Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Особенности биологии аэробных метилотрофных бактерий 9
Глава 2. Физиолого-биохимические основы ассоциации бактерий с растениями
2.1. Типы ассоциации бактерий с растениями 12
2.2. Косвенное влияние бактерий на рост и развитие растений 12
2.3. Прямое влияние бактерий на рост и развитие растений 16
Глава 3. Ассоциации аэробных метилотрофых бактерий с растениями
3.1. Биоразнообразие аэробных метилотрофных бактерий, ассоциированных с растениями. 30
3.2. Ассоциация аэробных метанотрофов с растениями 33
3.3. Молекулярные механизмы ассоциации метилотрофов с растениями 35
3.4. Биосинтез цитокининов аэробными метилотрофами 38
3.5. Биосинтез ауксинов аэробными метилотрофными бактериями 39
3.6. 1-аминоциклопропан-1-карбоксилатдезаминазау метилобактерий 40
3.7. Примеры косвенного влияния метилотрофов на растения 40
3.8. Метилотрофные бактерии и азотный метаболизм растений 41
3.9. Влияние метилотрофных бактерий на рост и развитие растений in vivo 42
3.10. Биосинтез витамина Вп аэробными метилотрофами 43
Глава 4. Материалы и методы
4.1. Объекты исследований 45
4.2. Культивирование бактерий 45
4.3. Молекулярно-биологические методы
4.3.1. Общие методы 46
4.3.2. Мутагенез 47
4.3.2. Комплементация мутаций 48
4.3.3. Создание векторов для сверх-экспрессии рекомбинантных белков 51
4.3.4. ПЦР-ампилификация ni/HD-генов различных бактерий 51
4.3.5. Филогенетический анализ 52
4.4. Экспрессия и очистка рекомбинантных белков 52
4.5. Гельпроникающая хроматография 53
4.6. Нативный ПААГ-электрофорез и зимографический анализ 53
4.7. Определение активностей ферментов 54
4.8. Выделение и анализ ауксинов 58
4.9. Эксперимент по влиянию экзогенной ИУК на метаболизм М. extorquens 59
4.10. Эксперимент по инокуляции гнотобиотических растений 59
4.11. Определение содержания витамина В^ 60
4.12. Статистическая обработка данных 61
Глава 5. Характеристика генов и ферментов биосинтеза ауксинов у метилобактерий
5.1. Поиск генов, кодирующих ферменты биосинтеза ИУК, в геномах представителей рода Methylobacterium 62
5.2. Очистка и характеристика рекомбинантной индолил-3-пируватдекарбоксилазы из Methylobacterium extorquens AMI" 66
5.3. Очистка и характеристика рекомбинантной декарбоксилирующей окислительной дезаминазы ароматических L-аминокислот из Methylobacterium nodularis ORS 2060 69
5.4. Роль индолил-3-пируватдекарбоксилазы в биосинтезе ИУК у Methylobacterium extorquens 75
5.5. Влияние различных штаммов Methylobacterium extorquens на рост гнотобиотических растений in vitro. 78
5.6. Влияние экзогенной ИУК на активность ферментов центрального метаболизма у Methylobacterium extorquens AMI 80
Глава 6. Ферменты катаболизма 1-аминоциклопропан-1-карбоновой кислоты и D-цистеина у метилобактерий
6.1. Поиск генов, кодирующих АЦК-дезаминазу и D-цистеиндесульфогидразу в геномах представителей рода Methylobacterium 83
6.2. Очистка и характеристика рекомбинантной D-цистеиндесульфогидразы из Methylobacterium extorquens AMI 87
6.3. Делеция гена D-цистеиндесульфогидразы у Methylobacterium extorquens 89
6.4. Клонирование и характеристика 1-аминоциклопропан-1-карбоксилатдезаминазы из Methylobacterium radiotolerans JCM2831 90
Глава 7. Оценка способности метилотрофов к азотфиксации и биосинтезу витамина Вп
7.1. Разработка системы вырожденных праймеров для амплификации фрагментов генов nifHD 94
7.2. Содержание витамина Ві2 в клетках 96
Заключение 98
Выводы 100
Список литературы 101
- Особенности биологии аэробных метилотрофных бактерий
- Типы ассоциации бактерий с растениями
- Ассоциация аэробных метанотрофов с растениями
- Очистка и характеристика рекомбинантной индолил-3-пируватдекарбоксилазы из Methylobacterium extorquens AMI"
Особенности биологии аэробных метилотрофных бактерий
