Содержание к диссертации
Введение
ГЛАВА 1. Обзор литературы 11
1.1.Структурно-функциональная организация циркадианной системы млекопитающих 11
1.2. Электрофизиологическая характеристика супрахиазматического ядра 15
1.3.Фотическая настройка циркадианного осциллятора 21
1.4.Нефотическая настройка циркадианного осциллятора 26
1.5.Распространение циркадианной ритмики из супрахиазматического ядра 30
1.6. Структура, синтез, инактивация инсулина в центральной нервной системе 35
1.7.Типы инсулиновых рецепторов в центральной нервной системе, внутриклеточные каскады 38
1.8.Эффекты инсулина на уровне центральной нервной системы 41
ГЛАВА 2. Материал и методики исследования 45
2.1. Исследование произвольной локомоторной активности крыс in vivo 45
2.2. Исследование биоэлектрической активности нейронов супрахиазматического ядра in vitro 46
2.3. Исследование модулирующего влияния инсулина на функциональное состояние афферентных входов из гипоталамического аркуатного ядра в супрахиазматическое ядро
2.4. Статистическая обработка данных 52
2.5. Вещества, использованные в работе 52
Глава 3. Влияние инсулина на циркадианный ритм произвольной локомоторной активности 53
Глава 4. Влияние инсулина на биоэлектрическую активность нейронов супрахиазматического ядра 66
4.1. Особенности биоэлектрической активности нейронов супрахиазматического ядра in vitro 66
4.2. Влияние инсулина на биоэлектрическую активность нейронов супрахиазматического ядра in vitro з
ГЛАВА 5. Влияние инсулина на функциональное состояние афферентных входов в супрахиазматическое ядро из аркуатного ядра 95
5.1. Электрофизиологическая характеристика афферентных входов в супрахиазматическое ядро из гипоталамического аркуатного ядра in vitro 96
5.2. Влияние инсулина на функциональное состояние афферентных входов из гипоталамического аркуатного ядра в супрахиазматическое ядро 106
ГЛАВА 6. Обсуждение результатов 126
Выводы 145
Список сокращений 147
Список литературы
- Электрофизиологическая характеристика супрахиазматического ядра
- Исследование биоэлектрической активности нейронов супрахиазматического ядра in vitro
- Влияние инсулина на биоэлектрическую активность нейронов супрахиазматического ядра in vitro
- Влияние инсулина на функциональное состояние афферентных входов из гипоталамического аркуатного ядра в супрахиазматическое ядро
Электрофизиологическая характеристика супрахиазматического ядра
Супрахиазматическое ядро представляет собой небольшое парное ядро, локализованное в переднем гипоталамусе, непосредственно прилегающее с дорсальной стороны к хиазме зрительных нервов [van den Pol., 1980; Morin et al., 2006; Froy, 2011]. Размеры ядра у взрослого самца крысы следующие: объем приблизительно составляет 0,13-016 мм3, длина в ростро-каудальном направлении – 950 мкм, ширина – 425 мкм, высота – 400 мкм и диаметр около 300 мкм. Супрахиазматическое ядро содержит около 20000 нейронов и небольшое количество астроцитов и олигодендроцитов и анатомически подразделяется на два гетерогенных отдела: вентролатеральный или «ядро» и дорсомедиальный или «оболочка». Клетки в вентролатеральном отделе имеют сферическую форму с многочисленными инвагинациями ядер, цитоплазма богата органеллами. Размер клеток составляет около 100-105 мкм2, а плотность расположения – 12/10000 мкм2 [Jagota, 2006; Welsh et al., 2010]. Нейроны дорсомедиального отдела характеризуются небольшими размерами (около 80-85 мкм2), изогнуты и очень плотно сгруппированы (22/10000 мкм2). Они имеют меньшее количество инвагинаций ядер и органелл в цитоплазме. Более того, дорсомедиальные клетки взаимодействуют через сомато-соматические контакты и кластеризуются вдоль стенок капилляров проходящих через «оболочку». Предполагается, что благодаря такому расположению, нейроны могут секретировать различные гуморальные факторы в кровяное русло, тем самым контролируя хронопериодический сигнал в целевых эфферентных структурах [van den Pol, 1980; Leak et al., 1999; Jagota, 2006].
