Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 35
1.1.Современное состояние лабораторной диагностики коклюшной инфекции 35
1.1.1.Микробиологическая характеристика бактерий рода Bordetella, вызывающих коклюш и коклюшеподобные заболевания 37
1.1.2. Методы лабораторной диагностики коклюшной инфекции 39
1.2.Современное состояние лабораторной диагностики дифтерийной инфекции 52
1.2.1.Микробиологическая характеристика бактерий рода Corynebacterium, вызывающих дифтерию и дифтериеподобные заболевания 55
1.2.2.Методы лабораторной диагностики дифтерийной инфекции 59
Результаты собственных исследований
Глава 2. Совершенствование генодиагностики коклюша 67
2.1.Оптимизация метода ускоренной диагностики коклюша на основе изотермической амплификации (LAMP) 67
2.2.Оценка аналитической надежности разработанного метода 70
2.3. Оценка валидности разработанного метода 74
2.4.Результаты применения разработанного метода для обследования больных на разных сроках от начала заболевания, при различных формах клинического течения и на фоне антибиотикотерапии, а также детей в возрасте до 1 года 79
2.5.Результаты применения разработанного метода для обследования контактных лиц в эпидемических очагах и в организованных коллективах с длительно кашляющими детьми 82
2.6.Результаты применения разработанного метода для обследования семейных очагов коклюшной инфекции 87
Глава 3. Разработка метода генодиагностики дифтерийной инфекции на основе изотермической амплификации (LAMP) 94
3.1. Разработка метода ускоренной генодиагностики для выявления ДНК возбудителя дифтерии 94
3.2.Оценка аналитической чувствительности разработанного метода генодиагностики 99
3.3.Оценка аналитической специфичности разработанного метода генодиагностики 101
3.4.Апробация метода генодиагностики в модельных экспериментах на иммитантах клинических образцов 102
Глава 4. Разработка метода генодиагностики дифтерийной инфекции на основе мультиплексной ПЦР 105
4.1.Разработка метода генодиагностики в мультиплексном формате для выявления ДНК возбудителя дифтерии 105
4.2.Оценка аналитической специфичности разработанных вариантов метода генодиагностики 115
4.3. Результаты апробации метода генодиагностики на иммитантах клинических образцов 120
Заключение 125
Выводы 138
Практические рекомендации 140
Перспективы дальнейшей разработки темы 141
Список сокращений 142
Список литературы 143
- Методы лабораторной диагностики коклюшной инфекции
- Оценка валидности разработанного метода
- Разработка метода ускоренной генодиагностики для выявления ДНК возбудителя дифтерии
- Результаты апробации метода генодиагностики на иммитантах клинических образцов
Методы лабораторной диагностики коклюшной инфекции
В связи с трудностью клинического распознавания коклюша на этапе оказания амбулаторно-поликлинической помощи населению, проблема лабораторной диагностики приобрела особую значимость в современных условиях. В последние годы в структуре заболеваемости увеличивается доля легких и стертых форм клинического течения среди детей старшей возрастной группы и взрослых, а также форм коклюша, смешанных с вирусно бактериальными респираторными инфекциями, что значительно затрудняет диагностику, особенно на ранних стадиях развития болезни [6, 9, 20, 93, 97, 98, 196, 242]. При постановке диагноза учитываются хaрaктерные клинические проявления заболевания, дaнные эпидемиологического анамнеза, а также результаты лабораторных исследований [25, 91, 104]. Случаи бактерионосительства B.pertussis устанавливают на основании выделения культуры возбудителя коклюша или его ДНК. Бактерионосителями являются практически здоровые лица, активно выделяющие возбудителя инфекционного заболевания [104].