Аэробные метилотрофные бактерии составляют особую физиологическую группу прокариот, обладающих уникальной способностью использовать метан и его окисленные или замещенные производные в качестве источников углерода и энергии. Факультативные метилотрофы используют наряду с одноуглеродными различные полиуглеродные соединения, тогда как ограниченно-факультативные метилотрофы могут расти только на одном или нескольких полиуглеродных субстратах. Напротив, облигатные метилотрофы используют только Сі-соединения [Anthony, 1982]. Аэробные метилобактерии - экологически и таксономически гетерогенная физиологическая группа класса Proteobacteria. К настоящему времени изучены сотни штаммов метилобактерии, проявляющих поразительное таксономическое, экофизиологическое и цитобиохимическое разнообразие. Аэробные метилобактерии, способные использовать в качестве ростовых субстратов восстановленные Сі-соединения - метанол, метилсульфиды и метилсульфонаты, галометаны, метилированные амины -повсеместно распространены в природе и обнаружены в воде и на суше. Окисляя природные и антропогенные С і-соединения, метилотрофы участвуют в биогеохимичесісих процессах биосферы. На фоне глобального загрязнения окружающей среды увеличивается число местообитаний с высоким содержанием токсичных Сі-соединений. В связи с этим большое значение имеет изучение биологии метилобактерии, являющихся естественным природным барьером поступления Сі-соединений в окружающую среду [Murrell, McDonald, 2000; Троценко, Доронина, 2003; Lidstrom, 2006]. Помимо этого, одним из основных факторов фитосимбиоза метилотрофов является трофическая ассоциация метилотрофов с растениями, поскольку известно, что растения образуют и выделяют в окружающую среду метан, метанол и другие Сі-соединения, потребляемые метилотрофами [MacDonald et al., 1993; Fall, 1996; Nemecek-Marshall et al., 1995; Keppler et al., 2008].
Пути окисления Ci-соединений. Процессы окисления Ci-субстратов обеспечивают клетки энергией и восстановительными эквивалентами, а также переводят эти субстраты в доступные для ассимиляции формы, т.е. формальдегид, формиат и СОг. Окисление метанола до формальдегида катализируется метанолдегидрогеназами (МДГ), различными у грамотрицательных и грамположительных метилобактерии. В литературе описаны классическая МДГ, МДГ в составе мультиферментного комплекса и НАД -зависимая МДГ [Anthony, Zatman, 1964; Dijkhuizen, Arfman, 1990; Anthony, 1992; Bystrykh et al., 1997; Hektor et al., 2000]. Формальдегид является центральным С і-метаболитом, поступающим в первичные биосинтетические пути ассимиляции (РМФ и сериновый) и подвергающимся дальнейшему окислению с целью получения энергии. Автотрофные метилотрофы окисляют формальдегид через формиат до СОг, который затем ассимилируют через классический РБФ путь (цикл Кальвина). Известно несколько путей окисления формальдегида до СОг, участвующих в генерации восстановленных эквивалентов для аэробного дыхания. Большинство метилобактерий обладают несколькими путями окисления формальдегида, которые могут использоваться для разных целей, включая вклад в энергетику и детоксикацию СНгО. Прямое окисление формальдегида до формиата у метилотрофов катализируется тремя различными ферментами: 1) НАД зависимой дегидрогеназой, требующей GSH и обнаруженной у Brevibacterium fuscwn, Methylorhabdus multivorans и Paracoccus kondratievae; 2) НАД -зависимой дегидрогеназой, не требующей GSH, которая обнаружена у большинства метилотрофов; 3) дегидрогеназой, проявляющей in vitro активность с 2,6-дихлорфенолиндофенолом (ДХФИФ) и ФМС, как акцепторами электронов [Anthony, 1982]. Помимо НАД- и тиол-зависимых формальдегиддегидрогеназ у метилотрофов описаны микотиол- и фолат-зависимые формальдегиддегидрогеназы, а также циклическое окисление формальдегида [Lidstrom, 2006]
Окисление формиата - завершающая стадия цепи реакций прямого окисления у аэробных метилотрофных бактерий. Ферментами, катализирующими окисление формиата до СС 2, являются мембрансвязанные формиатоксидаза и формиатдегидрогеназа, использующие в качестве акцепторов электронов кислород, ДХФИФ или цитохромом с, а также наиболее распространенная растворимая НАД -зависимая формиатдегидрогеназа (ФДГ) [Lidstrom, 2006].