Фенотипические свойства нейронов обоих отделов существенно различаются. В частности, нейроны «ядра» экспрессируют ВИП, ГРП, а также ПГИ. Нейроны дорсомедиального отдела в большом количестве продуцируют АВП [Golombek, Rosenstein, 2010; Welsh et al., 2010; Enoki et al., 2012]. В отдельной группе клеток на границе между обоими отделами выявлен синтез соматостатина. Повсеместно в супрахиазматическом ядре синтезируются ГАМК, мет-энкефалин, калретинин, ЭНК, кальбиндин-D28K, КГРП, ангиотензин II, КРФ, динорфин, галанин, субстанция P, ТРГ, ФРН, холецистокинин [van Esseveldt et al., 2000; Welsh et al., 2010; Tonsfeldt et al., 2012; Morin, 2013].
Показано, что множество супрахиазматических нейронов являются пейсмекерными клетками, поскольку они генерируют постоянную эндогенную ритмику в отсутствии какой-либо подстраивающей информации [Yamaguchi et al., 2003]. При этом экспрессия ритма происходит даже в изолированных нейронах in vitro, но с меньшей амплитудой. Интересно, что осцилляции клеток имеют различные периоды (с интервалом от 23 до 28 часов) и сохраняются при блокаде синаптической передачи тетродотоксином (TTX) [Welsh et al., 1995]. Обнаружено, что астроциты тоже обладают пейсмекерными свойствами, однако амплитуда их осцилляций значительно слабее. Более того, астроциты экспрессируют рецепторы к ВИП, АВП, ГАМК, оксиду азота [Hosli, Hosli, 1993; Prolo et al., 2005]. Топографически значительное количество астроцитов сосредоточено в вентролатеральной части супрахиазматического ядра, где они формируют синапсы с ВИПергическими нейронами. В дорсомедиальных же отделах ядра они связаны с АВПергическими нейронами [van den Pol et al., 1992].
Установлено, что пейсмекерные осцилляции нейронов в значительной степени определяются биохимическими процессами – системой замкнутых транскрипционно-трансляционных положительно-отрицательных петель обратной связи и составляющих их элементов. К основным структурным элементам образующим эти петли относятся циркадианные гены: Clock (Circadian locomotor output clock kaput), Bmal1 (Brain and muscle Arnt-like protein 1 или Mop3), Per (Period), Cry (Cryptochrome), Reverb (Orphan nuclear receptor) и Ror (Retinoid orphan receptor) [Анисимов, Виноградова, 2006]. Причем гены Bmal1, Clock составляют положительную петлю обратной связи, а гены Per1-3, Cry1-2 – отрицательную петлю. Показано, что фундаментальный компонент обеих петель – это транскрипционный комплекс – CLOCK/BMAL1 – белковый продукт генов Clock и Bmal1, который инициирует в ядре транскрипцию генов Per1-2 и Cry1-2, как следствие это вызывает повышение цитоплазматических уровней белков – PER1-2 и CRY1-2. Последние ассоциируются в гетеромерические комплексы – PER1-2/CRY1-2, которые в начале темнового периода транслоцируясь в ядро, репрессируют свою собственную транскрипцию за счет ингибирующего действия на димер CLOCK/BMAL1. Постепенное снижение уровней белков PER1-2 и CRY1-2 в цитоплазме приводит к дерепрессии CLOCK/BMAL1 и, в конечном счете, к началу нового циркадианного цикла транскрипции генов Per и Cry [Shearman et al., 2000; Golombek, Rosenstein, 2010; Rana, Mahmood, 2010; Froy, 2011; Mohawk et al., 2012; Richards, Gumz, 2013]. Гетеродимер CLOCK/BMAL1 кроме генов Per и Cry также активирует транскрипцию генов Rev-erb и Ror, которые регулируют транскрипцию гена Bmal1. Данный регуляторный контур обеспечивает устойчивость и точную настройку циркадианного осциллятора [Antle, Silver, 2005; Rana, Mahmood, 2010].
