Содержание к диссертации
Введение
Глава 1. Обзор литературы 13
1.1. Современные представления о процессе экзотрофии у рыб 13
1.2. Пищевое поведение рыб 13
1.2.1. Особенности пищевого поведения рыб, различающихся по характеру питания 13
1.2.2. Спектр питания и биохимический состав пищи рыб, различающихся по характеру питания 14
1.2.2 Роль сенсорных систем в реализации пищевого поведения у рыб 16
1.3 Краткая характеристика структурно-функциональных основ процессов 21
1.3.1 Морфологические особенности пищеварительной системы рыб 21
1.3.2 Закономперности и особенности процессов пищеварения у рыб 26
1.3.3. Пептидазы пищеварительного тракта рыб, различающихся по типу питания 30
1.4 Влияние антропогенных факторов различной химической природы на процессы экзотрофии у рыб 33
1.4.1 Влияние тяжелых металлов на процессы экзотрофии у рыб 34
1.4.1.1 Влияние металлов на пищевое поведение рыб 38
1.4.1.2. Влияние металлов на процессы пищеварения 41
1.4.2 Краткая характиристика фенола и его производных 44
1.4.2.1. Влияние фенола и его производных на организм рыб 46
1.4.2.2. Влияние фенола и его производных на пищеварительную систему 58
1.4.3. Краткая характеристика глифосата и Раундапа 59
1.4.3.1. Влияние глифосата и Раундапа на организм рыб 60
1.4.3.2 Влияние глифосата и Раундап на пищеварительную систему рыб 64
1.5. Заключение 65
Глава 2. Материал и методы исследования 69
2.1 Материал исследования 69
2.2. Методы исследований 71
2.2.1. Изучение влияния тяжелых металлов и органических соединений на пищевое поведение рыб 71
2.2.3. Описание условий конкретных экспериментов 74
2.2.4 Статистическая обработка данных 77
Глава 3. Влияние металлов, поступающих с пищей, на пищевое поведение карпа 78
3.1. Влияние поступающего с пищей цинка и меди на пищевое поведение карпа 78
3.2. Влияние поступающей с пищей ртути на пищевое поведение карпа 82
3.4. Заключение 84
Глава 4. Влияние металлов, поступающих с пищей, на активность пептидаз кишечника рыб 86
4.1. Влияние поступающего с пищей цинка на протеолитическую активность химуса и слизистой оболочки кишечника карпа.. 86
4.2. Влияние поступающей с пищей меди на протеолитическую активность химуса и слизистой оболочки кишечника карпа 87
4.3. Влияние поступающей с пищей ртути на протеолитическую активность слизистой оболочки кишечника карпа 88
4.4. Заключение 89
Глава 5. Влияние фенола и его производных на активность пептидаз кишечника рыб разных видов 91
5.1. Влияние высокой концентрации кристаллического фенола и его производных на активность пептидаз слизистой оболочка кишечника 91
5.2. Влияние различных кристаллического фенола и его производных в различных концентрациях на активность пептидаз слизистой оболочки кишечника и химуса у бентофагов 94
5.3. Влияние кристаллического фенола и его производных на активность пептидаз слизистой оболочка кишечника и химуса у типичных и факультативных ихтиофагов 96
5.4. Влияние аморфного фенола и его фракций на активность пептидаз слизистой оболочки кишечника и химуса у рыб разных видов 98
5.5. Заключение 101
Глава 6. Влияние гербицида раундап на активность пептидаз кишечника рыб разных видов 105
6.1. Влияние Раундапа на активность пептидаз слизистой оболочки и химуса кишечника у типичных и факультативных бентофагов 105
6.2. Влияние Раундапа на активность пептидаз слизистой оболочки и химуса кишечника у типичных и факультативных ихтиофагов 107
6.3. Заключение 110
Заключение 112
Список литературы 118
- Роль сенсорных систем в реализации пищевого поведения у рыб
- Влияние фенола и его производных на организм рыб
- Влияние поступающего с пищей цинка и меди на пищевое поведение карпа
- Влияние Раундапа на активность пептидаз слизистой оболочки и химуса кишечника у типичных и факультативных ихтиофагов
Роль сенсорных систем в реализации пищевого поведения у рыб
Начальные этапы пищевого поведения у рыб, как и у других позвоночных животных осуществляется при участии сенсорных систем – зрения, слуха, обоняния, вкуса, боковой линии, общего химического чувства и электрорецепции у электрических рыб (Касумян, 2002, 2011; Kasumyan, Doving, 2003; Кузьмина, 2005, 2015, 2019; Девицина и др., 2015, 2016).
