближайшим окружением (Arena et al., 2009; Gugliandolo et al., 2015). У микроорганизмов эволюционно сформировалось несколько способов выживания в условиях высокой засоленности водной среды или почв. Продукция ЭПС - важная стратегия для сохранения влаги, которая необходима в почве микроорганизмам для растворения питательных субстратов, обеспечения протекания гидролитических реакций. Сами ЭПС могут защищать клетки от действия токсических веществ, антибиотиков. Микробные внеклеточные полимеры представляют собой весьма разнообразные соединения с множеством функций, которые зависят от их состава и структуры (Cuadros, 2017; Costa et al., 2018).
Физиологическая роль ЭПС определяется еще и условиями экологической ниши, из которой были изолированы микроорганизмы (Poli et al., 2010; Finore et al., 2014). Например, исследования микробных сообществ морского льда обнаружили бактерии, у которых ЭПС играли важную роль в криопротекции (Collins et al., 2008; Poli et al., 2010).
Гидратированные биопленки с участием большого количества ЭПС обеспечивают стабильность среды, в которой внеклеточные гидролазы могут сохранять высокую активность, разрушая сложные органически вещества до простых, доступных для поддержания роста микроорганизмов (Decho, 1990; Decho & Herndl, 1995; Poli et al., 2010). ЭПС играют значительную роль в образовании биопленок благодаря своим свойствам, таким как гидрофильность, способность к сорбции неорганических ионов. Они служат источником питательных веществ и защитным барьером (Nwodo et al., 2012; Kanekar et al., 2017), играют важную роль в детоксикации химических веществ и влияют на специфические свойства биопленок (Mosharaf et al., 2018).
Изоляция полисахаридпродуцирующих микроорганизмов и характеристика культурально-морфологических свойств
Интерес к исследованию микроорганизмов, существующих в экологических нишах со сложными, порой экстремальными для их выживания условиями, связан с интересом к метаболитам этих микроорганизмов, позволяющим адаптироваться к воздействию негативных факторов. Эти метаболиты разнообразны по природе и обладают, как правило, высокой физиологической активностью. Микробное население соленых и соляных озер, которые к тому же часто подвергаются техногенному загрязнению, является неистощимым источником для изоляции уникальных микроорганизмов - продуцентов, в том числе, полисахаридов (Biswas & Paul, 2014; Casillo et al., 2018).
С целью изоляции перспективных в отношении продукции ЭПС штаммов микроорганизмов был проведн сбор образцов (см. раздел 2.1) из соленых озер Карун (Эль-Файюм, Египет) и Эльтон (Волгоградская область, Россия). Из восьми образцов соли оз. Карун было выделено 78 изолятов микроорганизмов, из которых 39 оказались продуцентами ЭПС. Из 26 изолятов, выделенных из трех различных соляных проб оз. Эльтон, ЭПС продуцировали 10 изолятов (табл. 3.1). Микроорганизмы – изоляты отбирали по способности на агаризованной среде S-G формировать мукоидные колонии (рис. 3.1). Микробные клетки из мукоидных колоний окружены слоем слизистого материала по данным ТЭМ (рис. 3.2). Микроскопическое исследование показало, что клетки большинства изолятов представляют собой короткие либо длинные палочки, кроме трх штаммов микроорганизмов первой группы, которые являются плейоморфными (EG4QL54, EG3QL57) и кокками (RU2EL38), а также три штамма бактерий третьей группы, которые были кокками (EGP5QL1, RU1EL6) и диплококками (EGP1QL18) (табл. 3.1).
Подобные результаты получены в работах Hezayen и др. (2001), где сообщалось о том, что для некоторых галофильных микроорганизмов характерен полиморфизм клеток. Среди экстремально галофильных бактерий встречаются чрезвычайно разнообразные виды микроорганизмов с широким физиологическим адаптационным потенциалом (Rodriguez-Valera et al., 1983; Tindall et al., 1984), и высокой степенью морфологической изменчивости (Javor et al., 1982; Hezayen et al., 2001).
Как видно из данных таблицы 3.1 большинство изолятов 2-4 групп имели белую, бежевую, кремовую или редко желтую окраску, в группе 1 – все культуры образуют розовые, оранжевые, ярко-красные колонии (рис. 3.1). Среди ослизннных изолятов грамположительных бактерий было приблизительно в два раза больше, чем грамотрицательных: 32 изолята были грамположительными и 17 грамотрицательными. 23 изолята были спорообразующие и 26 - неспорообразующие, 42 подвижные и 7 неподвижные.