Существенную роль в механизмах синхронизации клеточной ритмики на тканевом уровне, в том числе и поддержании узкого диапазона периодов, хотя с довольно варьирующими фазами отдельных групп клеток, выполняет синаптическая передача [Honma et al., 1998]. Так, блокада синаптической передачи с помощью TTX приводит к нарушению циркадианных проявлений поведенческой ритмики и ритма биоэлектрической активности [Yamaguchi et al., 2003; Colwell, 2011].
Характерно, что кроме синаптической передачи, амплификацию и координацию циркадианных ритмов осуществляют электрические синапсы. Например, электрические щелевые контакты обеспечивают спонтанную электрическую активность приблизительно у 25% супрахиазматических нейронов. Структурные элементы щелевых контактов – коннексины идентифицированы в супрахиазматическом ядре, причем у мышей с нокаутом по гену коннексина-36 (Cx36) спонтанная электрическая активность не выражена, а в условиях постоянной темноты у животных прослеживается низкоамплитудная поведенческая ритмика [Colwell, 2000; Long et al., 2005; Арушанян, 2011]. Установлено, что значительное количество щелевых контактов встречается и среди астроцитов [van den Pol, 1980; Prosser et al., 1994]. Наконец, содержащиеся в супрахиазматическом ядре ГАМК, ВИП, АВП и ГРП рассматриваются как наиболее значимые вещества, которые участвуют в синхронизации и модуляции хронопериодической информации между нейронами как ипсилатеральной, так и контролатеральной половин обоих отделов супрахиазматического ядра. Например, снижение ГАМКергического тонического влияния путем генетического нокаута Na+ каналов – Nav1.1, десинхронизирует ритмику между нейронами вентролатерального и дорсомедиального отделов ядра, а также приводит к удлинению циркадианного периода клеток [Han et al., 2012]. Показано, что ВИП выполняет двойственную роль в супрахиазматическом ядре: он не только поддерживает амплитуду циркадианной ритмики в отдельных нейронах ядра, но и синхронизирует ее между пейсмекерными клетками [Granados-Fuentes, Herzog, 2013]. Обнаружено, что у мышей с нокаутом по ВИП и его рецептору VPAC2 циркадианные ритмы ослаблены или же вовсе не выражены [Harmar et al., 2002]. Brown et al., 2005 и Maywood et al., 2011 продемонстрировали, что в случае экспериментального нарушения ВИПергической сигнализации, аппликации АВП и ГРП восстанавливают ритмику в аритмичных супрахиазматических нейронах. Вместе с тем нокаут по этим веществам вызывает обратный эффект и только усиливает процесс десинхронизации.
Таким образом, анализ данных литературы позволяет заключить, что нейронный пейсмекер расположенный в супрахиазматическом ядре гипоталамуса представляет собой ведущий циркадианный осциллятор в хронопериодической системе млекопитающих, который осуществляет синхронизацию эндогенной ритмики организма с внешними факторами окружающей среды.
Исследование биоэлектрической активности нейронов супрахиазматического ядра in vitro
Эксперименты выполнены на 28 крысах обоего пола весом 70-120 г. Экспериментальный протокол был согласован с комиссией по биологической этике Самарского государственного университета. Животных наркотизировали уретаном (1,2 г/кг массы тела внутрибрюшинно) и декапитировали. Головной мозг быстро извлекали из полости черепа и охлаждали в искусственной цереброспинальной жидкости с температурой +2 - +3 С в течение 1-2 минут. При помощи вибратома Vibroslice NVSL (США) готовили сагиттальные срезы толщиной 300 мкм, включающие супрахиазматическое ядро. Из мозга каждого животного удавалось приготовить не более 4 таких срезов. С целью избежать возможной десенситизации нейронов к действию инсулина в каждом срезе исследовали реакцию на воздействие вещества лишь одной клетки. Срезы инкубировали по меньшей мере в течение 1 часа при комнатной температуре в искусственной цереброспинальной жидкости следующего состава: NaCl – 124 мМ, NaHCO3 – 25 мМ, KCl – 3 мМ, CaCl2 – 1,5 мМ, MgSO4 – 1 мМ, NaH2PO4 – 0,5 мМ, глюкоза – 30 мМ. Жидкость непрерывно оксигенировали (95% О2, 5% N2) с помощью концентратора кислорода Oxy 6000 (Bitmos, Germany).