Обоняние. Обонятельная система является одной из важнейших хемосенсорных систем у рыб, обеспечивающая поиск объектов питания, репродуктивное и социальное взаимодействие, способность выявлять и избегать хищников или других опасных ситуаций (Laberge at al., 2001; Sorensen et al., 2004; Hansen, 2005). В основе этого лежит способность обонятельной системы рыб реагировать на аминокислоты, желчные кислоты, пептиды, нуклеиновые кислоты и стероидные соединения (Hara, 1992). Морфология органа обоняния значительно варьирует у разных видов рыб (Zeiske et al., 1992; Hansen et al., 2005).
Орган обоняния у рыб, расположенный в носовой полости, представлен многослойной структурой, так называемой обонятельной розеткой. Поверхность складок обонятельной розетки покрыта обонятельным эпителием, толщина которого у разных рыб колеблется от 20 до 130 мкм. В состав обонятельного эпителия входят рецепторные, опорные, слизистые и базальные клетки (Zeiske еt al., 2003; Касумян, 2002; Ghosh et al., 2013) Существует три типа рецепторных клеток: реснитчатые и микровиллярные, общие для всех позвоночных, а также относительно малочисленные скрытые клетки, булава которых не достигает поверхности эпителия (Касумян, 2002; Ota et al., 2012; Lazzari et al., 2017). На поверхности обонятельных рецепторов расположены трансмембранные белки (первый компонент каскада обонятельной трансдукции), связывающие молекулы и вызывающие каскад взаимодействий, которые преобразовывают первичный химический сигнал в электрический сигнал, вызывающий соответствующую реакцию (Azzouzi et al., 2014).
Первичные рецепторные клетки, являющиеся биполярными нейронами, имеют апикальный дендрит и базальный аксон. Аксоны рецепторных клеток после прохождения через базальную мембрану обонятельного эпителия объединяются в обонятельный нерв, связывающий обонятельный эпителий с первичными обонятельными центрами – парными обонятельными луковицами. Обонятельные луковицы состоит из нескольких концентрически расположенных клеточных и волокнистых слоев, структура которых значительно варьирует у рыб разных видов (Hara, 1971; Finger, 1997; Sorensen, Caprio, 1998; Андреева, Обухов, 1999; Касумян, 2002; Kasumyan, 2004).
Зрение – ведущий орган чувств у многих видов рыб. Величина и расположение глаз у рыб разных видов значительно варьирует. У большинства рыб глаз сильно уплощен в направлении главной зрительной оси. Структура глаз рыб близка таковой других позвоночных. К характерным особенностям глаз рыб относится неспособность зрачка сжиматься под действием света, а также выдвинутый вперед шарообразный хрусталик, делающий глаз рыб перископическим, что позволяет улавливать не только прямые, но и косые лучи, увеличивая поле зрения до 160-170 по горизонтали и 150 по вертикали. Глаза многих рыб имеют зеркальце (tapetum), повторно отражающее на зрительные клетки свет, прошедший через сетчатку, которая соединяется с головным мозгом волокнами зрительного нерва (Бабурина, 1972; Кузьмина, 2015; 2019). Свет фокусируется на сетчатку, затем детектируется на фоторецепторы, представленные палочками и колбочками. Палочки функционируют при слабом освещении, в то время как колбочки – при ярком освещении и цветовом зрении (Rodieck, 1998). Важную роль играют пигменты сетчатки (родопсин, порфиропсин, иодопсин, цианопсин). Как правило, существует несколько типов колбочек, содержащих различные зрительные пигменты, характеризующиеся максимальным поглощением света в разных частях спектра (Yokoyama, 2008). У рыб одиночные колбочки чувствительны к коротким длинам волн, двойные колбочки восприимчивы к волнам большей длины. Поведенческие эксперименты показали, что рыбы могут распознавать определенные цвета (Бабурина, 1955; Gruber, 1975; Neumeyer, 1992; Pignatelli et al., 2010).