На основе способности к росту при различных концентрациях соли изоляты были разделены на 4 группы (табл.3.1). К группе 1 отнесены 7 изолятов, способных расти при концентрации соли 25% - экстремальные галофилы; группа 2 - пограничные экстремальным включает 8 изолятов, способных расти при концентрации соли 15%; группа 3 включает 15 изолятов, растущих при концентрации соли 10%; и группа 4 включает 19 изолятов, способных расти при концентрации соли 5%. Кроме того, все изоляты были тестированы для выявления оптимальных концентраций NaCl для роста микроорганизмов. Однако, внутри групп существует дифференциация штаммов по отношению к соли: 3 изолята из группы I не растут при концентрации соли ниже 25%; 4 других изолята способны расти при 15% NaCl, но не при 10, 5 и 0%; и изолят RU2EL38 может расти при 15 и 10% NaCl, но не при 5 и 0% NaCl. Но, несмотря на эту дифференциацию, все эти изоляты в группе I можно рассматривать как экстремальные галофилы (табл. 3.2 и 3.3, рис. 3.3). Напротив, 9 изолятов в группах II, III и IV могут расти при концентрациях от 0% (сильно) до 10% NaCl. Эти изоляты являются слабыми галофилами. Стоит отметить, что еще 9 изолятов в группах II, III и IV могут расти в широком диапазоне концентраций соли, и они могут рассматриваться как факультативные галофилы. Остальные микроорганизмы в группах II, III и IV (24 изолята) могут расти при концентрациях от 0% до 15% NaCl с различной активностью роста, эти изоляты -умеренные галофилы (табл. 3.2 и 3.3).
Изоляты были охарактеризованы по продукции ЭПС, которая существенно различалась у разных штаммов (от 0,1 до 13,7 мг в мл культуральной среды (табл. 3.1)). Проведенный скрининг характеризует способность к продукции ЭПС выделенных штаммов только в общих чертах, так как у этих микроорганизмов выход ЭПС может быть более высоким при оптимизации условий их культивирования. Следует отметить, что уровень продукции ЭПС исследуемыми изолятами согласуется с таковым для галофильных бактерий, исследуемых другими авторами (Fang et al., 2013). Для дальнейших исследований из каждой группы микроорганизмов отбирали изоляты (всего 17 штаммов) с максимальной продукцией ЭПС, а также по их способности расти при различных концентрациях соли и фенотипическим различиям (табл. 3.1). Поскольку группы различались количеством отнесенных к ним штаммов, то из первой и второй групп было отобрано по три и два изолята – EG3QL57, EG3QL50, RU2EL38 и EG1QL3, EGP4QL47 соответственно. Из третьей группы были отобраны пять изолятов – EG1QL30, EGP5QL12, EGT5QL15, EG2QL8 и EGT2QL36, а из четвертой – семь: EG1HP4QL, RU2EL4, EGP5QL39, RU3EL3, RU5S2EL, RU2EL1 и EG33S7QL.
Влияние концентрации источника углерода на рост галофильных микроорганизмов и продукцию ЭПС
В ряде исследований по получению ЭПС микробного происхождения показано, что синтез ЭПС стимулируется избытком углеводов в среде, и наоборот, снижение концентрации углеводов снижает их выход (Van Geel-Schutten et al., 1998; De Vuyst & Degeest, 1999). Показано, что выход ЭПС Bacillus sp. ZBP4 был увеличен в 6 раз с увеличением концентрации источника углерода с 1 до 6%. Однако в ряде случаев оптимальная концентрация субстрата варьируется в зависимости от отдельных штаммов микроорганизмов (Ergene & Avc, 2017). Существуют микроорганизмы, такие как Rhizobium rodiobacter, требующие гораздо более высоких концентраций субстрата (Zhou et al., 2014).
После выявления на предыдущем этапе исследования источника углерода для максимального выхода ЭПС провели подбор оптимальных концентраций углеводов для каждого штамма. Варьировали концентрации углеводов в интервале от 1 до 4 %.
Так для культуры H. caseinilytica EG33S7QL установлено, что максимальный выход ЭПС имеет место в присутствии 2 и 3% лактозы (выход ЭПС 3 г/л), но максимальная продукция биомассы наблюдается при концентрации лактозы 1% (рис. 3.12 А). При концентрации сахарозы 3% максимальный выход ЭПС наблюдается у культур: H. ventosae RU5S2EL (3,4 г/л) (рис. 3.12 Б); C. salexigens EG1QL3 (10,5 г/л) (рис. 3.12 В); B. licheniformis EG1QL30 (9,6 г/л) (рис. 3.12 Г); B. halotolerans RU2EL4 (4,0 г/л) (рис. 3.12 Ж); Hb. dabanensis EG1HP4QL (6,3 г/л) (рис. 3.12 З).