Для регистрации активности срезы помещали в перфузионную камеру из оргстекла диаметром 35 мм и глубиной 4 мм. Камеру заполняли искусственной цереброспинальной жидкостью того же состава и перфузировали срезы со скоростью около 2 мл/мин с помощью перфузионной помпы (Minipuls-3, Gilson, France). Регистрация производилась при комнатной температуре. С помощью пуллера (PC-10, Narishige, Japan) из стеклянных заготовок (PG120T-7,5, Harvard Apparatus Ltd, UK) готовили микроэлектроды с диаметром кончика около 1 мкм и заполняли их искусственной цереброспинальной жидкостью, так что сопротивление электродов составляло 8-12 Мом.
Кончик микроэлектрода вводили в супрахиазматическое ядро с помощью масляного микроманипулятора под визуальным контролем с использованием бинокулярного микроскопа (МБС-10, ЛЗОС, Россия). Все наблюдения выполнялись по единой схеме: после появления активности нейрона регистрировали спайковую активность в исходном состоянии (при перфузии среза искусственной цереброспинальной жидкостью) в течение 5 минут и убеждались в стабильности уровня и характера активности нейрона. В редких случаях наличия тенденции к изменению (n=6), регистрацию в исходном состоянии продолжали в течение следующих 5 или 10 минут до полной стабилизации активности клетки. Во всех наблюдениях в качестве исходной принималась активность за 5-минутный интервал времени, непосредственно предшествующий аппликации инсулина. После этого меняли перфузионный раствор на такой же, но с содержанием 15 нМ инсулина, при этом продолжительность аппликации вещества составляла 10 минут. В тех наблюдениях, где инсулин вызывал существенные изменения спайковой активности, период развития реакции укладывался в 5-минутный интервал. В связи с этим, эффект инсулина оценивали в течение следующих 5 минут, т.е. с 6 по 10 минуту после начала воздействия. Нейронами, реагирующими на воздействие инсулина, считались лишь те, у которых частота генерации спайков изменялась под влиянием этого вещества не менее, чем на 20% от исходной [Brown et al., 2008]. После этого, с целью проследить за возможным обратным развитием реакции, вновь переходили на перфузию среза искусственной цереброспинальной жидкостью («отмывание» среза), которую проводили в течение 15 минут. Полностью всю описанную схему удалось осуществить в 71 наблюдении, в остальных 4 наблюдениях активность клеток была потеряна в период «отмывания» среза и за степенью восстановления исходной активности проследить не удалось. Степень восстановления исходной активности оценивали по заключительному 5-минутному интервалу периода «отмывания» среза. Всего изучены реакции на воздействие инсулина 75 нейронов супрахиазматического ядра.
Сигнал с микроэлектрода подавали на вход усилителя биопотенциалов Model 2400 (A-M Systems, USA), а затем, через интерфейс CED 1401-Micro (Cambridge Electronic Design, UK) – на персональный компьютер. Регистрацию и хранение данных осуществляли с помощью программного пакета Spike-2 (Cambridge Electronic Design, UK).
Первым этапом обработки данных было тщательное выделение всех зарегистрированных спайков из шума и артефактов. Далее, наряду с расчётом «традиционного» параметра электрической активности нейронов – средней частоты генерации спайков, вычисляли два параметра, характеризующих спайковое кодирование информации: энтропию распределения межспайковых интервалов и обоюдную информацию между сопряжёнными межспайковыми интервалами, отражающую паттернирование спайковой информации [Bhumbra et al., 2004, 2005a, 2005b; Inyushkin et al., 2007, 2009]. Параметрический анализ спайкового кода выполнялся на компьютере с помощью программы InterLab, размещённой в свободном доступе
Энтропия распределения межспайковых интервалов рассчитывалась по формуле Шеннона [Shannon, Weaver, 1949]: где S(X) – энтропия гистограммы вероятности распределения продолжительности совокупности анализируемых межспайковых интервалов Р(хi), NX – количество бит в гистограмме Р(хi). Обоюдную информацию между сопряжёнными межспайковыми интервалами рассчитывали следующим образом. В парах сопряжённых интервалов совокупность логарифмов предшествующих интервалов обозначали как X, последующих интервалов – как Y. Обоюдная информация между сопряжёнными межспайковыми интервалами определялась как разность между относительной энтропией продолжительности межспайковых интервалов в том порядке, как они были зарегистрированы и средней относительной энтропией тех же данных, взятых в случайном порядке после процедуры их рандомизации по методу Монте-Карло [Bhumbra, Dyball, 2003]: где I(X;Y) - обоюдная информация между сопряжёнными межспайковыми интервалами, D(X,YXY) - относительная энтропия продолжительности межспайковых интервалов в порядке их регистрации в эксперименте, RiY -рандомизированная совокупность интервалов Y, D(X,RiYXY) - средняя относительная энтропия продолжительности межспайковых интервалов после их рандомизации.
