Содержание к диссертации
Введение
Глава 1 Обзор литературы 15
1.1. Возможности гематологических анализаторов в оценке различных параметров тромбоцитов 15
1.2. Современные технологии клеточного анализа в выявлении бластных клеток 35
Глава 2 Материалы и методы 42
2.1. Материалы исследования 42
2.2 Методы исследования 45
Глава 3 Результаты собственных исследований 54
3.1 Аналитические возможности современных гематологических анализаторов в количественной оценке тромбоцитов 54
3.1.1 Мониторинг изменения параметров тромбоцитов в течение суток 54
3.1.2 Анализ результатов подсчета общего количества тромбоцитов тремя методами (PLT-O, PLT-I, ImmPLT) в пределах референтного интервала 60
3.1.3 Анализ результатов подсчета общего количества тромбоцитов тремя методами (PLT-O, PLT-I, ImmPLT) при тромбоцитопении 64
3.2 Аналитические возможности современных технологий в детекции бластных клеток 69
3.2.1 Сравнительный анализ результатов детекции бластных клеток микроскопическим методом и с помощью гематологического анализатора ADVIA 2120/ 2120i 69
3.2.2 Сравнительный анализ результатов детекции бластных клеток микроскопическим методом и на проточном цитометре с применением технологии CytoDiffТМ 79
3.3 Мониторинг элиминации бластных клеток и оценка количества ретикулярных тромбоцитов у пациентов ОМЛ 87
3.3.1 Мониторинг элиминации бластных клеток 88
3.3.2 Мониторинг общего числа тромбоцитов и количества ретикулярных тромбоцитов у пациентов c острыми миелоидными лейкозами в восстановительный период 99
Глава 4 Обсуждение результатов 105
Глава 5. Заключение 113
Выводы 116
Список литературы 119
- Возможности гематологических анализаторов в оценке различных параметров тромбоцитов
- Мониторинг изменения параметров тромбоцитов в течение суток
- Сравнительный анализ результатов детекции бластных клеток микроскопическим методом и на проточном цитометре с применением технологии CytoDiffТМ
- Мониторинг общего числа тромбоцитов и количества ретикулярных тромбоцитов у пациентов c острыми миелоидными лейкозами в восстановительный период
Возможности гематологических анализаторов в оценке различных параметров тромбоцитов
Среди параметров общего анализа крови тромбоциты одни из важных клеточных элементов и в тоже время сложных для анализа. Принятие клинического решения о необходимости трансфузии тромбоконцентрата требует достоверных данных о количестве тромбоцитов в периферической крови. С одной стороны, переливание тромбоцитарной массы ассоциируются с высоким риском вирусных инфекций, бактериальной контаминации, аллоиммунизации, увеличивают затраты на лечение пациента, однако, с другой стороны, в случае отказа от переливания увеличивается риск кровотечения. Порог принятия решения о трансфузии тромбоконцентрата различается в разных странах. В Российской Федерации приказом №363 Министерства здравоохранения от 25 ноября 2002 г клинически значимым уровнем тромбоцитов для трансфузии принята концентрация ниже 50х109/л при наличии спонтанных кровотечений [13]. При тромбоцитопении неиммунного генеза снижение тромбоцитов до 20 х109/л и более служит прямым показанием для переливания тромбомассы даже в отсутствии гемморрагических проявлений. Оптимальным режимом переливания тромбоконцентрата является такой, при котором количество тромбоцитов в периферической крови поддерживается на уровне выше 40 х109/л. В странах Европейского союза трансфузионный тромбоцитарный порог, при котором проводятся профилактические переливания тромбоцитов у стабильных пациентов, 10 х109/л [41]. При уровне тромбоцитов ниже 20 х109/л трансфузии проводятся только в случае наличия факторов риска, таких как спленомегалия, недостаток факторов свертывания, быстрое падение числа тромбоцитов в крови, тяжелые кровотечения. Немецкая медицинская ассоциация приводит еще более низкий порог для переливания тромбомассы- 5 х109/л у пациентов с хронической тромбоцитопенией при отсутствии гемморрагических проявлений [111]. В задачи клинико-диагностической лаборатории входит обеспечение достоверного подсчета числа тромбоцитов через 1 ч и через 24 ч после окончания трансфузии, необходимого для качественного мониторинга эффективности трансфузий тромбоцитов. В настоящее время существует большое разнообразие способов количественного определения тромбоцитов, которые можно разделить на три группы:
1. Прямой метод с использованием камеры Горяева и микроскопа (ручная фазово-контрастная микроскопия);
2. Методы подсчета тромбоцитов в окрашенном мазке крови на 1000 эритроцитов по Фонио и его модификации;
3. Автоматизированные методы (импедансный, оптический, флюоресцентный и иммунологический методы).