Максимальный выход ЭПС (6 г/л) бактерий B. subtilis EGP5QL12 был получен при концентрации 4% источника углерода смеси сахарозы и глюкозы= (1:1), (рис. 3.12 Д), а у бактерий Sb. aidingensis EG2QL8 выход ЭПС (1,8 г/л) достигался при концентрации сахарозы 2% (рис. 3.12 И).
Штамм Ht. saccharevitans EG3QL57 максимальный выход ЭПС (2,4 г/л) давал на среде с сахарозой в концентрации 1% (рис. 3.12 К).
Следует отметить, что во многих исследованиях по оптимизации условий культивирования микроорганизмов максимальная продукция биомассы не совпадала с максимальным выходом ЭПС и наблюдалась, например, при меньших концентрациях источника углерода.
Полученные нами результаты исследований согласуются с литературными данными по концентрациям используемых источников углерода (Larpin et al., 2002; Zhang et al., 2015). Такое расхождение продукции ЭПС и накопления биомассы может свидетельствовать о стрессовом состоянии продуцентов ЭПС, биосинтез которых может являться фактором адаптации к осмотическому шоку.
Для того, чтобы оценить физиологическое состояние клеток в оптимальных по продукции ЭПС условиях, исследовали дополнительные функции, характерные для некоторых галофильных штаммов, в частности способность продуцировать внеклеточные ферменты. Для оценки физиологического состояния микроорганизмов исследовали активность внеклеточных ферментов – протеазы и липазы у культур Hbt. salinarum EG3QL50 (ранее HP25), Hb. dabanensis EG1HP4QL и Virgibacillus massiliensis EGT5QL15. Выбор тест культур был обусловлен их принадлежностью к разным группам по устойчивости к засоленности среды.
Бактерии культивировали в условиях оптимальных для продукции ЭПС с добавлением к среде выращивания в тестах на протеазы обезжиренного молока(2,5%, мас./об.), а в тесте на липазы –Твина 80 (1%) (рис. 3.13).
Оценивали уровень протеазной и липазной активностей в культуральной жидкости микроорганизмов после осаждения клеток. Образование зон лизиса на чашках с агаром и обезжиренным молоком культурами штаммов Hbt. salinarum EG3QL50 и Hb. dabanensis EG1HP4QL с диаметром 39 и 37 мм соответственно, и отсутствие таковых у штамма Virgibacillus massiliensis EGT5QL15 указывает на высокую активность внеклеточных протеаз у первых двух штаммов. На чашках с агаром и Твином80 отсутствуют зоны лизиса у культур Hbt. salinarum EG3QL50 и Hb. dabanensis EG1HP4QL, в то время как клетки Virgibacillus massiliensis EGT5QL15 образует зону лизиса 40 мм, что указывает на активность липазы у последней.
Таким образом, выявленная активность продукции внеклеточных энзимов (протеазы и липазы) свидетельствует о достаточно высокой энергетической обеспеченности клеток и активно осуществляемых ими метаболических процессах, что позволяет говорить об отсутствии стресса у микроорганизмов в оптимальных для продукции ЭПС условиях.
Результаты оптимизации условий выращивания исследуемых микроорганизмов по продукции ЭПС суммированы в таблице 3.5.
Исследование способности галофильных полисахаридпродуцирующих микроорганизмов к деградации нефти
Добыча и переработка сырой нефти, транспортировка ее на большие расстояния, в том числе по дну озер и морей, делает углеводороды основными загрязнителями в морской среде (Deppe et al., 2005; Lefebvre & Moletta 2006; Castillo-Carvajal et al., 2014). Кроме того, нефть поступает в море за счет естественных выходов из разломов земной коры в объемах, измеряемых сотнями тысяч тонн в год (Израэль & Цыбань, 1989). В то же время очистка от углеводородов соленых и гиперсоленых сред представляет значительную трудность, так как физико-химические методы удаления соли энергозатратны, а выживаемость микроорганизмов - деструкторов нефти, не адаптированных к экстремальным условиям, низкая. Поэтому эффективным альтернативным способом является использование галофилов, которые способны противостоять высоким концентрациям соли (Margesin & Schinner, 2001; Le Borgne et al., 2008; Fathepure, 2014).
Наиболее успешными в плане деградации нефти могут быть микроорганизмы, обладающие множественной устойчивостью к тяжелым металлам, так как нефть содержит, как правило, значительные их количества (Shtangeeva, 2006). А кроме того, продукция ЭПС для таких микроорганизмов-деструкторов является дополнительным фактором, содействующим их выживанию в экстремальных условиях нефтяного загрязнения: ЭПС наряду с защитной функцией могут эффективно эмульгировать толуол и другие ароматические углеводороды, могут действовать как биосурфактанты, увеличивая площадь поверхности гидрофобных соединений, улучшая их дисперсию и биодоступность (Banat, 1995; Kazy et al., 2002; Nichols et al., 2005; Abbasi & Amiri, 2008).