Влияние инсулина на биоэлектрическую активность нейронов супрахиазматического ядра in vitro
Из рисунка также следует, что интраназальное введение инсулина, произведённое в ZT=1 час не вызвало каких-либо заметных изменений ритма на актограмме.
Статистический анализ показал, что в целом по данной группе опытов после введения инсулина имела место слабая тенденция к фазовому запаздыванию акрофазы циркадианного ритма (на 0,58±1,85 часа; p=0,768, парный t-тест), не достигшая, однако, уровня статистической значимости. Сравнительный анализ почасовой активности в пределах суточного цикла в течение 5 суток до и после введения инсулина в ZT=1 час также не выявил различий. В данных экспериментальных условиях не обнаруживалось статистически значимого изменения продолжительности периода циркадианного ритма активности, несмотря на слабую тенденцию к его укорочению: на 0,60±0,98 часа (p=0,574, парный t-тест). Так же, как в экспериментах с введением инсулина в другие моменты суточного цикла, в данной группе опытов не было выявлено существенного влияния этого вещества на суммарную локомоторную активность. Величина данного показателя, вычисленная за 5-суточный период до введения инсулина составила 1829,8±837,5 оборота. За аналогичный период после введения инсулина суммарная локомоторная активность составила 1143,8±310,1 оборота (p=0,305, парный t-тест), что можно расценивать как умеренную тенденцию к снижению. Таким образом, полученные результаты позволяют сделать заключение о том, что однократное интраназальное введение 0,2 мкг инсулина в ZT=1 час не привело к изменениям циркадианного ритма произвольной локомоторной активности крыс.
Похожие результаты были получены и при однократном интраназальном введении 0,2 мкг инсулина в ZT=19 часов. Характерный пример актограммы, зарегистрированной в одном из экспериментов данной группы, представлен на рис. 8. Приблизительно через 3 суток после перевода режима освещения на постоянную темноту началось слабое, но устойчивое прогрессивное смещение периодов свободно бегущего ритма локомоторной активности вправо. Такое смещение является свидетельством того, что период свободно бегущего ритма локомоторной активности превышал 24 часа. Расчёты показали, что в среднем этот показатель у данного животного составил 24 часа 6 минут. Вместе с тем, на рисунке видно, что однократное интраназальное введение инсулина в ZT=19 часов не вызвало каких-либо заметных изменений ритма локомоторной активности.
Статистический анализ данных, полученных в данных экспериментальных условиях, показал, что после введения инсулина отмечалась слабая тенденция к фазовому опережению ритма активности на 0,29±0,55 часа, которая, однако, не достигала уровня статистической значимости (р=0,621, парный t-тест). Не было также выявлено существенных изменений продолжительности периода циркадианного ритма активности, несмотря на то, что со стороны этого показателя отмечалась слабая тенденция к росту – на 0,48±0,40 часа (p=0,294, парный t-тест).
Так же, как в других группах экспериментов, введение инсулина в ZT=19 часов не вызвало изменений суммарной локомоторной активности. Величина этого показателя, вычисленная за 5-суточный период до введения инсулина составила 2320,5±682,5 оборота, тогда как за аналогичный период после введения инсулина суммарная локомоторная активность составила 2161,2±867,4 оборота (p=0,817, парный t-тест). Таким образом, в данных условиях имела место слабая тенденция к снижению суммарной локомоторной активности, не достигшая уровня статистической значимости.