Вкусовая система рыб состоит из двух подсистем экстра- и интраоральной и служит для отбора пищи, а также для отказа от нежелательных элементов (Касумян, 2003; Escobar-Camacho, 2015). Вкус опосредуется вкусовыми рецепторами, представляющие собой вкусовые почки, расположенные в полости рта и глотки, на жаберных лепестках, усиках, плавниках, а у некоторых видов рыб – по всей поверхности тела (Kasumyan et al., 2003; Yasuoka et al., 2009). Вкусовые почки имеют овальную форму и включают три типа клеток: сенсорные, чувствительные и базальные (Kasumyan et al., 2003). Размер – 30-80 мкм в высоту и 20-50 мкм в ширину. Плотность расположения вкусовых почек варьирует в зависимости от вида рыб, размера особей и расположения рецептивных полей (Кузьмина, 2015; 2019).
Химическая информация, воспринимаемая вкусовыми клетками, передается в центральную нервную систему рыб по волокнам краниальных нервов (лицевого, языкоглоточного и блуждающего), которые проецируются в различные зоны мозга. Первый иннервирует преимущественно экстраоральные, два вторых – исключительно интраоральные рецепторы (Бодрова, 1965; Hara, 1971; Sorensen, Caprio, 1998). Размеры вкусовых центров и уровень их развития коррелирует с количеством вкусовых рецепторов, причем особенности их анатомии и цитоархитектоники связаны с таксономическим положением вида (Девицина, 2004, Девицина и др. 2011). Экспериментально выявлена функциональная разнокачественность интра- и экстраоральных вкусовых рецепторов (Касумян, 1999).
Предполагается, что основу хеморецепции составляет ольфакто-тригемино-вкусовой комплекс. Интеграция анализаторных систем на уровне их первичных сенсорных центров создает возможность формирования полимодальной динамичной единой хемосенсорной системы, в пределах которой может происходить регуляция работы составляющих ее элементов или замещение в случае утраты. При этом существование гетеросенсорных системных объединений в головном мозге рыб рассматривается как основа различных эколого-физиологических и поведенческих адаптаций (Девицина, 2004).
К хемосенсорным системам также относятся одиночные хемосенсорные клетки, расположенные в коже рыб (Finger, 1997; Коtrschal, 1996, Касумян и др., 2013; Девицина, и др. 2013; Кузьмина, 2015; 2019).
Слух. У рыб нет внешних слуховых отверстий, ушной раковины, улитки и основной мембраны, посредством которой происходит восприятие звука. Орган слуха (лабиринт), расположенный в задней части черепной коробки, также выполняет функции равновесия (Иванов, 2003; Kasumyan, 2005). Лабиринт у костистых рыб представлен горизонтальными и вертикальными полуокружными каналами, crus commune, macula neglecta, отолитовыми камерами utriculus, sacculus и lagena и эндолимфатическим мешком (Popper, et. al., 1999; McCormick, 1999; Kasumyan, 2005). В utriculus, sacculus и lagena располагаются отолиты (соответственно lapillus, sagitta, asteriscus). Отолиты рыб делятся на три типа в соответствии с их составом и внутренней структурой: цельные типичные, композиционные и твердые поликристаллческие, характерные для большинства видов рыб. Размер и форма отолитов варьируют как у рыб разных видов, так и в разных отолитных органах у представителей одного и того же вида рыб (Kasumyan, 2005).
Существуют два пути, с помощью которых рыба обнаруживает звук. Как правило, источник звука стимулирует внутреннее ухо непосредственно (Popper et al., 2000, 2011). Кроме того, существует косвенная стимуляция, осуществляемая акцессорными структурами, которые способствуют лучшему восприятию звуковой информации. Прежде всего, это плавательный пузырь, связанный с лабиринтом непосредственно или с помощью системы элементов (Kasumyan, 2005; Schulz-Mirbach, 2013; Кузьмина, 2019).