Пути ассимиляции Сі-соединений. Известны три основных циклических пути, ответственных за биосинтез клеточных компонентов при росте бактерий на Отсоединениях, более восстановленных, чем ССЪ: рибулозомонофосфатный (РМФ), сериновый и рибулозобисфосфатный (РБФ).
РМФ-путъ является шунтированным вариантом цикла Кальвина, в котором синтез триозофосфата осуществляется из трех молекул формальдегида. Ключевая реакция цикла - альдольная конденсация формальдегида и рибулозо-5-фосфата с образованием 3-гексулозо-6-фосфата, который далее изомеризуется во фруктозо-6-фосфат и может фосфорилироваться до фруктозо-1,6-бисфосфата, либо через глюкозо-6-фосфат и 6-фосфоглюконат окисляться до 2-кето-3-дезокси-6-фосфоглюконата. Специфическими ферментами этого пути являются гексулозофосфатсинтаза и фосфогексулоизомераза [Lidstrom, 2006].
Сериновый путь представляет собой циклическую цепь реакций, начинающихся с образования серина из глицина и формальдегида. Основными в цикле являются четыре реакции, катализируемые сериноксиметилтрансферазой, серин-глиоксилатамино-трансферазой, оксипируватредуктазой, глицераткиназой и малил-КоА-лиазой. Регенерация глицина происходит по циклическому пути переносом аминогруппы серина на глиоксилат, образуемый в результате распада маната до ацетил-КоА и глиоксилата [Harder, Dijkhuizen, 1983]. Итогом серинового цикла является синтез ацетил-КоА из двух Сі-единиц (СНгО и СОг). В результате последующих превращений образуется 3-ФГК -стартовый материал для биосинтеза клеточных компонентов [Strom et al., 1974].
Типы ассоциации бактерий с растениями
Способность бактерий подавлять рост фитопатогенов и, таким образом, косвенно влиять на рост и развитие растений является следствием одного или нескольких механизмов, включающих биосинтез антибиотиков, связывание железа в ризосфере, индуцированную системную устойчивость растений, биосинтез ферментов, лизирующих клеточные стенки грибов, а также конкуренция за сайты связывания на корнях.
Биосинтез антибиотиков. Антибиотики, образуемые бактериями, могут играть важную роль в контроле численности фитопатогенов [Whipps, 1997]. Бактериальные антибиотики составляют весьма гетерогенную группу органических низкомолекулярных соединений. Наиболее изученными бактериями, стимулирующими рост растений, являются представители рода Pseiidomonas, образующие феназины, флороглюцины (моно-и диацетилфлороглюцин), оомицин А, пиолютеорин, пирролнитрин, 2,3-де-эпокси-2,3- дидегидроризоксин, вискозинамид, бутиролактон и бутилбензолсульфамид. Bacillus cereus образует канозамин и цвиттермицин A, Pantoea agglomerans образует пантоцины А и В. Многие из перечисленных антибиотиков действуют на широкий спектр грибов. Так, например, пироллнитрин подавляет рост патогенных грибов из классов Basidiomycetes, Deuteromycetes и Ascomycetes, а также и некоторых Грам-положительных бактерий (Streptomyces).
Структурные и регуляторные гены, определяющие образование антибиотиков, хорошо изучены. Кроме того, мутанты с нарушенным биосинтезом антибиотиков проявляют гораздо меньшую способность подавлять рост фитопатогенов по сравнению со штаммами дикого типа, напротив комплементация мутации не только восстанавливала эту функцию бактерий, но и усиливала её. Таким образом, показано, что биосинтез феназинов, диацетилфлороглюглюцина, пирролонитрина, пиолютеорина псевдомонадами и Burkholderia cepacia является ключевым механизмом в противогрибковой активности бактерий [Whipps, 1997].