Сумма факторов: устойчивость к соли, тяжелым металлам и продукция ЭПС позволили предположить наличие у исследуемых микроорганизмов способности к утилизации нефти. На первом этапе выполнено тестирование способности всех отобранных культур к росту на сырой нефти в качестве единственного источника углерода (Bushnell & Haas, 1941). Исследования проводили двумя способами – на твердой минеральной среде под каплей сырой нефти и в жидкой среде с добавлением 1% сырой нефти. Эксперименты показали (рис. 3.31), что все штаммы, кроме B. halotolerans RU2EL4, способны размножаться на поверхности агаризованной среды под каплей сырой нефти, как единственного источника углерода. Высокую активность в разложении нефти проявила культура H. caseinilytica EG33S7QL, также активно росли штаммы C. salexigens EG1QL3, B. subtilis EGP5QL12 и Sb. aidingensis EG2QL8.
Как показано на рисунке 3.32 сырая нефть с микробными культурами по итогам 12 дней культивирования в жидкой минеральной среде была утилизирована в разной степени: в колбах с H. caseinilytica EG33S7QL, H. ventosae RU5S2EL, B. licheniformis EG1QL30, В.subtilis EGP5QL12 и Sb. aidingensis EG2QL8 нефть была полностью эмульгирована, тогда как культурами Hb. dabanensis EG1HP4QL и Ht. saccharevitans EG3QL57 нефть эмульгирована лишь частично, и, наконец, коагулирована в культурой C. salexigens EG1QL3.
Микроскопическое исследование (рис. 3.33) всех штаммов показало, что в случае H. caseinilytica EG33S7QL, H. ventosae RU5S2EL, B. licheniformis EG1QL30, B. subtilis EGP5QL12 и Hb. dabanensis EG1HP4QL центр нефтяных капель был занят микроорганизмами, и было обнаружено, что микробные клетки вблизи капель нефти очень подвижны и не образуют каких-либо агрегатов.
C. salexigens EG1QL3 при наличии подвижности клеток по периферии центра капель нефти не занимал, в то время как штаммы Sb. aidingensis EG2QL8 и Ht. saccharevitans EG3QL57 оккупировали, главным образом, центр капель нефти. Выявленные особенности могут быть связаны с различиями в эмульгирующей активности синтезирующихся микроорганизмами ЭПС, а также с различной потребностью клеток в кислороде (Миронов, 1985; 2002).
Сырая нефть классифицируется в соответствии с составом и представленностью фракций, образующихся при ее дистилляции: парафинов, нафтенов или ароматических углеводородов, а также в соответствии с относительными пропорциями компонентов по молекулярным массам: легких, средних или тяжелых (Atlas, 1981).
Алканы (парафины) являются основным компонентом нефтяных углеводородов (Hassanshahian et al., 2012; Wang & Shao, 2013).
Характеристика исследуемых культур по активности деградации сырой нефти, а также ее фракций, представлена в таблице 3.13. Наибольший процент деградации сырой нефти показал штамм H. caseinilytica EG33S7QL (68%), которому уступают в этом плане Hb. dabanensis EG1HP4QL, B. subtilis EGP5QL12, C. salexigens EG1QL3, B. licheniformis EG1QL30 и Ht. saccharevitans EG3QL57, H. ventosae RU5S2EL и Sb. aidingensis EG2QL8 в порядке убывания процента деградации в небольшом интервале величин от 35,4 до 23,3%. Анализ остаточной нефти (табл. 3.13) показал, что все основные фракции нефти всеми культурами подвергаются микробной деградации: парафины, нафтены, моно-, би- и полициклические ароматические углеводороды, а также спиртобензольные смолы, но в каждом случае есть лидирующие штаммы. H. caseinilytica EG33S7QL, Hb. dabanensis EG1HP4QL, B. subtilis EGP5QL12 более успешны в разложении парафинов.
В случае деградации нафтенов лидирует культура C. salexigens EG1QL3, затем H. caseinilytica EG33S7QL и Hb. dabanensis EG1HP4QL. Лучшим в утилизации моноциклических ароматических углеводородов является H. caseinilytica EG33S7QL, за которым следует штамм H. ventosae RU5S2EL. Штамм H. caseinilytica EG33S7QL лучше разлагает би- и полициклические ароматические углеводороды, в тройке лидеров также C. salexigens EG1QL3 и Hb. dabanensis EG1HP4QL.