Осязание. Осязание включает тактильное чувство (кожную механорецепцию), терморецепцию (раздельное восприятие тепла и холода), ноцицепцию (восприятие боли) и ряд других ощущений, восприятие которых осуществляется тактильными органами у рыб. Тактильные органы рыб: усы, свободные лучи плавников, рострум, нерестовые бугорки, дермальные зубцы. Рецепторы соматовисцеральной системы (механо-, термо-, хемо-, ноци-) рассредоточены диффузно по всему телу и не образуют сенсорных органов, а их афферентные волокна не объединяются в специализированные нервы, располагаются диффузно по всему телу, их афферентные волокна не объединяются в специализированные нервы. Соматовисцеральная система включает чрезвычайно разнообразные и по структуре, и по функциональным особенностям рецепторные образования (Касумлян, 2011, Кузьмина, 2015; 2019). Особый интерес представляет интраоральная механорецепция рыб (Касумян, 2011, Kasumyan, 2012). Рецепторы ротовой полости, наряду с вкусовой системой, играют решающую роль в определение характеристик объектов питания, таких как твердость, пластичность, шероховатость поверхности и другие при глотании или отвергании объектов питания (Kasumyan, et al., 2003; Kasumyan, 2011).
Влияние фенола и его производных на организм рыб
Фенолы способны накапливаться в организме рыб и передаваться по трофическим цепям. Высокая степень биоаккумуляции фенолов в значительной степени обусловлена их липофильностью (Hori et al., 2006; Gad, Saad, 2008). Биоаккумуляция фенола рыбами зависит от различных факторов, в том числе пищевого поведения, скорости роста и температуры. Фенол проникает в организм рыб через поверхность тела, жабры и пищеварительный тракт. Основной орган, способствующий проникновению фенолов внутрь организма - жабры. После аварии на Череповецком металлургическом комбинате зимой 1987 г. у леща Abramis brama, синца Ballerus ballerus и плотвы R. rutilus из Шекснинского плеса Рыбинского водохранилища весной фенол обнаруживался во всех исследованных тканях (печени, почках и селезенке), летом - у всех видов рыб в селезенке, у плотвы R. rutilus лишь в почках (Микряков и др., 2001).
Установлено, что пребывание карпа Cyprinus carpio в воде, содержащей сублетальные концентрации фенола (1.5 и 3.0 мг/л) на протяжении 30 сут вызывает значительное увеличение его концентрации во всех рассматриваемых органах (печени, почках, мышцах и коже). Восстановление исходной концентрации фенола в тканях органов рыб наблюдается после их пересадки в чистую воду в течение 30 сут. При этом в случае поглощения фенола из воды, как правило, наблюдается более высокая его концентрация в жабрах. При поступлении фенола в организм рыб с пищей наиболее высокий уровень фенола обнаруживается в пищеварительном тракте (Sannadurgappa, Aladakatti, 2010). Иногда фенол в наибольшем количестве накапливается в печени, затем в порядке убывания - в жабрах, почках, селезенке, мышцах и кишечнике (Michaowicz, Duda, 2007).
При остром отравлении карпа C. carpio и пресноводной форели Salmo gairdneri фенолом (10 мг/л) его содержание в различных органах превышает таковое при хроническом отравлении (0.02 - 0.07 мг/л): в печени - 119, в жабрах - 17.7, в других внутренних органах - 7.9 мг/кг в первом случае, а также - от 2.0 до 3.0 мг/кг в зависимости от органа во втором (Грищенко и др., 1999). В результате пребывания нильской тилапии Oreochromis niloticus в течение 16 нед. в воде, содержащей сублетальные концентрации фенола (0.7, 1.4 и 2.8 мг/л или 1/40, 1/20 и 1/10 LC50), максимальное его накопление в печени, жабрах и мышцах составило 3.6, 5.0 и 18.3 мг/кг соответственно (Gad, Saad, 2008). Важно отметить, что в реках, не загрязненных фенолом, в теле плотвы R. rutilus его содержание обычно не превышает 0.3 мг/кг (Грищенко и др., 1999). Поскольку в доступной литературе нет сведений о влиянии фенола и его производных на пищевое поведение рыб, ниже приведены сведения, касающиеся их эффектов на разные системы организма рыб.