Биосинтез сидерофоров. Некоторые бактерии ингибируют рост патогенов за счет биосинтеза низкомолекулярных сидерофоров, которые связывают наибольшее количество доступного железа в ризосфере. Таким образом, рост грибковых фитопатогенов нарушается в результате недостатка железа [Castignetti, Smarrelli, 1986]. Вследствие того, что ионы железа принимают участие во многих метаболических реакциях, бактерии, способные эффективно извлекать железо из почвы, обладают повышенной конкурентоспособностью, по сравнению с другими микроорганизмами в ризосфере. Различные группы микроорганизмов образуют множество сидерофоров, которые можно разделить на три класса в зависимости от активной группы: гидроксамовые, катехоловые и карбоновые (Рис. 2.2.1) [Glick et al., 1999].
Многие бактерии образуют сидерофоры. Например, патогенные для человека и животных Vibrio cholerae и Erwinia chrysanthemi синтезируют сидерофоры. Представителями другой группы бактерий-продуцентов сидерофоров являются ассоциированные с растениями бактерии из семейства Rhizobiaceae, а также Pseudomonas putida и Enterobacter cloaceae [Glick et al., 1999].
Помимо того, что биосинтез сидерофоров является частью системы поглощения железа бактериями, есть свидетельства использования растениями сидерофоров, образуемых бактериями. Кроме того, способность азотфиксирующих бактерий эффективно связывать железо, усиливает их стимулирующий эффект на растения, поскольку нитрогеназа - фермент весьма зависимый от ионов железа [Glick et al., 1999].
Ассоциация аэробных метанотрофов с растениями
Впервые метанотрофы были обнаружены на поверхности водного растения Elodea sp. в 1906 г. и названы Bacillus methanicus (переименованные позднее в Methylomonas methanica). В дальнейшем метанотрофов выделяли из почв, донных осадков, активных илов, пресных и соленых водоемов [Hanson & Hanson, 1996; Гальченко, 2001]. Связь метанотрофов с растениями долгое время оставалась без внимания. Основной ролью метанотрофов в природе считали участие в глобальном цикле углерода в различных экосистемах. Метанотрофы окисляют метан - парниковый газ, обуславливающий уровень озона в тропосфере и стратосфере и уровень гидроксильных радикалов в тропосфере [Schimel, 2000]. Хотя СН4 обладает относительно коротким временем жизни в атмосфере (11 лет), но задерживает тепло в атмосфере в 21 раз более эффективно, чем СОг, и поэтому вносит существенный вклад в глобальное потепление климата на планете. До недавнего времени уровень метана в атмосфере составлял около 1.8 ррт, однако эта цифра ежегодно увеличивается на 1%, а за последние 300 лет концентрация метана увеличилась более, чем вдвое [Cicerone, Oremland, 1988; Khalil, 1993].
Возрастание концентрации метана в атмосфере связано как с абиогенными (геохимическими), так и с биогенными (метаногенез) источниками. Значимость этих источников варьирует в разных географических регионах. Около 70% от общего содержания метана в атмосфере Земли (600 Тг С) вырабатывается метаногенами [Schimel, 2004] и 40 - 50% биогенного потока метана составляет эмиссия метана из природных (болота, прибрежные области) и сельскохозяйственных (рисовники) заболоченных территорий [Cicerone, Oremlend, 1988; Oremland, Culberston, 1992]. В связи с возрастанием численности населения на планете за последние 30 лет площади рисовников увеличились на 60%, поэтому снижение эмиссии метана из этих источников за счет бактериального окисления может существенно повлиять на глобальный бюджет СН4 в атмосфере [ЕИег, Frenzel, 2001].
Многочисленные исследования показали важность водных растений в процессе эмиссии СНЦ. Подсчитано, что в некоторых экосистемах более 80% этого потока из анаэробной зоны почвы в атмосферу проходит через хорошо развитую аэренхиму корней, листьев и стеблей водных растений [Chanton et al., 1989; Dacey, Klug, 1979; Dacey 1980; Schutz et al., 1989; Bazhin, 2004] с помощью пассивного транспорта. Четкой зависимости скорости потока метана в атмосферу от видового состава растений на изучаемой территории не обнаружено. Проникновению биогенного метана в атмосферу препятствуют аэробные метанокисляющие сообщества («бактериальный газовый фильтр»), функционирующие в разных экосистемах [Hanson, Hanson, 1996; Заварзин, Васильева, 1999; Dubey et al., 1996; Dubey, 2001]. Одним из важнейших компонентов этого фильтра являются метанотрофы, ассоциированные с корневой зоной водных растений. Нейтрофильные, мезофильные метанотрофы играют существенную роль в снижении потока метана в болотах умеренной и субтропических зон и на заливных рисовых полях. С применением 14СН4 показано, что 90% окисления метана в рисовниках происходит именно на глубине залегания корней, куда только они могут поставлять кислород, но не на поверхности почвы [Bosse, Frenzel, 1997].