Таким образом, результаты, полученные в данной группе экспериментов, показывают, что после однократного интраназального введения 0,2 мкг инсулина в ZT=19 часов не произошло каких-либо изменений со стороны исследуемых показателей, характеризующих циркадианный ритм произвольной локомоторной активности крыс.
Однократное интраназальное введение растворителя в контрольных экспериментах также не вызвало статистически значимых изменений исследуемых показателей независимо от времени его введения.
В целом, данные, представленные в настоящей главе, позволяют сделать заключение о том, что однократное интраназальное введение инсулина способно вызывать изменения циркадианного ритма произвольной локомоторной активности лабораторных крыс. При этом выраженность и характер влияния инсулина существенно зависят от момента его введения в пределах суточного цикла. Наиболее выраженные реакции параметров циркадианного ритма произвольной локомоторной активности обнаруживались при введении инсулина в ZT=13 часов, введение этого вещества в ZT=7 часов приводило к менее значительным изменениям исследуемых показателей, тогда как введение инсулина в ZT=1 или ZT=19 часов оказалось неэффективным. Такое заключение подтверждается данными, представленными на рис. 9, где показана зависимость выраженности фазового опережения циркадианного ритма произвольной локомоторной активности от момента введения инсулина.
Влияние инсулина на функциональное состояние афферентных входов из гипоталамического аркуатного ядра в супрахиазматическое ядро
Внеклеточная микроэлектродная регистрация биоэлектрической активности нейронов супрахиазматического ядра крыс in vitro в сагиттальных срезах гипоталамуса позволила определить основные особенности спайковой активности расположенных здесь клеток. В экспериментах, где срезы перфузировали раствором, содержащим физиологическую концентрацию кальция и магния, было зарегистрировано 75 нейронов супрахиазматического ядра. В качестве основного показателя их биоэлектрической активности использовали «традиционный» параметр, позволяющий оценить уровень активности клеток – среднюю частоту генерации потенциалов действия. Дополнительно в ходе обработки данных применяли метод анализа нейронного кода, основанный на теории информации [Bhumbra et al., 2004, 2005a, 2005b; Inyushkin et al., 2007, 2009]. Данный метод позволяет выполнить параметрическую оценку основных показателей спайкового кодирования информации - регулярности генерации спайков и степени паттернирования спайковой информации. Он основан на расчёте двух показателей - энтропии распределения межспайковых интервалов и обоюдной информации между сопряжёнными межспайковыми интервалами.
В целом для всей группы зарегистрированных нейронов (п=75) средняя частота генерации потенциалов действия составила 2,55+0,26 с"1. Энтропия распределения межспайковых интервалов для этих нейронов составила 6,585+0,104 бит; обоюдная информация между сопряжёнными межспайковыми интервалами равнялась 0,060+0,013 бит. Анализ особенностей спайковой активности позволил выделить 4 различных типа нейронов супрахиазматического ядра, характерные примеры которых представлены на рис. 10.
У 23 из 75 зарегистрированных нейронов (30,7%) был выявлен регулярный тип активности. Наиболее характерными признаками такой активности была высокая, по сравнению с другими типами нейронов, частота генерации потенциалов действия (4,32+0,47 с"1) в сочетании со стабильной продолжительностью межспайковых интервалов и полным отсутствием пауз между соседними спайками (рис. 10, А). Высокая регулярность генерации спайков клетками данного типа выражалась, в частности, в самом низком среди всех типов нейронов значении энтропии распределения межспайковых интервалов, которая составила 5,577+0,117 бит. Обоюдная информация между сопряжёнными межспайковыми интервалами у нейронов данного типа оказалась равной 0,035+0,014 бит.
В 7 случаях из 75 (9,3%) наблюдалась залповая активность нейронов, которая характеризовалась чередованиями периодов активности (залпов) и продолжительных пауз (рис. 10, В). При этом продолжительность залпов активности составляла от нескольких секунд до минуты, а паузы между залпами -от 4-5 до 60 секунд. A
Типы спайковой активности нейронов супрахиазматического ядра in vitro. А – регулярная активность, Б – нерегулярная активность, В – залповая активность, Г – низкая активность. Слева от каждой нейронограммы – калибровка по амплитуде (5 мВ), внизу – калибровка по времени.