В соответствии с действующими нормативными документами [26, 30, 104], лабораторное обследование лиц с подозрением на коклюш проводят либо с диагностической целью, либо по эпидемическим показаниям для своевременного выявления больных. На исследование направляют каждого ребенка, кашляющего в течение семи дней и более, а также каждого взрослого при пoдoзрении на кoклюш и / или при наличии кoнтакта с бoльным кoклюшем, работающих в организациях / учреждениях открытого / закрытого типа с временным / постоянным пребыванием детей. Согласно действующим санитарно эпидемиологическим правилам [104] лабораторная диагностика коклюша проводится с помощью бактериологического, серологического и молекулярно-генетического методов исследования, выбор которых определяется сроком заболевания. Бактериологическое исследование осуществляют в течение первых 2 - 3-х недель от начала заболевания. Молекулярно-генетический метод исследования с помощью ПЦР наиболее эффективен на 1 - 4-й неделях от начала заболевания. Серологическую диагностику коклюша методом ИФА применяют, начиная с 3-й недели заболевания, для определения уровня специфических противококлюшных антител классов IgA, IgM, IgG.
Вместе с тем следует отметить, что разработке методов лабораторной диагностики коклюшной инфекции уделяется пристальное внимание, как в нашей стране, так и за рубежом. Анализ литературных данных показал этапность создания методов лабораторной диагностики, которая осуществлялась в двух направлениях:
-обнаружение возбудителя или его ДНК / антигенов в исследуемом биологическом материале, полученном от пациентов;
- выявление специфических антител к возбудителю коклюша в исследуемых биологических жидкостях (сыворотке крови человека, слюне).
Первое направление лабораторной диагностики представлено группой прямых методов, к которой относят бактериологический, молекулярно-генетический и экспресс-методы (РНИФ, РКОА, ИФА).
Второе направление включает в себя группу непрямых методов и представлено многочисленными иммунологическими реакциями: реакция связывания комплемента (РСК), РА, реакция пассивной гемагглютинации (РПГА), РНГА, реакция латекс-микроагглютинации, ИФА.
Бактериологический метод считается «золотым стандартом» в лабораторной диагностике коклюшной инфекции. Данный метод предусматривает выделение возбудителя заболевания из патологического материала при его посеве на селективные плотные питательные среды, дальнейшее культивирование с целью накопления чистой культуры микроорганизма и проведение идентификации по культурально-морфологическим, тинкториальным, биохимическим и антигенным свойствам. Однако бактериологическое исследование имеет целый ряд недостатков [29, 123]. Во-первых, низкая эффективность выделения B.pertussis в практических условиях, которая не превышает 10 % - 20 %, что обусловлено как биологическими особенностями самого возбудителя (требователен к качеству питательных сред и условиям культивирования) [111, 123], так и недостатками на преаналитическом этапе исследования (допускаемые медицинскими работниками ошибки технического характера при заборе патологического материала, несоблюдение условий и правил транспортирования клинического материала). Во-вторых, само исследование требует продолжительного времени (от 5 до 8 дней) и высокой квалификации персонала. В-третьих, так как бактерии B.pertussis биохимически малоактивны, то возникают сложности на этапе идентификации микроорганизма при изучении его ферментативных свойств. Кроме того, сероидентификацию (серотипирование) коклюшного микроба в современных условиях провести невозможно по причине отсутствия с 2013 года производства коммерческих наборов с диагностическими агглютинирующими сыворотками. Наряду с этим, результативность этой диагностики зависит и от сроков обследования пациентов от начала заболевания и приема антибактериальных препаратов до обследования [250]. Поэтому применение бактериологического исследования ограничено его использованием в период спазматического кашля (2 - 3-я недели болезни) и до начала приема антибактериальных препаратов. Но, несмотря на перечисленные недостатки, бактериологический метод позволяет проводить мониторинг штаммов возбудителя коклюша с оценкой их фенотипических, в том числе определение чувствительности к антибиотикам, и молекулярно-генетических свойств при осуществлении эпидемиологического надзора за коклюшной инфекцией.
Как было отмечено выше, правильность проведения преаналитического этапа иследования существенно влияет на результативность лабораторной диагностики и, в большей мере, именно бактериологической. Поскольку B.pertussis колонизирует клетки реснитчатого эпителия верхних и нижних дыхательных путей, то материал для бактериологического посева забирается с участка респираторного тракта, выстланного цилиарным эпителием. Таким образом, в качестве исследуемого объекта выступает осаждающаяся при кашле на задней стенке ротоглотки слизь из верхних дыхательных путей.