Используемые технологии отличаются воспроизводимостью и точностью. Важно определить, какой метод исследования числа тромбоцитов является наиболее точным в условиях тромбоцитопении для оценки их количества. При ложноувеличенном количестве тромбоцитов есть риск отказа от переливания тромбоконцентрата, что может привести к увеличению риска возникновения кровотечений. По данным Joan Cid с соавт при использовании неточных методов измерения количества тромбоцитов процент невыполненных трансфузий в случае, если установленный порог для тромбоцитов 5х109/л составляет 22% и если установленный порог для тромбоцитов 10х109/л - 15%, соответственно [33]. Этот вывод подтверждается и в работах других авторов [89, 106].
В советское время, 70-80-х гг XX века, было принято два унифицированных метода подсчета количества тромбоцитов (Приказ министерства здравоохранения СССР №290 от 11 апреля 1972 г.) [12]:
1. Подсчет тромбоцитов в 1 мкл крови с использованием камеры Горяева (фазово-контрастная микроскопия);
2. Подсчет в окрашенных мазках крови на 1000 эритроцитов (метод Фонио)
Международным комитетом по стандартизации в гематологии (The International Council for Standardization in Haematology, ICSH) с 1988г референсным методом для подсчета числа тромбоцитов была признана фазово-контрастная микроскопия в гемоцитометре [98]. Этот метод был введен в лабораторную практику группой ученых под руководством Brecher G. в 1953 [23]. Однако все выше перечисленные методы являются трудоемкими, субъективными, плохо воспроизводимыми. Высокие коэффициенты вариации (от 10% до 25%) ограничивают их применение в клинической практике [53]. Стоит отдельно подчеркнуть, что точность этих методов ещё более снижается при исследовании количества тромбоцитов в условиях тромбоцитопении. Ошибки при подсчете в мазках крови могут быть обусловлены плохим качеством мазка и неравномерным распределением тромбоцитов, неточным определением количества эритроцитов крови. При наличии агрегатов тромбоцитов, гипертромбоцитоза подсчет клеток неточен. К занижению результатов исследования могут привести образование сгустка, поглощающего часть клеток, недостаточное перемешивание содержимого пробирки перед заполнением камеры, подсчет тромбоцитов сразу после заполнения камеры, не выжидая 5 мин для оседания тромбоцитов. Также к ошибкам измерения приводят неправильная подготовка камеры, недостаточное притирание покровных стекол, неравномерное заполнение камеры, образование пузырьков воздуха, подсчет меньшего, чем требуется по методике, количества квадратов, плохо вымытые камера, пробирки, пипетка, капилляр для взятия крови; недостаточно просушенные пробирки и пипетки.
Дополнительное микроскопическое исследование мазков крови может помочь при проверке наличия агрегатов тромбоцитов, тромбоцитарно-лейкоцитарного саттелизма, присутствия шизоцитов, микроциты, фрагментов лейкоцитов, которые могут попасть в область подсчета тромбоцитов. Исследуя мазок крови, следует обратить внимание на аномальные формы тромбоцитов такие, как наличие микроформ тромбоцитов при синдроме Вискотта-Олдрича, агранулярных тромбоцитов при синдроме «серых тромбоцитов», присутствие макроформ тромбоцитов при хронических миелопролиферативных заболеваниях, синдроме Бернарда Сулье.
Параллельно с ручными методами подсчета тромбоцитов с середины ХХ века стали развиваться автоматизированные технологии измерения их числа, целью которых было увеличить показатели воспроизводимости, точности и уменьшить коэффициенты вариации, снизить трудоемкость выполнения этого анализа. Так, в середине прошлого века появились первые гематологические анализаторы, основанные на апертуро-импедансном (метод Культера или кондуктометрический) методе измерения. Технология автоматического подсчета клеток была разработана в 1947 г Wallace H. и Joseph R.Coulter, запатентована в 1949 г. В 1954 г вышел счетчик клеток крови Coulter Counter Model A, получивший широкое применение в клинической гематологии. Приборы значительно облегчили труд врачей клинической лабораторной диагностики. Основу данной технологии составило знание о том, что живая клетка, взвешенная в растворе, не проводит электрический ток, что приводит к скачку электрического сопротивления постоянного тока, возникающие при прохождении клетками отверстия малого диаметра – апертуры (рисунок 1.1.1).