Влияние фенола и его производных на структуру органов и тканей рыб. При действии фенолов на организм рыб характерны дегенеративно-некробиотические изменения печени, гемопоэтической ткани почек и селезенки, сердечной мышцы, а также отложение желтого пигмента в миокарде, почках и селезенке. В жабрах отмечается отек ткани и набухание респираторного эпителия, а также нарушение микроструктуры жабр, в частности, слияние респираторных складок в результате гиперплазии эпителиальной выстилки, в коже - дистрофию эпидермиса и некроз (Mai, 2012). В присутствии фенола в воде наблюдается повреждение структуры и функции почек, в частности, нарушение структуры и транспортных функций эпителия почечных канальцев (McKim et al., 1999; Sannadurgappa et al., 2007; Bhattacharya et al., 2008; Sannadurgappa, Aladakatti, 2010; Mai, 2012). При концентрации в воде пентахлофенола (50 мкг/л) в печени и почках японской оризии Oryzias latipes отмечены гистологические поражения (Zha et al., 2006). Показано, что пентахлорфенол может вызывать морфологические изменения: деформацию желточного мешка, хвоста, сколиоз, отек перикарда, нарушения в развитии центральной нервной системы данио D. rerio (Cheng et al., 2015). Бисфенол А в высоких концентрациях (5–20 мг/л) обладает высокой токсичностью для эмбрионов и личинок, вызывая различные дефекты в развитии рыб: искривление позвоночника, перикардит, отек желточного мешка, дефекты в отолитах, отставание в развитии, может приводить к внезапной гибели (Bhandari et al., 2015). При этом бисфенолы А и S в очень низких концентрациях (0.0068 мкМ) вызывают активизацию нейрогенеза в гипоталамусе личинок данио на 180 и 240 % соответственно, что приводит впоследствии к их гиперактивному поведению (Kinch et al., 2015).
Влияние фенола и его производных на физиолого-биохимический статус рыб. Под действием фенола у карпа C. carpio значительно снижается содержание общего белка, углеводов и липидов в тканях печени, жабрах и мышцах, причем выраженность эффекта зависит от продолжительности экспозиции (Sannadurgappa, Aladakatti, 2010). Содержание нильской теляпии в присутствии фенола (0.7, 1.4 и 2.8 мг/л) в течение 16 нед. приводит к снижению темпов роста. При этом общее содержание холестерина и липидов, а также количество микроядер значительно увеличивается (Gad, Saad, 2008). В исследованиях, проведенных на карпе C. carpio, показано, что интенсивность детоксикации бисфенолов в кишечнике зависит от уровня активности фермента уридин-5-дифосфат глюкуронилтрансферазы. Максимальная активность фермента отмечена в проксимальном отделе кишечника, минимальная - в дистальном. При этом активность фермента выше в летний период года по сравнению с зимним (Daidoji et al., 2006). Производные фенола (бисфенол А и 2,4-дихлорфенол) оказывают негативное влияние на метаболизм липидов (Luo et al., 2005; Wu et al., 2011; Guan et al., 2016). При исследовании китайского гольяна Gobiocypris rarus показано, что под влиянием бисфенола А (15 мкг/л) бисфенол А приводит к увеличению содержания триглицеридов в крови в результате его действия на ферментативную активность и экспрессию генов, участвующих в этом процессе (Guan et al., 2016).
Влияние фенолов на онтогенез рыб. Показано, что воздействие на родительских особей влияет на скорость вылупления эмбрионов. В частности, при исследовании данио установлено, что действие 2,4-дихлорфенола в течение 21 сут приводит к снижению скорости вылупления эмбрионов первого поколения (Ma et al., 2011). Степень токсичность фенолов в значительной мере зависит от этапа развития рыб. Присутствие фенолов в водной среде рыб замедляет рост эмбрионов, нарушая энергетический обмен на клеточном уровне, вызывает эндокринные нарушения и нарушения нейрогенеза (Fei et al., 2010; Wu et al., 2011; Xu et al., 2014; Maradonna et al., 2014; Kinch et al., 2015; Bestman et al., 2015; Birceanu et al., 2015).