Ранее считали, что метан не может вырабатываться самими растениями, поэтому их рассматривали только как «транспортную систему», которая позволяла метану проникать из анаэробной зоны на поверхность. Однако совсем недавно стало известно, что растения способны сами вырабатывать метан в аэробных условиях in situ, причем их вклад в атмосферный «бюджет» составляет 62-236 млн т С / год для живой биомассы и 1-7 млн т С / год для растительного опада [Keppler et al., 2006]. Источником метана, также как и метанола, в растениях, по-видимому, являются метоксильные группы пектина [Keppler et al., 2008].
Интересно, что метанотрофы обнаружены в тканях предварительно стерилизованных растений риса [Bosse, Frenzel, 1997]. Добавление в питательную среду для болотных растений антибиотиков, специфически ингибирующих активность метанотрофов, не полностью подавляло окисление метана, что позволило предположить, что метанотрофы располагаются не только на поверхности, но и внутри корней. Это предположение подтверждается данными in situ гибридизации с вейником канадским (Calamogrostis canadensis) [Calhoun, King, 1997] и рисом [Gilbert, Frenzel, 1998]. Установлено, что в корневой зоне риса присутствуют метанотрофы родов Methylobacter, Methylococcus, Methylocystis и Methylosinus [Henckel et al., 1999; Eller, Frenzel, 2001].
Большой интерес представляют психрофильные метанотрофные сообщества сфагновых болот, сфагнет тундры и зоны вечной мерзлоты, являющиеся доминантными наземными экосистемами бореальной зоны Северного полушария и одним из наиболее характерных для России ландшафтов. Показано, что в сфагновых болотах Западной Сибири и севера Восточно-Европейской равнины доминируют ацидофильные психротрофные и мезофильные метанотрофы [Dedysh et al., 1998а, b, 2009; Дедыш, 2002а]. Из сфагнеты кустарничковой тундры, расположенной севернее г. Воркуты, был впервые выделен и идентифицирован психрофильный нейтрофильный метанотроф Methylobacter psychrophilus [Омельченко с соавт., 1996]. Впоследствии из торфяных болот удалось выделить в чистые культуры и идентифицировать 2 новых рода и 4 новых вида метанотрофов - Methylocella palustris [Dedysh et al., 2000], Methylocapsa acidiphila [Dedysh et al., 2002b], Methylocella silvestris [Dunfield et al., 2003], Methylocella tundrae [Dedysh et al., 2004], которые доминировали в популяции с численностью 105-10б клеток / г торфа, отличались способностью фиксировать молекулярный азот и расти на бедных минеральных средах.
Итак, исследования показали, что на огромной территории севера России, от Чукотки и Камчатки до Полярного Урала, находящейся в зоне тундры и вечной мерзлоты, работает психрофильный метанокисляющий бактериальный фильтр. Он представляет собой хорошо организованную растительно-микробную систему, по-видимому, способную контролировать поток метана в атмосферу из тундры, причем метанотрофы были обнаружены не только на поверхности, но и в гиалиновом пространстве клеток сфагнума, а также в проводящих сосудах осоки [Vecherskaya et al., 1993, Васильева с соавт., 1999].
Очистка и характеристика рекомбинантной индолил-3-пируватдекарбоксилазы из Methylobacterium extorquens AMI"
Ген МехАМ1_МЕТА1р2494 из М. extorquens AMI, названный нами ipdC (indole-3-pyruvate decarboxylase), клонировали в экспрессионном векторе pET-22b(+). Посредством гетерологичной экспрессии в клетках Е. coli и последующей металл-хелатной хроматографии был получен электрофоретически гомогенный препарат рекомбинантного белка IpdC, несущего на С-конце олигопептид с 6 гистидиновыми остатками (рис. 5.2.1). Молекулярная масса субъединицы IpdC соответствовала теоретически рассчитанной и составляла примерно 60 кДа (рис. 5.2.1).