При прохождении измерительного канала клетки крови генерируют электрические импульсы разной амплитуды, пропорциональной их размерам. Импульсы, соответствующие частицам, размером от 1,8 до 25-30 фл, относятся к тромбоцитам. Число импульсов низкой амплитуды соответствует количеству тромбоцитов. Так как в распределение клеток имеет значение только один фактор – их размер, без учета внутреннего содержимого, то в счет к тромбоцитам могут попадать любые объекты объемом менее 30 фл (микроциты, фрагменты эритроцитов и лейкоцитов, криоглобулины). Макроформы тромбоцитов, объемом более 30 фл, попадают в счет к эритроцитам. Если в один и тот же момент через апертуру проходят несколько клеток, то прибором они регистрируются, как одна крупная частица, что приводит к ошибке подсчета клеток. Первые кондуктометрические анализаторы могли использовать для исследования только богатую тромбоцитами плазму, что сопровождалось значительной ошибкой. В автоматизированный общий анализ крови методика импедансного подсчета тромбоцитов была добавлена лишь в конце 70-х гг ХХ века после изобретения метода гидродинамического фокусирования, который позволил отделить тромбоциты и микроцитарные эритроциты [54]. Принцип технологии гидродинамического фокусирования состоит в следующем: струя клеточной суспензии окружается обтекающей жидкостью (струей – оболочкой). За счет разности давления между ними клетки попадают в центральный ламинарный поток, выстраиваясь друг за другом, струя в струе. Клетки одна за другой пропускаются через отверстие малого диаметра, что обеспечивает анализ только одного объекта (клетки) в текущий момент времени. Приказом №290 министерства здравоохранения СССР от 11 апреля 1972 г было законодательно унифицировано только определение количества эритроцитов и лейкоцитов в автоматических счетчиках [12].
Мониторинг изменения параметров тромбоцитов в течение суток
В работе исследовалась стабильность следующих тромбоцитарных параметров: общего числа тромбоцитов, измеренного оптическим и импедансным методами, среднего объема тромбоцитов (MPV), тромбокрита (PCT), величины анизоцитоза тромбоцитов (PDW) и относительного числа ретикулярных тромбоцитов. Было проанализировано в общей сложности 117 образцов венозной крови практически здоровых людей (91 мужчина, 26 женщин), обследованных в отделении переливания крови ГБУЗ ГКБ им С.П.Боткина ДЗМ с мая по июль 2015 г. Проводился мониторинг изменения тромбоцитарных параметров при комнатной температуре по следующей схеме: в течение первого часа после взятия (точка 0 ч), через 1 ч, 2 ч и через сутки после первого измерения. Из 117 образцов - 63 были исследованы в 0 ч, через 1 ч и через сутки, 27 образцов - в 0 ч, через 1 ч, через 2 ч, 17 образцов - во всех четырех временных интервалах, 10 образцов - в 0 ч, через 1 ч.
Результаты мониторинга показателей PLT-O, PLT-I, MPV и PCT представлены в таблицах 3.1.1.1, 3.1.1.2 и 3.1.1.3. Данные подчиняются нормальному закону распределения, что позволило применить параметрические критерии сравнения показателей (ANOVA повторных измерений).
Как показывают результаты таблицы, в течение первых двух часов после взятия биоматериала параметры общее количество тромбоцитов, измеренное оптическим методом, средний объем тромбоцитов и тромбокрит имеют тенденцию к уменьшению. Однако данные изменения составляют 1% от начальных величин, что является клиническим незначимым.
На основании данных таблицы можно сделать вывод: в течение трех часов после взятия биоматериала параметр общее количество тромбоцитов, измеренное оптическим методом, продолжает уменьшаться, изменяясь на 1,7% по сравнению с начальной точкой (p 0,0001), средний объем тромбоцитов имеет тенденцию к увеличению на 0,1% (p 0,05). Колебания показателей незначительны, что не имеет клинического значения.
Итак, через сутки после взятия периферической венозной крови наблюдались достоверные изменения следующих показателей: общее количество тромбоцитов, измеренное оптическим методом, уменьшилось на 2,7%, средний объем тромбоцитов увеличился на 3,8%. Однако колебания показателей составляло менее 4% в пределах референтных значений, что не представляет клинической значимости.