В России забор материала для бактериологического исследования производится двумя заднеглоточными тампонами – сухим и влажным [26, 30, 104]. Это объясняется тем, что при взятии материала с помощью сухого тампона происходит стимулирование и усиление кашля, что, в свою очередь, повышает вероятность содержания жизнеспособного коклюшного микроба на влажном тампоне. Клинический материал с сухого тампона засевают на селективную питательную среду у «постели больного», а с влажного – после доставки его в лабораторию. Реже применяется метод «кашлевых пластинок», который используется только при проведении обследования с диагностической целью и при наличии кашля у пациента.
Согласно рекомендациям ВОЗ и CDC материалом для исследования является мазок со слизистой нижнего носового хода, для взятия которого используется назофарингеальный тампон, или носоглоточный аспират [149, 251]. На наш взгляд, такой способ забора материала является технически более сложным и наиболее травматичен для детей раннего возраста. Отечественными исследователями было проведено сравнение эффективности бактериологического метода в зависимости от способа взятия материала с помощью назофарингеального и заднеглоточного тампонов [5]. Анализ показал, что использование только одного из способов взятия материала уменьшает высеваемость B.pertussis на 8,3 %, а одновременное применение обоих способов – повышает эффективность бактериологического метода, но приводит к увеличению стоимости исследования.
Следует отметить тот факт, что большое значение имеют сроки и температурный режим траспортировки исследуемого материала в лабораторию с момента его взятия. Оптимальным считается доставка биологических проб в течение 2 - 4 часов с поддержанием температуры на уровне 37 С [26, 30]. При несоблюдении условий транспортирования процент положительных результатов бактериологического исследования существенно снижается за счет утраты коклюшным микробом жизнеспособности [205]. Вопрос о целесообразности использования транспортных сред на этапе доставки патологического материала в лабораторию в настоящее время остается открытым.
Оценка валидности разработанного метода
В исследование было включено 329 пациентов в возрасте от 27 дней до 40 лет, госпитализированных в ГБУЗ «ИКБ № 1 ДЗМ» в период с января 2013 года по декабрь 2016 года.
Клинический диагноз устанавливался врачами-инфекционистами в соответствии с принятыми протоколами ведения больных. Обследование пациентов проведено с использованием двух методов: метода сравнения и разработанного метода. В качестве метода сравнения использовали коммерческий диагностический тест по выявлению специфических фрагментов генома B.pertussis методом ПЦР-РВ.
В соответствии с эпидемиологическим анамнезом, анамнезом заболевания, клинической картиной болезни и результатами лабораторного обследования, проведенного методом сравнения, пациенты были разделены на две группы.
В I группу включено 252 больных в возрасте от 0 месяцев до 30 лет, у которых при постановке клинического диагноза в качестве основного заболевания фигурировал «Коклюш» и при использовании метода сравнения в образцах клинического материала была обнаружена ДНК B.pertussis.
Возраст пациентов I группы: от 0 до 12 месяцев – 165 (65,5 %) человек, от 1 года до 7 лет – 68 (27 %) человек, от 7 до 18 лет – 12 (4,7 %) человека, 18 лет и старше – 7 (2,8 %) человек, то есть основную группу составили дети в возрасте от 0 до 12 месяцев (медиана 4 месяца).
Тяжесть и течение коклюша оценивали согласно общепринятой классификации, в соответствии с которой у 41 (16,3 %) больного коклюш протекал в легкой, у 186 (73,8 %) – в среднетяжелой, у 24 (9,5 %) – в тяжелой, у 1 (0,4 %) – в стертой формах (Таблица 8). Следует отметить тот факт, что степень тяжести течения коклюша зависела от возраста больного. Тяжелые формы были только у детей в возрасте 0 - 12 месяцев, в то время как взрослые переболевали коклюшем исключительно в легкой форме, а дети ясельного, дошкольного и школьного возрастов – в меньшей степени в стертой или легкой (17 пациентов; 6,8 %) и в большей степени в среднетяжелой (63 пациента; 25 %) формах. У 49 (19,4 %) больных наблюдали осложненное течение коклюша. При этом у 43 (87,8 %) пациентов отмечали развитие осложнений, связанных с присоединением вторичной инфекции со стороны бронхо-легочной системы (бронхит, бронхиолит, пневмония), у 5 (10,2 %) – осложнений, обусловленных действием возбудителя (ателектаз легкого, энцефалопатия), у 1 (2 %) – как осложнений, связанных с присоединением вторичной инфекции, так и осложнений, обусловленных действием возбудителя (бронхиолит и энцефалопатия). Осложненное течение коклюша в 65,3 % случаев (32 пациента) развивалось у детей в возрасте от 0 до 12 месяцев.