Поскольку воздействие фенолов на эмбрионы рыб на стадии зиготы обычно приводит к летальному эффекту, исследования, в основном, проводят на стадии гаструлы, через 8 ч. после оплодотворения (Lpez-Romero et al., 2012). Выявлен дозозависимый токсический эффект пентахлорфенола (0.20-50 мкг/л) на развитие эмбрионов на стадии гаструляции, связанный со значительным изменением уровня экспрессии генов, участвующих в энергетическом метаболизме: в клетках эмбрионов наблюдается активация гликолиза и ингибирование окислительного фосфорилирования (Xu et al., 2014).
Экспозиция эмбрионов данио D. rerio в присутствии пентахлорфенолов в концентрации более 10 мкг/л приводит к снижению выхода личинок до 30% и их выживаемости на 25% (Cheng et al., 2015). У японской оризии, подвергнутой действию пентахлорфенола в концентрации, не превышающей 200 мкг/л, наблюдается снижение выхода личинок практически на 40%, а также увеличение времени их вылупления на 34% (Zha et al., 2006). Это может быть связано с тем, что пентахлорфенолы снижают продукцию АТФ у эмбрионов рыб в результате ингибирования экспрессии генов, связанных с окислительным фосфорилированием. При этом эмбриональная смертность рыб обусловлена главным образом ингибированием активности митохондриальной АТФ-азы (Xu et al., 2014).
Содержание хлорфенолов в водной среде в высокой концентрации (более 20 мкг/л) приводит к смертности личинок форели Oncorhynchus mykiss (Walbaum, 1792), которая обусловлена снижением потребления кислорода тканями и понижением метаболизма во всех тканях организма (Brodeur et al., 2001). В высоких концентрациях (5–20 мг/л) бисфенол А обладает индуцированной токсичностью для эмбрионов и личинок и вызывает различные дефекты в развитии рыб, такие как искривление позвоночника, перикардит, отек желточного мешка, отставание в развитии, дефекты в отолитах (Bhandari et al., 2015). В некоторых случаях личинки рыб более чувствительны к фенолам, чем эмбрионы того же вида (Owens, Baer, 2000) что, по-видимому, связано с мембраной яйца, защищающей эмбрион от потенциально вредных влияний (Lubzens et al., 2010).
Влияние поступающего с пищей цинка и меди на пищевое поведение карпа
В начале опыта время нахождения рыб контрольной группы в стартовой камере составляло 1.4±0.2 с. Для лучшего восприятия материала, эти и другие данные ежедневных наблюдений были усреднены по декадам. В течение 1-й декады от начала опыта значения t1 у рыб, получавших с кормом Zn, фактически не изменились, у рыб, получавших Cu – увеличились на 29% по сравнению с контролем (табл. 1). Как показывает таблица, в течение 2-й декады значения t1 в контроле несколько снизились, а под влиянием Zn и Cu увеличились на 55 и 73% по сравнению с контролем. В дальнейшем у рыб 1-й группы наблюдалось последовательное уменьшение показателя до уровня, близкого к контрольному, а у рыб 2-й группы – увеличение с максимумом в период 20-30 сут. наблюдения (на 92% по сравнению с контролем, P 0.001). Затем у рыб, получавших Cu, наблюдалось постепенное снижение величины t1, не достигающее контрольного уровня – значения t1 у рыб этой группы были статистически значимо (P 0.01) выше (на 55%), чем у рыб контрольной группы.
В наибольшей степени Zn и Cu влияют на латентное время питания рыб. В начале опыта величина t2 у рыб контрольной группы составляла 12.4 ± 3.7 с; у рыб, получавших с кормом Zn и Cu, в течение 1-й декады от начала опыта значения t2, увеличились по сравнению с контролем на 39 и 577%.
В последующие сроки наблюдения величина этого показателя в 1-й группе возрастала, а начиная с 4-й декады, снижалась по сравнению с предыдущим сроком наблюдения. У рыб 2-й группы, напротив, в течение 2-й и 3-й декад наблюдалось снижение t2 по сравнению с предыдущим сроком наблюдения и последующий подъем с максимумом в течение 5-й декады на 613% по сравнению с контролем.