Одним из наиболее характерных отличительных признаков активности залповых нейронов было наивысшее среди всех типов клеток значение обоюдной информации между сопряжёнными межспайковыми интервалами (0,110+0,041 бит), что указывает на способность паттернирования спайковой информации в нейронном коде. Также относительно высоким оказалось значение энтропии распределения межспайковых интервалов (6,761+0,252 бит), что является признаком нерегулярности генерации спайков нейронами этого типа. В то же время активность нейронов данного типа характеризовалась относительно невысокой частотой генерации потенциалов действия (1,67+0,49 с"1).
Наиболее часто встречающимся типом активности нейронов супрахиазматического ядра, который был зарегистрирован у 45 из 75 клеток (45,4%) оказался нерегулярный тип спайковой активности. Он характеризовался непостоянством межспайковых интервалов, наличием коротких периодов высокочастотной активности и редких непродолжительных пауз, длительность которых, как правило, не превышала 10 секунд (рис. 10, Б). Нейроны данного типа демонстрировали умеренные значения частоты генерации спайков (2,31+0,33 с"1) и энтропии распределения межспайковых интервалов (6,890+0,089 бит). Обоюдная информация между сопряжёнными межспайковыми интервалами у клеток данного типа оказалась равной 0,087+0,026 бит.
Наконец, 11 из 75 зарегистрированных клеток (14,7%) были отнесены к нейронам с низкой активностью (рис. 10, Г). Наиболее характерным признаком таких клеток была низкая частота генерации потенциалов действия (менее 0,35 с" ). В целом, по всей группе клеток этого типа данный показатель составил 0,17+0,04 с"1. Другими отличительными признаками клеток с низкой активностью оказались наивысшее среди всех типов клеток значение энтропии распределения межспайковых интервалов (7,636+0,151 бит) и отсутствие обоюдной информации между сопряжёнными межспайковыми интервалами (у всех 11 нейронов значение этого показателя равнялось нулю). Таким образом, спайковый код этих клеток отличался высокой нерегулярностью генерации потенциалов действия и отсутствием признаков паттернинга.
Сравнение параметров спайковой активности нейронов с разными типами активности позволило выявить многочисленные различия между ними в частоте генерации потенциалов действия (р 0,001, ранговый тест ANOVA), в энтропии распределения межспайковых интервалов (р 0,001, ранговый тест ANOVA), и в обоюдной информации между сопряжёнными межспайковыми интервалами (р=0,01, ранговый тест ANOVA).
Частота генерации потенциалов действия нейронами с регулярной активностью оказалась выше, чем у нейронов с нерегулярной (р 0,001, ранговый тест Манна-Уитни), низкой (р 0,001, ранговый тест Манна-Уитни) и залповой активностью (р=0,006, ранговый тест Манна-Уитни). Значение данного показателя у клеток с низкой активностью было ниже, чем у нейронов с нерегулярной (p 0,001, ранговый тест Манна-Уитни) и залповой активностью (p 0,001, ранговый тест Манна-Уитни).
Энтропия распределения межспайковых интервалов у нейронов с регулярной активностью была ниже, чем у клеток с нерегулярной (p 0,001, непарный t-тест), залповой (p 0,001, непарный t-тест) и низкой активностью (p 0,001, непарный t-тест). Значение данного показателя у клеток с низкой активностью оказалось выше, чем у клеток с нерегулярной (p 0,001, непарный t-тест) и залповой активностью (p=0,006, непарный t-тест). Обоюдная информация между сопряжёнными межспайковыми интервалами у нейронов с низкой активностью оказалась ниже, чем у нейронов с регулярной (p 0,001, ранговый тест Манна-Уитни), нерегулярной (p=0,007, ранговый тест Манна-Уитни) и залповой активностью (p=0,002, ранговый тест Манна-Уитни). Статистические данные о показателях биоэлектрической активности различных типов нейронов супрахиазматического ядра представлены в табл. 1. Таким образом, информация, полученная при регистрации биоэлектрической активности нейронов супрахиазматического ядра in vitro, позволила выявить 4 типа клеток, различающихся уровнем активности и параметрами спайкового кодирования информации.