При изучении вакцинального статуса обследуемых было выявлено, что 221 (87,7 %) больных коклюшем не привиты, 23 (9,1 %) – привиты, а у 8 (3,2 %) – отсутствовали данные о вакцинации (Рисунок 4).
Обследование пациентов I группы проведено с диагностической целью на разных сроках от начала заболевания: 12 (4,8 %) человек – на 1-й, 72 (28,6 %) – на 2-й, 96 (38,1 %) – на 3-й, 48 (19 %) – на 4-й, 16 (6,3 %) – на 5-й, 4 (1,6 %) – на 6-й, 3 (1,2 %) – на 7-й, 1 (0,4 %) – на 8-й неделях болезни, то есть большинство (216; 85,7 %) больных было обследовано на 2 - 4-й неделях болезни.
Во II группу включено 77 пациентов в возрасте от 1 месяца до 40 лет, у которых диагностированы другие заболевания респираторного тракта или установлен контакт с больным коклюшем, и при использовании метода сравнения в образцах клинического материала ДНК B.pertussis не была выявлена.
Возраст пациентов II группы: от 1 до 12 месяцев – 37 (48 %) человек, от 1 года до 7 лет – 26 (33,8 %) человек, от 7 до 18 лет – 4 (5,2 %) человека, 18 лет и старше – 10 (13 %) человек.
Большинство (71; 92,2 %) пациентов II группы обследовано с диагностической целью на разных сроках от начала заболевания: 14 (18,2 %) человек – на 1-й, 29 (37,7 %) – на 2-й, 11 (14,3 %) – на 3-й, 3 (3,9 %) – на 4-й, 6 (7,8 %) – на 5-й, 4 (5,2 %) – на 6-й, 1 (1,2 %) – на 7-й, 3 (3,9 %) – на 8-й и более неделях болезни, то есть основная масса (54; 70,1 %) больных была обследована на 1 - 3-й неделях болезни. В остальных 7,8 % случаев (6 пациентов) исследование по выявлению ДНК B.pertussis выполнено по эпидемическим показаниям у людей, находившихся в контакте с больным коклюшем. Данная категория обследуемых была представлена только женщинами в возрасте 20 - 39 лет.
В ходе эксперимента установлено, что при использовании разработанного диагностического теста по выявлению ДНК B.pertussis в биологическом материале среди пациентов I группы в одном случае получен отрицательный результат, который классифицировался как ложноотрицательный. Среди пациентов II группы также в одном случае получен положительный результат, интерпретируемый как ложноположительный (Таблица 9).
Валидность разработанного способа по выявлению ДНК B.pertussis в биологическом материале методом LAMP оценивали в соответствии с [21, 24, 89, 94] по следующим критериям: чувствительность и специфичность, прогностическая ценность положительного результата и прогностическая ценность отрицательного результата, индекс точности (диагностическая эффективность), отношение правдоподобия положительного результата и отношение правдоподобия отрицательного результата. Вышеперечисленные критерии рассчитывали по стандартным формулам, описанным в разделе «Биоинформационные и статистические методы исследования», с использованием полученных данных, которые отображены в таблице 9, при распространенности коклюша среди пациентов изученной выборки в 76,6 %. Результаты оценки валидности способа представлены в таблице 10.
Таким образом, диагностический тест по выявлению ДНК B.pertussis в биологическом материале методом LAMP обладает 99,6 % чувствительностью и 98,7 % специфичностью, и индекс точности (диагностическая эффективность) составил 99,4 %.