Потребление корма под действием Zn и Cu также изменялось разнонаправлено. В начале опыта у рыб контрольной группы оно составило 6.6±1.6 личинок хирономид. Важно отметить, что потребление корма у рыб контрольной группы последовательно увеличивалось до 22 личинок хирономид. При этом в течение 1-й декады у рыб, получавших с кормом Zn, оно увеличились по сравнению с контролем на 39% (Р 0.01), у рыб, получавших с пищей Cu, – уменьшились по сравнению с контролем на 29% (Р 0.01). В последующие сроки у рыб, получавших с кормом Zn, величина показателя, как и в контроле, увеличивалалась, но эффект снижался. У рыб, получавших с пищей Cu, на протяжении всего эксперимента наблюдалось периодическое разнонаправленное изменение потребления корма – снижение в течение 1-й декады, подъем в течение 2-й декады и почти последовательное снижение до конца опыта.
Данные по влиянию Zn и Cu на пищевую активность карпа хорошо согласуются с результатами других исследований, свидетельствующими о негативном действии тяжелых металлов на пищевое поведение рыб (Касумян, Морси, 1998; Sandheinrich, Atchison, 1989; Kvecses et al., 2005; Кузьмина, Шишин, 2007; Kuz mina, 2011). При обсуждении приведенных данных важно учитывать то обстоятельство, что ранее исследовалось влияние солей металлов, растворенных в воде, и действующих преимущественно на сенсорные системы. При этом ионы Zn и Cu не только влияли на пищевое поведение рыб, но значительно изменяли структурные и функциональные характеристики сенсорных систем (Касумян, 2001).
Особенность данной работы состоит в том, что изучалось действие ионов Zn и Cu, содержащихся в пище. Как подчеркивалось во введении, Zn и Cu поступают в организм рыб с водой и пищей (Остроумова, 2001; Bury et al., 2003). В кишечнике металлы абсорбируются при участии аминокислот, главным образом гистидина и цистеина (Hardy et al., 2000; Bury et al., 2003). В цитоплазме эпителиоцитов ионы Zn связываются с металлотионеинами или при помощи специализированного транспортера переносятся через базальную мембрану в постэпителиальные слои (Bury et al., 2003). Поступающие в эпителиоциты ионы Cu связываются внутриклеточными металлошаперонами, которые способствуют ее переносу к базолатеральной мембране и высвобождению при помощи экзоцитоза. Поступающая во внутреннюю среду Cu аккумулируется в печени (Bury et al., 2003). Более выраженное влияние Cu на пищевое поведение рыб по сравнению с Zn может быть связано с тем, что Zn является одним из наиболее сильных индукторов металлотионеинов, а Cu – самым слабым (Pourang et al., 2004).
Помимо этого следует отметить разную динамику исследованных показателей. По всей вероятности, это связано с разной скоростью абсорбции Zn и Cu в кишечнике. При этом увеличение латентного времени питания и рациона рыб в присутствии Zn к концу опыта может быть напрямую связано с увеличением концентрации металлотионеинов в эпителиоцитах. Известно, что максимальное увеличение концентрации металлотионеинов в печени ювенильных особей кижуча Oncorhynchus kisutsch наблюдается через 4 (McСarter, Roch, 1983) или 6 нед. (McСarter et al., 1982), затем отмечается стабилизация показателя (McСarter et al., 1982). В то же время колебательный характер динамики этих показателей может быть связан с изменением концентрации металлотионеинов в печени, кишечнике и других тканях. На примере ювинильных особей кижуча показано, что при действии сублетальной концентрации Cu (150 мкг/л в течение 7 сут.) период полураспада металлотионеинов равен 30 сут. (McCarter, Roch, 1984). Увеличение потребления корма рыбами может быть также обусловлено тем, что длительная экспозиция рыб в воде, содержащей металлы, как это было показано на примере Cu (Handy, 2003), приводит к значительному снижению уровня в мозге серотонина, являющегося ингибитором потребления корма (Кузьмина, Гарина, 2013; Kuz mina, 2018). При этом колебательный характер динамики ряда показателей позволяет предположить, что тяжелые металлы действуют на пищевое поведение рыб по типу стресс-реакции.