Используя метод гель-фильтрации, мы установили, что м.м. нативного холофермента IpdC составляет 245 кДа и соответствует структуре гомотетрамера. Такое строение фермента обычно для ТПФ-зависимых декарбоксилаз, поскольку все охарактеризованные ранее ферменты являются гомотетрамерами [Schtitz et al., 2003; Spaepen et al., 2007b; Werther et al., Очищенный препарат IpdC катализировал декарбоксилирвание индолилпирувата, бензоилформиата, 4-гидроксифенилпирувата и пирувата. В таблице 5.2.1 приведены кинетические свойства фермента при декарбоксилировании этих субстратов. Все субстраты (за исключением пирувата) проявляли кинетику кажущегося ингибирования избытком субстрата (г 0.95). Наиболее сильно ферментативная активность ингибировалась в случае индолилпирувата (К\ 0.37±0.12 мМ), тогда как ингибирование бензоилформиатом и 4-гидроксифенилпируватом было значительно меньшим (Табл. 5.2.1, рис. 5.2.2). Слабое ингибирование бензоилформиатом обнаружено у бензоилформиатдекарбоксилазы из Pseudomonas putida, однако, значение К\, в отличие от декарбоксилазы М. extorquens AMI, было меньше в 42 раза [Lingen et al., 2003]. Следует отметить, что индолилпируватдекарбоксилаза из Е. cloaceae также ингибируется избытком одного из субстратов - пирувата [Schutz et al., 2003].
Ввиду высокой специфичности к индолилпирувату (Кт 6±2 мкМ), декарбоксилаза из М. extorquens обладала наибольшей константой специфичности (ксяі/Кт) для этого субстрата (Табл. 5.2.1). Вследствие филогенетической близости аминокислотной последовательности IpdC с бензоилформиатдекарбоксилазами, бензоилформиат представлялся наиболее предпочтительным субстратом для фермента. Однако несмотря на наибольшую скорость декарбоксилирования бензоилформиата среди всех исследованных субстратов, значение Кт было на три порядка выше, чем с индолилпируватом (7.3±5.3 мМ), поэтому константа специфичности декарбоксилирования бензоилформиата была значительно меньшей (Табл. 5.2.1). В целом, кинетические характеристики фермента, определенные для превращения индолилпирувата и бензоилформиата, были близки таковым индолилпируватдекарбоксилазы из Е. cloaceae [Schiitz et al., 2003], несмотря на различное филогенетическое положение белков. Напротив, бензоилформиатдекаробоксилазы псевдомонад имеют значительные отличия от IpdC в кинетических свойствах [Lingen et al., 2003; Saehuan et al., 2007]. Так, например, значение Km декарбоксилазы из М. extorquens AMI выше в 10-14 раз, тогда как /rCat и KJKm значительно ниже (в 6-11 и 1.8 - 3.6 105 раз, соответственно), чем у ферментов из псевдомонад [Lingen et al., 2003; Saehuan et al., 2007].
Для аппроксимации кривой, полученной при исследовании зависимости активности IpdC от концентрации пирувата, была использована модель кажущейся активации субстратом, поскольку она характеризовалась наибольшей достоверностью (г2 0.95), а также отклонением от линейности на графиках Хэйнса и Иди-Хофсти. Кроме того, выявлено наличие значительной лаг-фазы. Следует заметить, что кинетика активации субстратом при декарбоксилировании пирувата характерна для многих ТПФ-зависимых пируватдекарбоксилаз из дрожжей и растений, но только фермент из Zymomonas mobilis не обладает такой особенностью [Krieger et al., 2002; Schiitz et al., 2003]. Недавно предложен механизм аллостерическои регуляции активации пируватом дрожжевых пируватдекарбоксилаз [Kutter et al., 2009]. Помимо этого, IpdC обладал наименьшим сродством и константой специфичности в реакции превращения пирувата, в отличие от других исследованных субстратов.
Итак, на основании изучения кинетических характеристик рекомбинантного белка IpdC из Mb. extorquens AMI нами установлено, что продуктом гена МехАМ1_МЕТА1р2494 (ipdC) является индолил-3-пируватдекарбоксилаза с необычными константами ингибирования и активации избытком субстратов, а также филогенетически удаленная от известных индолилпируватдекарбоксилаз.