Разработка метода ускоренной генодиагностики для выявления ДНК возбудителя дифтерии
Нами разработан простой, ускоренный, чувствительный и специфичный способ генодиагностики, основанный на технологии LAMP [209] и позволяющий выявлять возбудителя дифтерийной инфекции в клиническом материале в течение 4 - 4,5 часов от начала исследования.
Разработанный способ предполагает проведение нескольких этапов: 1 – взятие клинического материала от пациента; 2 – пробоподготовка и выделение ДНК из исследуемого материала; 3 – проведение амплификации в изотермическом режиме; 4 – детекция продуктов амплификации методом горизонтального электрофореза в агарозном геле и интерпретация результатов.
Взятие клинического материала проводили согласно [53] двумя сухими стерильными ватными одноразовыми тампонами из зева и носа пациента. При наличии другой локализации (кожа, наружный слуховой проход, гениталии и т.д.) добавляется еще один тампон. После взятия материала рабочую часть зондов с каждого тампона (зев, нос, другая локализация) помещали в разные одноразовые пробирки типа эппендорф с 0,5 мл физиологического раствора.
Пробоподготовку клинического образца проводили путем суспендирования клинического материала с тампона в физиологический раствор по методике, изложенной в разделе «Материалы и методы».
Выделение ДНК из клинического материала осуществляли сорбционным методом с помощью коммерческих наборов согласно инструкции производителя.
Реакционная смесь для проведения амплификации состоит из двух смесей: № 1 и № 2.
Состав смеси №1: 10х ПЦР буфер, 2 mM смесь нуклеотидов (dNTP), 25 mM MgCl2, раствор Betaine, праймер ДТ - BP - FIP (5 -GATTGGТССCAGTAACGG TTTTTCАТСAAACGGCATTAGAGC-3 ), праймер ДТ - BP - BIP (5 -CTGTAT TCGCTGGGGСТАACTCAAATTАТСAGCTGTTTCGCTAT-3 ), праймер ДТ - F3 (5 -GGAAAAAGCTAAАСАATACCTAGA-3 ), праймер ДТ - В3 (5 -AAGAGC AGCAGTTGTCTT-3 ) и праймер Loop (5 -ATGCAACGTGGGCAGTAAAC-3 ).
Состав смеси № 2: рабочее разведение (1:9) Bst ДНК-полимеразы в буферном растворе.
В каждую пробирку вносили сначала 21 мкл смеси № 1, затем 3 мкл ДНК пробы, полученной после экстракции из клинического или контрольного образца; добавляли 1 каплю минерального масла. Пробы прогревали при 90 С - 95 С в течение 3 - 5 мин. и далее охлаждали. В каждую пробу вносили 1 мкл смеси № 2 и слегка перемешивали. В качестве положительного контроля амплификации использовали ДНК токсигенного штамма C.diphtheriae биовара gravis № 665.
Амплификацию при изотермических условиях проводили в программируемом микротермостате «Гном» или в термоциклере в режиме: 65 С – 60 мин., 80 С – 2 мин.
Детекцию результатов реакции осуществляли методом горизонтального электрофореза в 50x ТАЕ-буфере в 2 % агарозном геле в режиме 160 V 40 мин. Дифференциацию осуществляли путем сравнения профиля исследуемого ДНК-образца со специфическим профилем ДНК-образца контрольного токсигенного штамма C. diphtheriae. Если профиль исследуемого ДНК-образца был аналогичен профилю ДНК-образца контрольного токсигенного штамма C.diphtheriae биовара gravis № 665, то данные образцы регистрировались как содержащие ДНК токсигенного штамма C.diphtheriae, что свидетельствовало о наличии в клиническом материале ДНК возбудителя дифтерии (Рисунок 6).
На способ генодиагностики дифтерийной инфекции получен патент на изобретение РФ № 2623149 от 22.06.2017 г.