Распределение данных о стабильности двух тромбоцитарных параметров: анизоцитоза тромбоцитов и относительного количества ретикулярных тромбоцитов во времени не соответствует нормальному закону распределения, что позволило использовать непараметрические статистические критерии («однофакторный дисперсионный анализ Фридмана»). Результаты мониторинга показателя анизоцитоза тромбоцитов и относительного количества ретикулярных тромбоцитов в течение суток представлены в таблице 3.1.1.4.
Как показывает результат таблицы, параметр анизоцитоза тромбоцитов не изменялся в течение суток. Однако в течение первых двух часов после взятия биоматериала произошли статистически достоверные изменения относительного числа ретикулярных тромбоцитов. В дальнейшем, параметр не изменялся. Колебания показателя в начальный период времени составило 1,4%, что является клинически незначимым.
Cуммируя полученные данные, можно заключить, что хранение проб в вакуумных пробирках с К2-ЭДТА при комнатной температуре +20С-+22С в течение суток не влияет на общее количество тромбоцитов, измеренное импедансным методом, тромбокрит, величину анизоцитоза тромбоцитов, на относительное количество ретикулярных тромбоцитов. В то же время, общее количество тромбоцитов, измеренное оптическим методом, имеет тенденцию к уменьшению, а средний объем тромбоцитов - к увеличению. Однако клинически значимых изменений данных параметров не происходит. Таким образом, суточный мониторинг тромбоцитарных параметров показал, что хранение проб при комнатной температуре не влияет в клинически значимых пределах на общее число тромбоцитов, измеренное оптическим и импедансным методами, средний объем тромбоцитов, тромбокрит и величину анизоцитоза тромбоцитов, на относительное количество ретикулярных тромбоцитов.
Сравнительный анализ результатов детекции бластных клеток микроскопическим методом и на проточном цитометре с применением технологии CytoDiffТМ
Исследование периферической крови на проточном цитометре Cytomics FC500 с использованием технологии CytodiffТМ позволяет провести у каждого пациента анализ около 20000 лейкоцитов, что значительно увеличивает точность подсчета по сравнению с методом дифференцировки лейкоцитов под микроскопом. Бластные клетки выделяются в регионах, обозначенных как Xt (Т-бласты), Xb (В-бласта), Xn (миелобласты), Xm (монобласты). В случае выявления менее 1% бластных клеток, образец крови считается Cytodiff бласт-негативным. Если хотя бы один тип бластов превышает 1%, образец крови считается Cytodiff бласт-позитивным. С целью оценки детекции бластных клеток на проточном цитометре с использованием технологии CytodiffТМ из общей группы пациентов с острым миелоидным лейкозом (ОМЛ) была исследована периферическая кровь 34-х из них. В зависимости от варианта лейкоза в соответствии с ФАБ классификацией, пациенты были поделены на две группы (М1/М2 вариант ОМЛ и М4/М5вариант ОМЛ). Первую группу составили 23 больных с острым миелобластным лейкозом ОМБлЛ (69 исследованных образцов крови), вторую – 11 пациентов с ОММЛ (28 исследованных образцов крови). В качестве референсного метода выявления бластов использовался морфологический подсчет бластных клеток в световом микроскопе. При исследовании групп пациентов бластные клетки распределялись в разные области скатерограмм проточного цитометра. У всех пациентов с ОМБлЛ бластные клетки регистрировались в области Xn-бластов (миелобластов) (рис.3.2.2.1).
При ОММЛ бласты распределялись между регионом Xn-бластов (миелобластов) и областью моноцитов (рисунок 3.2.2.2). При этом морфологическое исследование мазков крови показало, что число моноцитов оставалось в пределах нормы, в то время как количество моноцитов при дифференциальном подсчете лейкоцитов с использованием технологии CytodiffTM было увеличено. Полученные данные и результаты их статистической обработки приведены на рисунках 3.2.2.3, 3.2.2.4. Для статистического анализа применялись непараметрические критерии сравнения, в связи с отсутствием нормального распределения в исследуемых выборках. Статистический анализ в обеих группах пациентов проводился путем сравнения результатов морфологического подсчета числа бластных клеток со значениями Xn-бластов, % моноцитов и суммой значений Xn-бластов и моноцитов. Во второй группе дополнительно использовался сравнительный анализ с параметром Xm-монобластов. Из полученных данных видно, что в первой группе наибольшую корреляцию с % бластов, подсчитанных морфологическим методом, показал параметр % Xn бластов (rs=0,798) (рисунок 3.2.2.3). Отсутствие систематического расхождения между методами подтверждается минимальной средней разностью между измерениями (bias=-1,7) и равномерностью распределения точек вокруг средней линии на графике Бланда Алтмана. Коэффициент корреляции суммарного количества % [Xn+Моно] (rs=0,791) с % бластов, подсчитанных морфологическим методом, не отличался от коэффициента корреляции % Xn –бластов, измеренных отдельно (rs=0,798). Вклад моноцитов в данную взаимосвязь минимален, что иллюстрируется соответствующим коэффициентом корреляции равным 0,171. Во второй группе пациентов бластные клетки не попадали в область как Xn-бластов (rs=0,089), так и Xm-бластов(rs=0,019). Наибольшая корреляция наблюдалась с суммарной областью, включающей Xn-бласты и моноциты, и составила 0,606 (рисунок 3.2.2.4).