Влияние Раундапа на активность пептидаз слизистой оболочки и химуса кишечника у типичных и факультативных ихтиофагов
Активность пептидаз слизистой оболочки кишечника у контрольных рыб разных видов значительно различается: у щуки соответствует 2.99+0.21, у окуня -5.15+0.06, у судака - 9.52+0.33 мкмоль/(г.мин). При этом характер влияния гербицида на уровень ферментативной активности слизистой у рыб этих видов также различен (рис. 6.3).
Как показывает рисунок, у судака S. lucioperca, начиная с концентрации Раундапа 0.1 мкг/л, наблюдается последовательное увеличение ингибиторного эффекта на активность пептидаз (от 14 до 50%). При концентрации Раундапа 100 мг/л уровень активности пептидаз у судака 5. lucioperca (4.78+0.17 мкмоль/(г-мин)) был в 2 раза ниже сравнению с контролем. Однако у окуня Р. fluviatilis и щуки Е. lucius при концентрации препарата 0.1 мкг/л отмечается достоверная стимуляция: +47.6 и +48% соответственно.
Обозначения: по оси абсцисс - концентрация раундапа: 1 - 0; 2 - 0.1, 3 - 1, 4 10,. 5 - 25, 6 - 50, 7 - 100 мкг/л. По оси ординат - активность пептидаз, мкмоль/(г-мин). Различия по сравнению с контролем статисчески значимы при: р 0.05, р 0.01, р 0.001.
Затем наблюдается возвращение к норме и лишь при более высоких концентрациях Раундапа - смена эффекта. При концентрации препарата 50 мкг/л уровень активности пептидаз у щуки Е. lucius соответствовал 2.50+0.30 мкмоль/(г-мин). В результате смены эффекта степень снижения ферментативной активности по сравнению с предыдущей концентрацией (25 мг/л) оказалась более значительной, чем по сравнению с контролем - активность пептидаз уменьшилась на 22.7 и 16.4% соответственно. Активность пептидаз слизистой оболочки окуня P. fluviatilis при концентрации Раундапа 50 мг/л подавлялась на 31.9 % - до 2.60+0.11 мкмоль/(г.мин). Данные для концентрации препарата 100 мкг/л по техническим причинам не получены.
Уровень активности пептидаз химуса в контроле у щуки Е. lucius и судака S. lucioperca выше, чем таковой в слизистой оболочке: 15.19+0.24 и 14.14+0.22 мкмоль/(г-мин) соответственно. У окуня P. fluviatilis химус в кишечнике отсутствовал. В отличие от слизистой, характер влияния Раундапа на активность пептидаз химуса у типичных ихтиофагов достаточно близок. В обоих случаях наблюдается последовательное увеличение ингибиторного эффекта.
Обозначения: по оси абсцисс – концентрация раундапа: 1 – 0; 2 - 0.1, 3 - 1, 4 - 10,. 5 – 25, 6 – 50, 7 – 100 мкг/л. По оси ординат - активность пептидаз, мкмоль/(г.мин). Различия по сравнению с контролем статисчески значимы при: p 0.05, p 0.01, p 0.001.
Однако у щуки E. lucius первое достоверное снижение показателя по сравнению с контролем наблюдается при концентрации препарата 1.0, у судака S. lucioperca – 10 мг/л. При концентрации Раундапа 100 мкг/л уровень ферментативной активности у щуки E. lucius снижается до 9.56±0.23, у судака S. lucioperca – до 7.07±0.17 мкмоль/(г.мин), на 37 и 50% соответственно. При этом у судака S. lucioperca в случае слизистой оболочки достоверный эффект при р 0.05 отмечен при концентрации Раундапа 0.1 мг/л, при р 0.001 – при концентрации 25 мкг/л и выше, в случае химуса лишь при 3-х высоких концентрациях препарата (при р 0.001). Важно отметить, что у щуки E. lucius и окуня P. fluviatilis при низких концентрациях Раундапа (0.1-1 мкг/л) наблюдается увеличение активности протеиназ слизистой оболочки кишечника, достоверное при минимальной дозе препарата.