Апробация способа генодиагностики возбудителя дифтерии на основе метода LAMP проведена на типовых коллекционных штаммах C.diphtheriae (Таблица 1) и на штаммах C.diphtheriae, выделенных из клинического материала от пациентов с подозрением на дифтерию (Таблица 2). В работу включено 50 токсигенных и 130 нетоксигенных штаммов C.diphtheriae биоваров gravis и mitis, а также 15 НТТН-штаммов C.diphtheriae с разными дефектами гена ДТ. Установлено, что положительные сигналы регистрировались во всех образцах, содержащих ДНК токсигенных штаммов C.diphtheriae двух биоваров (Рисунок 7), а также в образцах с ДНК НТТН-штаммов C.diphtheriae, содержащих делецию или мобильный генетический IS-1 элемент в гене tox (Рисунок 8). При этом в образцах с ДНК НТТН-штаммов C.diphtheriae, содержащих в гене tox мобильный генетический IS-2 элемент, положительные сигналы не были обнаружены (Рисунок 8). Во всех образцах с ДНК нетоксигенных штаммов C.diphtheriae двух биоваров положительные сигналы отсутствовали (Рисунок 9).
Таким образом, разработанный способ в 100 % случаев выявлял ДНК токсигенных штаммов C.diphtheriae. При этом НТТН-штаммы C.diphtheriae, у которых фенотип Tox- обусловлен наличием мобильного генетического IS-2 элемента в гене tox, идентифицировались как нетоксигенные, а НТТН-штаммы коринебактерий, у которых фенотип Tox- обусловлен делецией или наличием мобильного генетического IS-1 элемента в гене tox, идентифицировались как токсигенные.
Как и в разработанном способе генодиагностики B.pertussis методом LAMP, в представленном методе генодиагностики возбудителя дифтерии также возможен переход на иной способ детекции продуктов амплификации с помощью интеркалирующего красителя, что позволит сократить продолжительность исследования еще на 1 час. Апробация этого варианта детекции была проведена на типовых коллекционных штаммах C.diphtheriae (Таблица 1). Результаты амплификации оценивали визуально по изменению цвета содержимого пробирки. Положительными считали те пробы, в которых регистрировали светло-зеленое окрашивание. Отрицательные же образцы окрашивались в светло-оранжевый цвет (Рисунок 10).
Результаты апробации метода генодиагностики на иммитантах клинических образцов
Оценку аналитической чувствительности способа для выявления и дифференциации ДНК токсигенных штаммов C.diphtheriae биоваров gravis и mitis и C.ulcerans на основе «сокращенного варианта» ПЦР в формате мультиплекс с постановкой в два этапа проводили по методике, описанной в разделе 3.2. В ходе исследований установлено, что при использовании коммерческого набора «АмплиПрайм РИБО-преп» на этапе экстракции ДНК из изучаемого субстрата (суспензии бактериальных клеток), аналитическая чувствительность разработанного способа составила 5 х 10 3 ГЭ / мл (Рисунок 23 А и 23 Б). При сопоставлении выше представленных данных с результатами бактериологического исследования истинное значение аналитической чувствительности соответствовало 2,3 х 10 3 ГЭ / мл (Таблица 22). Апробацию разработанного способа на иммитантах клинических образцов осуществляли в модельных экспериментах в лабораторных условиях по схеме, представленной в разделе 3.4. Исследования показали, что аналитическая чувствительность на иммитантах составила 5 10 3 ГЭ / мл (Рисунок 24 А и 24 Б).
При сопоставлении полученных в ходе эксперимента данных с результатами бактериологического исследования истинное значение аналитической чувствительности соответствовало 2,3 х 10 3 ГЭ / мл (Таблица 23).
Учитывая данные литературы о возможной этиологической роли нетоксигенных штаммов C.diphtheriae в развитии ЛОР-патологии [145, 155, 208], разработанный способ также был апробирован на 79 образцах клинического материала, полученного от пациентов с различными формами хронического тонзиллита и патологией полости носа, у которых брали клинический материал двумя тампонами из зева. С первого тампона производили смыв патологического материала, как представлено в разделе «Материалы и методы», и последующее выделение ДНК, а со второго – посев на КА для проведения бактериологического исследования с идентификацией выросших колоний с помощью масс-спектрометрического метода и секвенирования генов rpoB и 16SrRNA.