Отсутствие систематического расхождения между этими технологиями подтверждается также методом Бланда-Алтмана, в случае расчетов которого средняя разность между измерениями составила -0,05.
Таким образом, при варианте М1/М2 острого миелоидного лейкоза (остром миелобластном лейкозе) исследование периферической крови с использованием технологии CytodiffTM на проточном цитометре Cytomics FC500 (Beckman Coulter) позволяет подсчитывать число бластных клеток по параметру Xn. При варианте М4/М5 острого миелоидного лейкоза (остром миеломонобластном лейкозе) оценку числа бластных клеток надо проводить, используя сумму значений как Xn-бластов, так и моноцитов. Кроме того, при получении увеличения значений как Xn-бластов, так и моноцитов, у пациентов с острым миелоидным лейкозом можно предположить наличие ОММЛ.
Для оценки клинической значимости предложенных методов выявления бластных клеток проанализированы их чувствительность и специфичность по отношению к эталонному тесту - морфологическому исследованию мазка периферической крови в световом микроскопе. В качестве наличия болезни принимались данные пациентов с диагностированным ОМЛ независимо от исхода заболевания. В качестве отсутствия болезни – пациентов с ОМЛ, имеющих клинико-гематологическую ремиссию. Вычисление чувствительности и специфичности для методов выявления бластных клеток путем измерения числа LUC и количества Xn–бластов приведено в таблицах 3.3.1.3 и 3.3.1.4 соответственно.
На основе четырехпольных таблиц были рассчитаны чувствительность и специфичность для соответствующих диагностических методов. При расчете использовались следующие формулы:
Чувствительность = доля истинно положительных =ИП/(ИП+ЛО) (1)
Специфичность = доля ложноотрицательных =ИО/(ЛП+ИО) (2)
Расчет на основе данных формул показал, что чувствительность гематологического анализатора ADVIA 2120/2120i к выявлению бластов на основе параметра % LUC составляет 52%, специфичность 47%. Чувствительность метода CytodiffTM к детекции бластных клеток на основе параметра %Xn составляет 85%, специфичность 100%.
Суммируя полученные данные, можно сделать следующий вывод: использование разных методов исследования с целью обнаружения бластных клеток (оптического, цитохимического, иммунофенотипического) демонстрирует различное их распределение на графиках. Так, увеличение клеток только в области LUC скатерограммы гематологического анализатора ADVIA2120/2120i, при наличии морфологически установленных бластов, позволяет предположить у пациента ОМЛ с числом МПО-позитивных бластов ниже 30%. Увеличение процентного содержания, как LUC клеток, так и моноцитов, при наличии морфологически подтвержденных бластов и отсутствии увеличения моноцитов при визуальной оценке, делает вероятным наличие у пациента ОМЛ с числом МПО-позитивных бластов от 30 до 65%. В случае обнаружения бластных клеток в мазке крови и отсутствия увеличения клеток в LUC-зоне, следует обратить внимание на количество моноцитов и нейтрофилов в результатах анализа. При их увеличении у пациента можно предположить выявление ОМЛ с числом МПО-позитивных бластных клеток выше 65%. Параметр % LUC, являясь зависимым от количества МПО-позитивных бластных клеток, обладает низкой чувствительностью и специфичностью при выявлении бластных клеток. В то же время показатель % Xn, который определяли с помощью технологии CytodiffTM, не зависит от активности миелопероксидазы в бластных клетках, а определяется только их антигенным составом, что позволяет предположить наличие как ОМБлЛ, так и ОММЛ по выявлению Xn-бластов или суммы Xn-бластов и моноцитов. Параметр % Xn обладает высокой чувствительностью и специфичностью при обнаружении бластных клеток.