Установлено, что с помощью разработанного «сокращенного варианта» ПЦР-диагностики в мультиплексном формате в 47 пробах регистрировались положительные сигналы только по фрагменту гена rpoB (446 п.н.), все остальные фрагменты генов отсутствовали, что свидетельствовало о наличии в этих образцах ДНК Corynebacterium spp. При параллельных бактериологических, масс спектрометрических и молекулярно-генетических исследованиях (секвенирования) были идентифицированы штаммы микроорганизмов, представленные в таблице 3.
Резюме. Разработан способ идентификации C.diphtheriae, C.ulcerans и Corynebacterium spp. методом ПЦР в формате мультиплекс с одномоментной постановкой в двух пробирках и электрофоретической детекцией продуктов амплификации. В ходе ПЦР-исследования проводится дифференциация токсигенных и нетоксигенных штаммов C.diphtheriae биоваров gravis и mitis, НТТН-штаммов C.diphtheriae, содержащих делецию нуклеотида G в позиции 55 или мобильный генетический IS-1 элемент в гене tox, токсигенных и нетоксигенных штаммов C.ulcerans и других представителей рода Corynebacterium в чистой культуре возбудителя. При этом только НТТН-штаммы C.diphtheriae, у которых фенотип Tox- обусловлен наличием мобильного генетического IS-2 элемента в гене tox, идентифицируются как токсигенные.
С целью использования в практическом здравоохранении предложен «сокращенный» вариант ПЦР в формате мультиплекс с постановкой в два этапа, позволяющий идентифицировать токсигенные штаммы C.diphtheriae биоваров gravis и mitis и C.ulcerans. На I этапе ПЦР-исследования выявляются предположительно токсигенные штаммы C.ulcerans и проводится дифференциация нетоксигенных штаммов C.diphtheriae двух биоваров от предположительно токсигенных. На II этапе определяются истинно токсигенные штаммы C.ulcerans и проводится окончательная дифференциация истинно токсигенных штаммов C.diphtheriae двух биоваров (возбудителя дифтерии) от НТТН-штаммов C.diphtheriae, содержащих мобильный генетический IS-1 элемент в гене tox. При этом НТТН-штаммы коринебактерий, содержащие делецию нуклеотида G в позиции 55 в гене tox, уже на I этапе идентифицируются как нетоксигенные, а НТТН-штаммы C.diphtheriae, у которых фенотип Tox-обусловлен наличием в гене tox мобильного генетического IS-2 элемента, определяются как токсигенные. Также показано, что разработанный способ обладает высокими аналитическими характеристиками: чувствительность на типовом коллекционном штамме С.diphtheriae биовара gravis № 665 составила 2,3 х 10 3 ГЭ / мл, на иммитантах клинических образцов – 2,3 х 10 3 ГЭ / мл; определена 100 % специфичность на типовых коллекционных и свежевыделенных штаммах С.diphtheriae, штаммах представителей рода Corynebacterium, штаммах других микроорганизмов и клинических образцах, полученных от больных с тонзиллярной патологией и патологией полости носа.
Штаммы С.diphtheriaе, C.ulcerans и других представителей рода Corynebacterium, выделенные от больных дифтерией, дифтериеподобными заболеваниями и бактерионосителей, а также от больных с различными формами хронического тонзиллита и патологией полости носа, депонированы в Государственную коллекцию патогенных микроорганизмов и клеточных культур «ГКПМ-Оболенск» ФБУН ГНЦ ПМБ: восемнадцать штаммов С.diphtheriae (В-7813; В-7815; В-7816; В-7817; В-7970; В-7071; В-7972; В-7073; В-7974; В-7975; В-7976; В-7977; В-7978; В-7979; В-7980; В-7981; В-7991; В-7992), одиннадцать штаммов C.ulcerans (В-7818; В-7819; В-7982; В-7983; В-7984; В-7985; В-7986; В-7987; В-7988; В-7989; В-7990), тринадцать штаммов микроорганизмов рода Corynebacterium (В-7820; В-7993; В-7994; В-7995; В-7996; В-7997; В-7998; В-7999; В-8000; В-8001; В-8002; В-8003; В-8004). Все изученные штаммы С.diphtheriaе пополнили лабораторную коллекцию штаммов С.diphtheriaе и банк ДНК, которые можно использовать в дальнейших научных исследованиях для изучения биологических свойств возбудителя дифтерии.