Мониторинг общего числа тромбоцитов и количества ретикулярных тромбоцитов у пациентов c острыми миелоидными лейкозами в восстановительный период
Ретикулярные тромбоциты (РТ) - незрелые тромбоциты, содержащие незначительное количество информационной и рибосомальной РНК. Параметр РТ помогает оценить активность тромбоцитопоэза в костном мозге и является маркером его восстановления. С целью оценки восстановления тромбопоэза с использованием фракции РТ проводился мониторинг общего числа тромбоцитов и относительного количества РТ в ходе восстановления пациентов с ОМЛ после проведения курса химиотерапии. Параметр %РТ исследовался на гематологическом анализаторе Cell-Dyn Sapphire. Исследования РТ на первом цикле индукции в связи с техническими трудностями были проведены только во второй группе.
Изменения параметров общего числа тромбоцитов и %РТ в динамике проведения химиотерапии представлены в таблице 3.3.2.1. Значение общего числа тромбоцитов на момент постановки диагноза в I и II группах пациентов с ОМЛ были значительно ниже референсных пределов и достоверно не отличались друг от друга (выделенный столбец таблицы 3.3.2.1). Исходное количество %РТ во II группе оставалось в пределах нормальных значений.
В обеих группах наблюдалось снижение общего числа тромбоцитов на 7-8 день проведения химиотерапии (p 0,001), достигая своего минимума на 15-16 сутки с последующим увеличением параметра (рисунок 3.3.2.1).
На 28-35 день тромбоциты восстановились до нормальных значений только в I группе. В конце восстановительного периода значения общего числа тромбоцитов в группе с полной ремиссией были достоверно выше, чем в группе с резистентным течением. Значение относительного числа РТ колебалось во второй группе в ходе химиотерапии. Увеличение показателя отмечалось на 7-8 день, с дальнейшим снижением на 15-16 день и ростом на 21-23 день после начала химиотерапии, оставаясь выше базовых значений. Конечное значение %РТ соответствовало 3,6% на 28-35 день (рисунок 3.3.2.2). Однако достоверных изменений РТ выявлено не было.
При проведении дальнейших циклов консолидации ремиссии в I группе отмечалось снижение количества тромбоцитов на 7-8 сутки проведения химиотерапии (p 0,05) с достижением своего минимума на 15-16 сутки с последующим достоверным увеличением параметров. Однако, в отличии от цикла индукции, достоверное восстановление общего количества тромбоцитов до нормальных значений произошло позже на 36-48 день. Уровень восстановления числа тромбоцитов после цикла индукции и консолидации достоверно не отличался. При оценке динамики %РТ в ходе цикла консолидации отмечено достоверное повышение показателя на 15-16 день (р 0,01) с последующим снижением на 21-23 день (рисунок 3.3.2.3). Таким образом, пик %РТ предшествовал увеличению абсолютного числа тромбоцитов за 7-10 дней (р 0,01).
Таким образом, фракция ретикулярных тромбоцитов предшествует восстановлению основного числа тромбоцитов. Увеличение количества молодых незрелых клеток свидетельствует о повышении активности тромбоцитопоэза. Результаты исследования установили, что увеличение числа ретикулярных тромбоцитов наблюдается на 7-10 дней раньше увеличения общего количества тромбоцитов (р 0,01) после проведения консолидирующего курса химиотерапии ОМЛ. Поэтому измеряя относительное число ретикулярных тромбоцитов, можно оценить эффективность тромбоцитопоэза при его восстановлении после химиотерапии.
Суммируя полученные данные подраздела 3.3, можно сделать вывод: метод детекции бластных клеток с применением набора CytodiffTM на проточном цитометре дает возможность оценить элиминацию бластов с чувствительностью 85% и специфичностью 100%, что позволяет рекомендовать его для мониторинга выявления бластных клеток в практике.
С помощью предложенного нового показателя – коэффициента элиминации бластных клеток, рассчитываемого на основе параметра % Xn, уже на 4-6 день проведения индукционного курса химиотерапии возможно прогнозировать ответ пациента на химиотерапию. Снижение этого показателя более чем в два раза свидетельствовало об эффективности лечения. На основе показателя LUC можно оценить динамику элиминации бластов только у пациентов с числом МПО - позитивных бластных клеток менее 30%. Параметр относительного числа ретикулярных тромбоцитов может служить маркером восстановления тромбопоэза в костном мозге после проведения консолидирующего курса химиотерапии.